JoVE Journal > Immunology and Infection
概要
Abstract
Introduction
Protocol
結果
Discussion
開示
Acknowledgements
Materials
参考文献
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
免疫学と感染

Полевой посмертный бешенство Быстрый иммунохроматографический диагностический тест для ресурсно-ограниченных настроек с дальнейшим молекулярным применением

Published: June 29, 2020
doi:
10.3791/60008
, , , , , , , , , , , , , , , ,
1Unit Lyssavirus Epidemiology and Neuropathology, National Reference Center for Rabies and WHO Collaborating Center for Reference and Research on Rabies,Institut Pasteur, 2Environment and Sustainability Institute,University of Exeter, Penryn Campus, 3Institut de Recherche en Elevage pour le Développement, 4Laboratoire Central Vétérinaire, 5Direction des Services Vétérinaires, 6Ecole Inter Etats de Sciences et de Médecine Vétérinaires de Dakar, 7Laboratoire Central Vétérinaire de Bingerville,Laboratoire National d’Appui au Développement Agricole Bingerville, 8FAO Reference Centre for Rabies,Istituto Zooprofilattico Sperimentale delle Venezie, 9Swiss Tropical and Public Health Institute, 10University of Basel, 11Institut National de Recherche Biomédicale

概要

Мы представляем полный протокол для посмертной диагностики бешенства животных в полевых условиях с помощью быстрого иммунохроматографического диагностического теста (RIDT), от биопсии мозга выборки до окончательной интерпретации. Мы также описываем дальнейшие приложения с использованием устройства для молекулярного анализа и вирусного генотипирования.

Abstract

Функциональные системы эпиднадзора за бешенством имеют решающее значение для предоставления надежных данных и повышения политической приверженности, необходимой для борьбы с болезнями. На сегодняшний день животные, подозреваемые в бешенстве-положительном, должны быть представлены на посмертное подтверждение с использованием классических или молекулярных лабораторных методов. Однако большинство эндемичных районов находятся в странах с низким и средним уровнем дохода, где диагностика бешенства животных ограничивается центральными ветеринарными лабораториями. Низкая доступность инфраструктуры эпиднадзора приводит к серьезному занижению данных о болезнях из отдаленных районов. Недавно было разработано несколько диагностических протоколов, требующих низкой технической экспертизы, что дает возможность установить диагностику бешенства в децентрализованных лабораториях. Мы представляем здесь полный протокол полевой посмертной диагностики бешенства животных с помощью быстрого иммунохроматографического диагностического теста (RIDT), от выборки биопсии мозга до окончательной интерпретации. Мы завершаем протокол, описывая дальнейшее использование устройства для молекулярного анализа и вирусного генотипирования. RIDT легко обнаруживает вирус бешенства и другие лиссавирусы в образцах мозга. Принцип таких тестов прост: материал мозга наносится на тест-полоску, где золотые конъюгированные антитела связываются специально с антигенами бешенства. Антиген-антитела комплексы связывают далее к фиксированным антителам на линии испытания, в результате чего четко видна фиолетовая линия. Вирус инактивируется в тест-полоске, но вирусная РНК может быть впоследствии извлечена. Это позволяет безопасно и легко отправляться в оборудованную лабораторию для подтверждения и молекулярного ввода пробов, а проема, а не образец инфекционного мозга. Основываясь на изменении протокола производителя, мы обнаружили повышенную чувствительность к тестам, достигающую 98% по сравнению с методом ссылки на золотой стандарт, прямым тестом на антитела к иммунофлуоресценции. Преимущества теста многочисленны: быстрая, простая в использовании, низкая стоимость и отсутствие требований к лабораторной инфраструктуре, такой как микроскопия или соответствие холодильных цепей. RIDTs представляют собой полезную альтернативу для областей, где справочные методы диагностики не доступны.

Introduction

Собачье бешенство является основной причиной бешенства человека, во всем мире ответственность за около 59000 смертей человека в год, почти все происходят в странах с низким и средним уровнем дохода (LMICs) в Азии и Африке1. Основным этиологическим агентом является нейротропический собачий вирус классического бешенства (RABV, семейство Rhabdoviridae, род лиссавирус,вид лиссавируса бешенства). Тем не менее, другие связанные с бешенством лиссавирусы, в основном циркулирующие в видах летучих мышей, также вызывают болезнь2,3. В пострадавших регионах эпиднадзор за болезнями и борьба с ней часто затрудняются низкоуровневой политической приверженностью, вероятно, из-за отсутствия достоверных данных4,,5,,6. Одной из причин занижения данных о болезнях является отсутствие лабораторной диагностики, отчасти из-за ограниченного доступа к оборудованным лабораториям и подготовленного персонала, а также трудностей с отгрузкой образцов. Лабораторная диагностика необходима для подтверждения случаев бешенства и дополнительно позволяет генетическую характеристику участвующих штаммов, обеспечивая понимание передачи вируса на региональном уровне4,,5,,7.

Нынешние золотые стандарты для диагностики посмертного бешенства, одобренные Как Всемирной организацией здравоохранения (ВОЗ) и Всемирной организацией по охране здоровья животных (OIE), являются прямым тестом флуоресцентных антител (DFAT), прямым экспресс-тестом иммуногистохимии (DRIT) и молекулярными методами (например, обратная транскрипционная полимераза цепная реакция (RT-PCR))4,8. Однако надлежащее применение в LMICs остается ограниченным из-за неадекватных лабораторных помещений с несовместимым энергоснабжением, неохлажденными образцами транспорта и отсутствием системы управления качеством. Поскольку диагностика бешенства животных, как правило, проводится только в центральных ветеринарных лабораториях в ЛПМХ, имеющиеся данные эпиднадзора в основном отражают ситуацию с бешенством в городских районах.

Недавно разработанные низкотехнологичную диагностические альтернативы предоставляют возможности для установления диагностики бешенства в отдаленных районах и децентрализованных лабораторий по бешенству4,,8,,9. Быстрый иммунохроматографический диагностический тест (RIDT) является боковой тест потока на основе иммунохроматографии с использованием золота конъюгированных антител детектор и является очень перспективным бешенства диагностический инструмент10,11,12,13. Принцип прост: после разбавления, мозг материал смешивается в при условии буфера, и несколько капель применяются на тест-полоске, где золото конъюгированных моноклональных антител связываются специально с антигенами бешенства, в основном нуклеопротеины(Рисунок 1). Антиген-антитела комплексы затем проходят боковой миграции потока, связывание на испытательной линии (T-line) к фиксированным антителам против антигенов бешенства, в результате чего четко видны фиолетовые линии. Оставшиеся золотые конъюгированные антитела, не привязанные к антигенам бешенства, продолжают мигрировать и фиксироваться в мембране с помощью дополнительных целевых антител, в результате чего четко видна фиолетовая линия управления (C-line).

Одношаговый, недорогой метод является быстрым, чрезвычайно простым и не требует дорогостоящего оборудования или специальных условий хранения. С изменением протокола производителя для устранения шага разбавления, почти все оборудование и реагенты, необходимые для выполнения теста, включены в комплект14. Результат читается через 5-10 минут без микроскопа. Это является основным преимуществом перед тестом DFAT, который требует флуоресценции микроскопа и иммунофлуоресценции конъюгации, наряду с рефрижераторной транспортировки и хранения образцов. Даже тест DRIT, который может быть выполнен с помощью светового микроскопа, требует непрерывной холодной цепи для хранения антител к бешенству, которые также еще не доступны на коммерческой основе. По сравнению с ДРИТ, РИДТ не требует токсичных химических веществ, что является особым преимуществом в странах, где утилизация отходов плохо регулируется. Быстрый тест занимает меньше времени при гораздо более легкой интерпретации по сравнению с тестами золотого стандарта DFAT и DRIT. Это позволяет проводить тестирование на месте персоналом с ограниченным техническим опытом.

На основе этих тестовых свойств, быстрая диагностика подозреваемых животных в отдаленных районах становится возможным, облегчая осуществление постпознания профилактики (PEP) для подвергшихся воздействию людей как можно скорее. Кроме того, в дистанционной транспортировке образцов бешенства не требуется, что приводит к улучшению качества проб на момент тестирования. Тем не менее, результаты, полученные с тестами RIDT в настоящее время должны быть подтверждены с помощью эталонного диагностического теста, такого как DFAT или DRIT.

Были оценены методы RIDT для выявления РАБВ и других лиссавирусов. Одно из первых исследований было проведено корейскими исследователями в 2007году 10. По сравнению с методом DFAT, в 51 образце животных и 4 изолятах RABV, RIDT показал чувствительность и специфичность 91,7% и 100%, соответственно. Эти результаты были позже подтверждены 110 образцами мозга животных из Кореи, с чувствительностью и специфичностью, по сравнению с DFAT, 95% и 98,9%, соответственно15. Совсем недавно, другие исследования оценили производительность этого RIDT с использованием вирусных изолятов и / или инфицированных образцов мозга из различных животных с различным географическим происхождением. Группа из 21 образцов, в том числе африканских RABV и других африканских лиссавирусов (duvenhage вирус (DUVV), Лагос летучая мышь вирус (LBV) и вирус Мокола (MOKV)), были успешно обнаружены, с чувствительностью 100% по сравнению с DFAT16. Аналогичная высокая чувствительность (96,5%) и специфичность (100%) значения были получены из панели из 115 образцов мозга из Эфиопии17. Другое исследование оценило европейские изоляты RABV, два других европейских лиссавируса (европейский лиссавирус летучих мышей типа 1 (EBLV-1) и тип 2 (EBLV-2)), и австралийский лиссавирус летучих мышей (ABLV)18. На основе анализа 172 образцов мозга животных, комплект RIDT имел 88,3% чувствительность и 100% специфичность по сравнению с DFAT, и три связанных с бешенством лиссавирусов были успешно обнаружены. В этом изучении, некоторые из ложных отрицательных результатов пришли от образцов мозга, сохраненных в буфере глицерола, предлагая что неправильное удаление глицерола повлияло на капиллярный поток или связывание антитела. Недавний анализ 43 клинических образцов австралийских летучих мышей подтвердил предыдущие результаты испытаний, с полным согласованием DFAT19. Два исследования были проведены в Индии с использованием RIDT на ограниченном количестве клинических образцов (11 и 34 образцов). По сравнению с DFAT, чувствительность была между 85,7% и 91,7% и специфичность была 100%20,21. Другая оценка этого комплекта с использованием 80 образцов мозга животных из Африки, Европы и Ближнего Востока получила полное соответствие с DFAT для специфичности (100%) но более высокая чувствительность (96.9%) по сравнению с предыдущими исследованиями22. В недавнем межлабораторном сравнении этого RIDT, выполненного в 22 различных лабораториях с использованием панели из 10 образцов, общее соответствие составило 99,5%23.

Только одно недавнее многоцентрическое исследование показало неудовлетворительную общую производительность RIDT24. Были протестированы образцы из трех различных наборов данных, которые обеспечивали переменную чувствительность и значения специфичности по сравнению с DFAT. Например, чувствительность и специфичность, полученные с помощью первой панели (n’51) и второй панели (n’31) образцов экспериментальных инфицированных животных, все они были протестированы в лаборатории А, дали чувствительность 16% и 43%, соответственно, в то время как специфичность была 100% для обоих. И наоборот, результаты третьей панели (n’30) полевых клинических образцов, проанализированных лабораторией В, обеспечили полное соответствие с результатами DFAT, что было дополнительно почти полностью подтверждено лабораторией А (85% чувствительности и 100% специфичности). Вариант пакетов к пакету был предложен в качестве возможного объяснения колебания относительно низкой чувствительности с RIDT24.

В то же время, другое исследование провело аналогичный процесс проверки выше описанного RIDT, с модификацией производителя рекомендовал протокол14. Предразбовывание шаг (1:10) в PBS был опущен во время подготовки материала мозга. Основываясь на этом более простом измененном протоколе, авторы получили чувствительность и специфичность 95,3% и 93,3%, соответственно, по сравнению с DFAT путем тестирования, в лабораторных условиях, набор данных 73 образцов мозга животных, естественно или экспериментально инфицированных различными штаммами RABV. В исследовании была представлена первая оценка этого RIDT в полевых условиях (Чад, Африка). В 48 клинических образцах мозга чувствительность и специфичность составляли 94,4% и 100% соответственно. Расхождения между DFAT и RIDT были вызваны ложными положительными результатами с DFAT, определяемыми после подтверждения RT-PCR. Когда эти результаты были удалены, было полное соответствие, и это показало, что RIDT был более надежным, что DFAT в этих условияхполя 14. С помощью измененного протокола не наблюдалось вариаций между партиями и пакетами. Когда измененный протокол был применен к небольшому числу различных образцов DFAT/RIDT (n’8) в исследовании Eggerbauer et al.24,все были найдены согласованными (100% чувствительность).

Другим важным преимуществом RIDT является вторичное использование для обнаружения вирусной РНК, зафиксированной на полосе с использованием молекулярных методов (таких как RT-PCR) и последующего генотипирования14,24. После шага по извлечению, L’chenne и др.14 продемонстрировали вирусную РНК, зафиксированную на мембране устройства Anigen с использованием RT-PCR с чувствительностью 86,3% в панели из 51 образца (включая 18 образцов, протестированных и отправленных из Чада при температуре окружающей среды). Последующий генотипирование было возможно в 93% из 14 проверенных образцов. Секвенирование Сангером Ампликонов ПЦР длиной не менее 500 нуклеотидов. В дополнение к изолятам RABV, тест обнаружил четыре других вида лиссавируса, DUVV, EBLV-1, EBLV-2 и Лиссавирус летучей мыши Bokeloh (BBLV), во время полностью согласованного международного межлабораторного теста14. Чувствительность обнаружения вирусной РНК была еще выше (100%) в исследовании Eggerbauer и др., на основе лабораторных образцов экспертизы24. Последнее исследование также показало, что буфер, используемый в комплекте RIDT инактивированного вируса. Таким образом, устройства могут быть отправлены легко, при температуре окружающей среды без конкретных мер предосторожности биобезопасности для справочных лабораторий, для молекулярного подтверждения и генотипирования.

Основываясь на предыдущих оценках, инструменты RIDT предлагают многочисленные преимущества для использования в полевых условиях, особенно когда методы эталонной диагностики отсутствуют. Тем не менее, этот тест также имеет некоторые ограничения, в частности, низкая чувствительность обнаружения антигена14,24. Тест применим для образцов, содержащих большое количество вирусных антигенов, таких как образцы мозга. Тем не менее, это не подходит для других образцов, таких как слюна или другие жидкости организма. Другим недостатком является стоимость устройства (около 5-10 евро в Европе), которая дешевле по сравнению со стоимостью выполнения DFAT, RT-PCR или DRIT, но которая по-прежнему остается высокой для LMICs. Однако дальнейшее развитие и проверка аналогичных РИДТ от других компаний может привести к снижению цен. В одном исследовании сообщалось о вариациях пакетов к пакету. Хотя о ней не сообщают другие, строгий контроль качества, тем не менее, должен быть выполнен при тестировании новой партии, как и для любого реагента, используемого в среде управления качеством. Использование измененного протокола не было изменено при использовании различных партий14. Все, кроме одного исследования, показали, что чувствительность RDIT была высокой по сравнению с DFAT (около 90%-95%). Поскольку бешенство всегда приводит к летальному исходу, по-прежнему настоятельно рекомендуется подтвердить любые отрицательные результаты с ПОМОЩЬЮ эталонного диагностического теста, такого как DFAT, DRIT или RT-PCR14.

В этой рукописи мы представляем полный протокол полевой посмертной диагностики бешенства животных на основе примера коммерциализированного RIDT, от сбора образцов мозга до применения измененного протокола по сравнению с рекомендациями производителя (которые ранее были проверены14)и последующего молекулярного анализа. Этот протокол неоднократно применялся и подтверждался в полевых условиях в Западной и Центральной Африке, где RIDT регулярно использовался для диагностики бешенства наряду с тестом DFAT. Кроме того, мы демонстрируем второе приложение для устройства, в лабораторных условиях, для извлечения и обнаружения с помощью RT-PCR вирусной РНК, закрепленной на устройстве.

Protocol

1. Сбор образцов через форамен магнум (затылчный маршрут)25 ПРИМЕЧАНИЕ: Этот метод может быть реализован в лабораторных условиях или в полевых условиях. Образцы должны быть обработаны как можно скорее после смерти подозреваемого животного или храниться при прохладной температуре (по возможности в холодильнике или заморозке), чтобы избежать разложения, которое может повлиять на результаты. Как и другие методы отсчета, основанные на обнаружении лиссавирусных антигенов, таких как DFAT и DRIT, разложившиеся образцы не должны быть проверены, поскольку это может повлиять на результат (риск ложного отрицательного результата). ВНИМАНИЕ: Все образцы следует рассматривать как потенциально инфекционные. Правила безопасности и процедуры должны строго соблюдаться, даже в полевых условиях4. В частности, носите соответствующее средства индивидуальной защиты, включая маску, очки, перчатки и лабораторное пальто. Используйте соответствующие дезинфицирующие средства для обеззараживания материалов и образцов (например, гипохлорит натрия с рекомендуемыми разбавлениями производителя, 70% спирта – этанол или изопропанол, 1% мыльный раствор). Весь персонал, обрабатый образцы, должен быть вакцинирован против бешенства. Удалите голову животного ножом перед первым шейным позвонком (атласным позвонком), чтобы получить доступ к форамен магнуму.ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы свести к минимуму инфекционный аэрозоль, избегайте использования ручной пилы или аналогичного инструмента. Соберите ствол мозга (медулла продолговата) образец с использованием одноразового пластикового пипетка (Рисунок 2A), питьевой соломы (Рисунок 2B), зажим (Рисунок 2C) или капельницы (поставляется с RIDT) (Рисунок 2D).ПРИМЕЧАНИЕ: При сборе образца необходимо уделить особое внимание, поскольку это крайне важный шаг для надежности результатов. В дополнение к связанному видео, которое показывает простым способом, как собрать часть ствола мозга интерес, учебный шаг настоятельно рекомендуется, чтобы убедиться, чтобы собрать правильный анатомический раздел. Дополнительно и в дополнение к стволу мозга (медулла продолговата), собирать другие части ствола мозга или мозга (мозжечок, гиппокамп, таламус и кора) по той же затылочной маршрут, нажав и вращая пластиковые пипетки или соломы к глазнице(Рисунок 3). При использовании соломы или пипетки аккуратно сожмите ее, чтобы депонировать образец мозга (0,5-2 г) в трубку для последующего анализа и/или биобанкинга.ПРИМЕЧАНИЕ: Пример хранения глицерол не рекомендуется, так как это, кажется, влияет на капиллярный поток или шаг связывания антител RIDT18. 2. Исполнение измененного протокола RIDT14 ПРИМЕЧАНИЕ: Эта модификация опускает шаг разбавления (1:10) в PBS, как указано в протоколе производителя (все версии), и может быть реализована в лабораторных или полевых настройках. Используйте тампон/капельник, чтобы собрать эквивалент половины арахиса или гороха (0,1-0,5 г) материала мозга и поместить его в трубку буферного образца.ПРИМЕЧАНИЕ: Для измененного протокола все реагенты/расходные материалы включены в комплект (не требуется PBS или дополнительная трубка)(рисунок 4). Документируйте номер пакета комплекта и проверяйте действительность срока годности. Тщательно раздавить мозг материала непосредственно в трубке с тампоном или капельницы около 30 с до однородной подвески не будет получена.ПРИМЕЧАНИЕ: Буферная реакция инактивирует инфекциву вируса в условиях протоколапроизводителя 24. Используя капельку, внести четыре капли (примерно 100 мл) подвески в вход образца на испытательном устройстве. Дождитесь полной миграции выборки (1-5 мин) перед чтением тестового устройства. Миграция должна начаться быстро после внесения образца (1-5 мин). В случае задержки (из-за высокой вязкости подвески) или для ускорения начала миграции, аккуратно поцарапайте дно места депозита устройства капелькой (1-5 раз) и в итоге добавьте еще 1-2 капли. Миграция должна начаться сразу после этого. Прочитайте результат теста в окне обнаружения через 5-10 мин и не более 20 мин после окончания миграции. Интерпретировать результат на основе наличия или отсутствия линии управления (C-line) и тестовой линии (T-line) (фиолетовые линии) в окне обнаружения, согласно рисунку 5. Рассмотрим пример положительный, когда две линии видны (Рисунок 5A), отрицательный, если только C-линия присутствует(рисунок 5B) и недействительными, если только T-линия присутствует или если нет линий видны (Рисунок 5C).ПРИМЕЧАНИЕ: Недействительные результаты должны быть повторены по крайней мере один раз. Другие методы должны быть выполнены, если результаты остаются недействительными. Отрицательные результаты, полученные с ПОМОЩЬЮ RIDT, должны быть впоследствии подтверждены с помощью метода ссылки золотого стандарта, такого как DFAT, DRIT и молекулярные методы (полимеразная цепная реакция или ПЦР). Несмотря на то, что чувствительность этого теста высока (см. репрезентативные результаты), она не составляет 100%. Храните использованные устройства при комнатной температуре или храните в холодильнике/заморозке, когда это возможно, для последующего молекулярного анализа (см. раздел 4). Заморозить оставшуюся суспензию образца при -20 градусов по Цельсию/-80 градусов в буферной трубке, чтобы повторить тест, если это необходимо, или для последующего молекулярного анализа. 3. извлечение и обнаружение РНК РТ-qPCR с устройства RIDT ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг может быть реализован только в лабораторных условиях с адаптированной средой и подходящим оборудованием для молекулярной диагностики. Это может быть сделано вскоре после теста RIDT или ретроспективно на архивных устройствах RIDT, хранящихся при комнатной температуре (15-30 градусов по Цельсию), охлажденных или замороженных. Добыча РНКПРИМЕЧАНИЕ: Для мониторинга шага экстракции рекомендуется использовать внутренний контроль, который может быть эндогенной мРНК (например, экзогенный контроль (например, синтетическая РНК eGFP) непосредственно шипами в образец во время первых шагов извлечения26,27. Аккуратно откройте устройство и удалите фильтровальную бумагу. Вырезать площадь депозита образца и поместить его в трубку, содержащую 1 мл Tri-Реагент LS. Инкубировать на RT в течение 1 часа с нежным регулярным ручным возбуждением. Выполните добычу в соответствии с рекомендациями производителя, как описано ранее27. На этом этапе может быть добавлен экзогенный внутренний контроль. В ходе процесса, добавить 2 МЛ гликогена для облегчения осадков РНК, в соответствии с рекомендациями производителя. Отрегулируйте окончательный объем для респенсации РНК в воде без нуклеазы, с объемом 50 МЛ, обычно используемым.ПРИМЕЧАНИЕ: В конце шага центробежища для аквемного и органического разделения фазы (после добавления 200 мл хлороформа в Tri-Reagent LS), кусок мембраны от устройства будет находиться в нижней части трубки и не мешать сбору верхней аквеозной фазы. Кроме того, могут быть использованы другие простые и быстрые протоколы, например, с использованием реагентов на основе фенола и кремнеземных мембран28. Обнаружение по РТ-qPCR26ПРИМЕЧАНИЕ: Обнаружение потенциальной вирусной РНК, присутствующая в извлеченных образцах, может быть сделано с использованием различных молекулярных методов, таких как обратная транскрипция ПЦР, обычные (конечная точка) или в режиме реального времени PCR (qPCR). Несколько методов доступны, такие как обычные RT-PCR27,29 или RT-qPCR26,30 ориентации вирусного нуклеопротеина или гена полимеразы. Один из примеров будет представлен ниже на основе двойного комбинированного пан-лиссавируса RT-qPCR, ориентированного на консервированный регион среди вирусной полимеразы. Эта техника RT-qPCR ассоциирует два различных RT-qPCR: одна основана на технологии зонда TaqMan (pan-RABV RT-qPCR), а другая с использованием обнаружения SyBR Green (pan-lyssa RT-qPCR). Кроме того, обнаружение экзогенного внутреннего контроля (eGFP RNA), непосредственно шипами в процессе экстракции, осуществляется конкретным зондом TaqMan на основе RT-qPCR (eGFP RT-qPCR). Тщательная проверка на месте молекулярных методов, отобранных для обнаружения вирусной РНК, важна, в частности, для проверки того, что грунтовки и зонды для RT-PCR в режиме реального времени адаптированы для обнаружения штаммов, циркулирующих в регионеинтереса 4. Разбавить образец РНК до 1:10 в нуклеазе свободной воды. Проверьте каждый образец РНК в дубликате, используя 96-ну реакционные пластины или другие форматы. Используйте положительные и отрицательные элементы управления для каждого анализа и проверьте по крайней мере в дубликате. Подготовьте решение реакции мастер-микса для трех различных анализов RT-qPCR в соответствии со таблицей 1,а также с праймерами/зондами, указанными в таблице 2. Добавьте 5 мл разбавленных образцов РНК и 15 мл мастер-микса к каждому из трех различных анализов. Пан-RABV RT-qPCR анализ и eGFP RT-qPCR анализ может цикл в той же пластине. Выполнить различные анализы после термальных условий велосипедного, указанных в таблице 3. Если доступен только один тепловой циклер ПЦР, начните с пан-RABV RT-qPCR и сохраните пластину для пан-лисса РТ-qККРР при 4 градусов по Цельсию до конца пан-RABV RT-qPCR. Проанализируйте результаты, полученные с помощью трех анализов, согласно таблице 4. 4. Генотипирование после извлечения РНК из устройства RIDT Обратная транскрипция RT27,29 Подготовьте мастер-микс с 6 мл РНК, 2 л PD(N)6 случайных грунтовок (200 мкг/л) и 2 мл нуклеазной воды для окончательного объема 10 мл. Насбись при температуре 65 градусов в течение 10 минут в тепловом блоке, а затем хранить на льду. Подготовьте мастер-микс с 6 мл 5x First-Strand Buffer, 2 л 0,1 М дитиотрейтол (DTT), 1 л (200 U) обратной транскриптазы Superscript II, 2 л (80 U) RNasin, 2 л смеси DNTP (10 МЛ) и в комплекте с нуклеазой свободной водой, чтобы получить окончательный объем 20 мл для каждого образца. Добавьте мастер-микс (20 мл) в образец (10 мл) (окончательный объем 30 мл) и инкубировать при температуре 42 градусов по Цельсию в течение 90 мин в тепловом блоке. Переход к следующему шагу с усилением ПЦР или хранить cDNA при -20 градусов по Цельсию. Обычные ПЦР27,29,31ПРИМЕЧАНИЕ: Различные методы обычных ПЦР доступны для генотипирования. Два представлены, как геми-гнездом ПЦР, ориентации часть нуклеопротеина или часть вирусного белка лиссавируса. Протокол одинаков для каждого из этих анализов, за исключением грунтовок и условий езды на велосипеде. Положительные (положительные РНК) и отрицательные (отрицательные кДНК и/или нуклеазные водные ресурсы) должны быть включены в каждую серию и каждый раунд ПЦР. Подготовьте к каждому образцу в микротрубке 0,2 мл решение для реакции мастер-микс для первого шага ПЦР. Эта смесь содержит 5 мл 10x NH4 Реакция буфера, 2,5 л раствора MgCl2 (50 мл), 1 мл dNTP Mix (10 МЛ), 1 л каждой грунтовки (10 мл), 0,2 мл (1 U) полимеразы Biotaq DNA и 37,3 л нуклеазной воды (окончательный объем 48 л). Праймеры указаны в таблице 5. Добавьте 2 л кДНА в каждую трубку и цикл на отдельном обычном тепловом цикле ПЦР для каждого анализа, согласно таблице 6. Подготовьте второй мастер смесь реакции решение идентично предыдущему с использованием соответствующих грунтовки (Таблица 5) для геми-гнездом ПЦР реакции. Добавьте 2 л первого раунда продукта PCR и цикл на обычном тепловом цикле ПЦР, используя велосипедные параметры, указанные в таблице 6. Визуализируйте различные продукты ПЦР (первый и второй раунд ПЦР) после загрузки их на 1% агарозный гель (100 мЛ Трис-ацетат EDTA буфер 1x – TAE 1x) с бромидом этидия (окончательная концентрация около 0,01%) и запустить гель в течение 30 минут при 120 В. Положительный результат ПЦР наблюдается в виде яркой полосы ожидаемого размера(Таблица 5). Секвенирование Сэнгера Выполните секвенирование секвенирования ампликонов, полученных с помощью пан-лиссавируса геми-гнездом ПЦР, и заполните анализ генотипирования.

Representative Results

Как и в случае с любым диагностическим методом, сбор образцов имеет первостепенное значение для надежности результатов, особенно при выполнении в полевых условиях. Процесс сбора должен быть максимально простым, чтобы гарантировать сбор высококачественных образцов. Сбор биопсии мозга (ствол с продолговатой медулой) по маршруту foramen magnum для посмертной диагностики бешенства животных выполняет это требование, как указано на рисунке 2A-D25. После сбора образец мозга подается в измененный протокол RIDT, обобщенный на рисунке 6. Как указано в разделе Протокол, основной адаптацией от производителя при условии, протокол является упущение шага разбавления в PBS, который упрощает процедуру и необходимые расходные материалы / реагенты, таким образом, все включены в комплект (Рисунок 4). Этот измененный протокол был внедрен и оценен в пяти различных лабораториях, включая один совместный центр ВОЗ по бешенству (Lab 1, Франция), один справочный центр ФАО по бешенству (Lab 5, Италия) и три эталонные лаборатории, расположенные в энзоотических африканских странах, Чаде (Лаборатория 2), Кот-д’Ивуаре (Lab 3) и Мали (Lab 4). В Чаде оценка РИДТ проводилась как в лабораторных, так и на местах. По сравнению с эталонным методом DFAT, чувствительность и специфичность RDIT были высоки для всех лабораторий, с 96% до 100% и 93,7% до 100%, соответственно(таблица 7). Самая низкая чувствительность и специфичность RDIT была получена для лаборатории 1 (Франция) во время лабораторной проверки. На основе совокупного количества проверенных образцов (n-162)(дополнительная таблица 1),общая чувствительность и специфичность по сравнению с DFAT составили 98,2% и 95,8%, соответственно(таблица 7). Однако эти предварительные, но многообещающие результаты были получены на ограниченном наборе выборочных данных и должны быть дополнительно подтверждены на большом количестве положительных и отрицательных проб, особенно для тех, которые были протестированы в энзоотических районах, чтобы избежать любой потенциальной недооценки или предвзятости из-за нынешних неоднородных наборов данных. Тест RIDT подходит для обнаружения лиссавируса в биопсии мозга у инфицированных животных, где уровень лиссавирусных антигенов имеет важное значение. Тем не менее, тестовый предел обнаружения остается высоким при тестировании суспензии вируса(таблица 8; Рисунок 7). Таблица 9 (из L’chenne 201614) показывает пример результатов, полученных после обнаружения РНК двойным комбинированным пан-лиссавирусом RT-qPCR, нацеленным на вирусную полимеразу лиссавируса. Была протестирована группа из 51 положительного RIDT-теста, проведенного в лабораторных условиях (Lab 1, n-32) или в Чаде (Lab 2, n-19), а затем отправленная при температуре окружающей среды в Лабораторию 1. Положительное обнаружение было получено для 18 (94.7%), 26 (81.2%) и 44 (86,3%) образцы из лаборатории 1, лаборатории 2 и двух комбинированных, соответственно. Кроме того, генотипирование было выполнено для 14 из этих образцов (10 из лаборатории 1 и 4 из лаборатории 2) с использованием геми-гнездой ПЦР ориентации частичного гена нуклеопротеина и был успешным для 13 из них (93%) (из Лехенн и др. 201614). Рисунок 1: Схемаическое представление структуры RIDT для диагностики бешенства. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой фигуры. Рисунок 2: Примеры быстрых простых методов сбора образцов мозга (ствол мозга с продолговатой медуллы) у животных (собака показана здесь) через затылочной фораменов в полевых условиях (Мали). () Коллекцияс одноразовой пластиковой пипеткой (B) Коллекция с пластиковой питьевой соломы(C) Коллекция с зажимом (D) Коллекция с удалением капельницы, представленной в комплекте RIDT. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой фигуры. Рисунок 3: Продольная анатомическая секция головы собаки, показывающая различные части мозга (ствол мозга, мозжечок, гиппокамп, таламус и кора) собраны при нажатии, в вращательном движении, одноразовый пластиковый пипетка через затылочной форамен маршрут. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой фигуры. Рисунок 4: Описание содержимого комплекта RIDT, включая устройство, одноразовую пластиковую капельку, одноразовый мазок и дилюентное анализ. Трубка, в которой будет собран и сохранен образец, не предоставляется. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой фигуры. Рисунок 5: Результаты представительства для интерпретации Anigen RIDT. (A) Положительные результаты (видимое наличие двух линий, C-line и T-line) (B) Отрицательные результаты (видимое присутствие только C-line)(C) Недействительные результаты (отсутствие видимой C-линии). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой фигуры. Рисунок 6: Схемаическое представление протокола RIDT, адаптированное из инструкций производителя. ( A )Модифицированнаяверсия протокола, с удалением шага разбавления, рекомендованного производителем(B) Первоначальный протокол, рекомендованный производителем, с предварительным шагом разбавления 1:10 в PBS образцов мозга. Шаги, удаленные в модифицированной версии протокола (представленной на рисунке 6A),указаны красной линией. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой фигуры. Рисунок 7: Пример определения предела обнаружения RIDT14. Было использовано серийное 10:1 разбавление титрованного вируса бешенства штамма 9704ARG. Количество вируса, депонируемого на каждом устройстве, указывается в ФФУ (флуоресцентные фокус-формирующие единицы). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой фигуры. Пан-RABV РТ-qPCR анализ Реагента ЗЛ/Реакция 2X Reaction Mix (буфер, содержащий 0,4 мМ каждого dNTP и 6 мМ MgSO4) 10 Нуклеазная бесплатная вода 1.5 Taq3long (Вперед) 1 Так17ревлонг (Обратное) 1 РАБВ4 (10 м) 0.3 РАБВ5 (10 м) 0.3 MgSO4 (предоставлено в комплекте) 0.25 СПРАВКа ROX (25 МК) (предоставлена в комплекте) 0.05 Рнасин (40U/L) (Промега) 0.2 Суперскриптор III RT/Platinum Taq Mix 0.4 Итого за реакцию 15 eGFP RT-qPCR анализ Реагента ЗЛ/Реакция 2X Reaction Mix (буфер, содержащий 0,4 мМ каждого dNTP и 6 мМ MgSO4) 10 Нуклеазная бесплатная вода 2.8 EGFP1F (Вперед) 0.5 EGFP2R (Обратное) 0.5 EGFP зонд (10 М) 0.3 MgSO4 (предоставлено в комплекте) 0.25 СПРАВКа ROX (25 МК) (предоставлена в комплекте) 0.05 Рнасин (40U/L) (Промега) 0.2 Суперскриптор III RT/Platinum Taq Mix 0.4 Итого за реакцию 15 Пан-лисса RT-qPCR анализ Реагента ЗЛ/Реакция 2x SYBR Зеленая реакция Mix 10 Нуклеазная бесплатная вода 2.1 Taq5long (Вперед) 1 Так16ревлонг (Обратное) 1 MgSO4 (предоставлено в комплекте) 0.25 Справка ROX (25 МК) 0.05 Рнасин (40U/L) (Промега) 0.2 Суперскриптор III RT/Platinum Taq Mix 0.4 Итого за реакцию 15 Таблица 1: Описание решения реакции мастер-микса для трех различных анализов RT-qPCR (pan-RABV RT-qPCR, pan-lyssa RT-qPCR и eGFP RT-qPCR). Анализ RT-qPCR Имя Тип Длина Последовательность (5′-3′) Смысле Позиции общерабочат РТ-qPCR анализ Так3лонг Грунтовка 22 ATG АГА АГТ ГГА АйЯ АЙК ОК А S 7273-7294a Так17ревлонг Грунтовка 25 GAT CTG TCT GAA TAA ТЕГ AYC АВТОМОБИЛЬ G Как 7390-7414a РАБВ4 Зонд (FAM/TAMRA) 29 AAC ACY TGA TCB AGK ACA GAR AAY ACA TC Как 7314-7342a РАБВ5 Зонд (FAM/TAMRA) 32 AGR GTG TTT TCY AGR ACW CAY GAG TTT TTY CA S 7353-7384a Пан-лисса RT-qPCR анализ Так5лонг Грунтовка 23 ТАТ КЛЯП ААА ТГГ ААК ААЙ КЕЙ КАИ КА S 7272-7294a Так16ревлонг Грунтовка 25 GAT TTT TGA AAG AAC TCA TGK GTY C Как 7366-7390a eGFP RT-qPCR анализ EGFP1F Грунтовка 20 GAC CAC TAC CAG CAG AAC AC S 637-656b EGFP2R Грунтовка 19 ГАА CTC CAG CAG GAC Cat G Как 768-750b ЭГФФ Зонд (FAM/TAMRA) 22 AGC ACC CAG TCC GCC CTG AGC A S 703-724b Таблица 2: Описание грунтовок/зондов для трех различных анализов RT-qPCR (pan-RABV RT-qPCR, pan-lyssa RT-qPCR и eGFP RT-qPCR). а Согласно последовательности генома вируса Пастера (PV) RABV (номер присоединения GenBank M13215). б По последовательности клонирования pEGFP-1 (номер присоединения ГенБанка U55761). Пан-РАБВ РТ-qПКР и eGFP РТ-qPCR анализы Шаг Цикл Temp Время Сбор данных Обратная транскрипция 1 45 КК 15 мин. Инактивация/начальная денатурация RT 1 95 кк С 3 мин. Усиления 40 95 кк С 15 с 61 кк С 1 мин. Конечная точка Пан-лисса RT-qPCR анализ Шаг Цикл Temp Время Сбор данных Обратная транскрипция 1 45 КК 15 мин. Инактивация/начальная денатурация RT 1 95 кк С 3 мин. Усиления 40 95 кк С 15 с 55 градусов по Цельсию 1 мин. Конечная точка Кривая диссоциации 1 95 кк С 15 с Увеличьте 0,1 С/с, 55–95 градусов по Цельсию 55 градусов по Цельсию 1 мин. 95 кк С 15 с 55 градусов по Цельсию 15 с Таблица 3: Описание условий теплового цикла для трех различных анализов RT-qPCR (pan-RABV RT-qPCR, pan-lyssa RT-qPCR и eGFP RT-qPCR). Анализа Анализа Результаты Интерпретации eGFP РТ-qPCR C в интервале принятия Извлечение проверено Анализ других анализов может быть сделано Сз из интервала принятия Извлечение не подтверждено Перепроверить образец (повторите запуск или/и извлечение), запросите другой образец, если это необходимо пан-RABV РТ-qPCR Ск Здт;38 Положительные Положительное обнаружение вирусной РНК Сз 38 Отрицательные Анализ пан-лиссы RT-qPCR пан-лисса РТ-qPCR Кривая плавления считается положительной Положительные Положительное обнаружение вирусной РНК Кривая плавления считается отрицательной Отрицательные Отсутствие обнаружения вирусной РНК Таблица 4: Общая интерпретация двойного комбинированного пан-лиссавируса RT-qPCR анализа. Геми-гнездо обычных ПЦР анализ ПЦР раунд Имя Длина Последовательность (5′-3′) Смысле Позицияa Размер ампликона (bp) Геми-гнездо ПЦР ориентации гена полимеразы 1-й тур PVO5m 20 ATG ACA GAC Aay YTG AAC AAA S 7170-7189 320 PVO9 19 TGA CCA TTC АВТОМОБИЛЬ GTN G Как 7471-7489 2-й тур PVO5m 20 АТГА КАГ АКА АЙЕ ТГА АКА А S 7170-7189 250 PVO8 22 GGT CTG ATC TRT CWG ARY AAT A Как 7398-7419 Геми-гнездо ПЦР ориентации нуклеопротеин гена 1-й тур N127 20 ATG TAA CAC CTC TAC AAT GG S 55-74 1532 N8m 19 CAG TCT CYT CNG CCA TCT C Как 1568-1586 2-й тур N127 20 ATG TAA CAC CTC TAC AAT GG S 55-74 845 N829 19 GCC CTG GTT CGA ACA TTC T Как 881-899 Таблица 5: Описание грунтовок, используемых для обычного геми-гнездом ПЦР. Геми-гнездо ПЦР ориентации гена полимеразы Шаг Цикл Температура Время Первый и второй раунды Первоначальная денатурация 1 94 КК 3 мин. Денатурация 35 94 КК 30 с Гибридизация 56 градусов по Цельсию 45 с Удлинение 72 КК 40 с Окончательное удлинение 1 72 КК 3 мин. Геми-гнездо ПЦР ориентации нуклеопротеин гена Шаг Цикл Температура Время Первый раунд Первоначальная денатурация 1 94 КК 3 мин. Денатурация 35 94 КК 30 с Гибридизация 56 градусов по Цельсию 30 с Удлинение 72 КК 45 с Окончательное удлинение 1 72 КК 3 мин. Второй тур Первоначальная денатурация 1 94 КК 3 мин. Денатурация 35 94 КК 30 с Гибридизация 58 градусов по Цельсию 30 с Удлинение 72 КК 30 с Окончательное удлинение 1 72 КК 3 мин. Таблица 6: Описание условий теплового велоспорта для обычного геми-гнездом ПЦР. Лаборатории Страны Период оценки Nb образцов Результаты DFAT Результаты RIDT Чувствительность Специфика Pos Нег Pos Нег Лаборатория 1 Франция 2015 82 50 32 50 32 96% 93.7% Лаборатория 2 Чад 2012-2015 44 33 11 33 11 100% 100% Лаборатория 3 Кот-д’Ивуар 2017 10 8 2 8 2 100% 100% Лаборатория 4 Мали 2017 18 15 3 15 3 100% 100% Лаборатория 6 Италия 2016 8 8 0 8 0 100% – Все 2015-2017 162 114 48 114 48 98.2% 95.8% Таблица 7: Определение внутренних параметров (чувствительность, специфичность) теста RIDT по сравнению с эталонным методом DFAT, основанного на анализе в общей сложности 162 образцов и с участием 5 различных лабораторий. Вирусштамм Оригинальный хост Расположение Начальная концентрация (FFU/mL)b Ограничение обнаружения (FFU/mL)c 9147FRA Красная лиса Франция 3,1 x 107 106 Cvs Лабораторный изолят – 1,6 x 107 106 8743THA Человека Таиланд 8.1 x 107 8,1 x 106 9508-КЗК (САД) Лабораторный изолят – 5,4 x 108 107 Pv Лабораторный изолят – 4,3 x 107 106 9001FRA Собака Французская Гвиана 2,4 x 106 2,4 x 105 9704ARG Битой Аргентина 9,5 x 107 105 04030PHI Человека Филиппины 2,5 x 107 105 Таблица 8: Предел обнаружения RIDT с использованием 8 различных титрованых суспензий вируса бешенства (от L’chenne et al. 201614). а CVS: Вызов штамма вируса, САД: Улица Алабама Дафферин, PV: Пастер вирус. б Количество флуоресцентных фокус-образующих единиц (FFU) на мЛ. в г. Количество флуоресцентных фокус-образующих единиц (FFU), депонированных на полосе. RIDT выполняется в Лаборатория 1 Лаборатория 2 Комбинированный Положительные Отрицательные Общая Положительные Отрицательные Общая Положительные Отрицательные Общая Обнаружение вирусной РНК Положительные 18 1 19 26 0 32 44 7 51 Отрицательные 0 0 0 0 0 3 0 3 3 Общая 18 1 19 26 0 35 44 10 54 Таблица 9: Обнаружение вирусной РНК с РТ-qPCR на тест-полоске Anigen, используемой в лабораторных условиях (Lab 1), в полевых условиях и поставляемой при температуре окружающей среды (Lab 2) или комбинированной (от L’chenne et al. 201614). Дополнительная таблица 1: Описание 162 образцов, проверенных с тестом RIDT для определения его внутренних параметров, представленных в таблице 7. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть эту таблицу (Право нажмите, чтобы загрузить).

Discussion

RIDT является простым, быстрым и недорогим методом диагностики посмертного бешенства и перспективной полевой альтернативой лабораторным испытаниям. Применение такого теста, особенно в децентрализованных районах стран с низким и средним уровнем дохода, позволит лучше понять распространенность и передачу вируса бешенства в местном и потенциально национальном масштабе. В сочетании с быстрым методом сбора образцов мозга (без полной некропсии) большим преимуществом является то, что тест может быть полностью выполнен в полевых условиях, вдали от лабораторных помещений. Образцы мозга, собранные с помощью пробного магнума, могут быть использованы для тестирования, поэтому не требуется полностью открывать череп животного. Тест прост в выполнении и интерпретации и особенно подходит для деятельности полевого наблюдения14. Другими преимуществами RIDT по сравнению с DFAT или DRIT не являются необходимость в положительном и отрицательном контроле и хранении комплекта при комнатной температуре. Кроме того, измененный протокол, в котором шаг разбавления (1:10) в PBS опущен, не требует дополнительных реагентов для выполнения теста и еще больше упрощает процедуру в полевых условиях.

Ключевым моментом является качество образцов мозга. Образцы должны быть собраны и проверены как можно скорее после смерти подозреваемого животного, или храниться при прохладной температуре перед тестированием, чтобы избежать деградации. Разложившиеся образцы не должны быть проверены, поскольку это может повлиять на результат (риск ложного отрицательного результата). Хотя данных о потере чувствительности RIDT с течением времени для образцов мозга пока нет, мы предполагаем, что он аналогичен тесту DFAT32. Однако время между смертью животного и выполнением теста может быть сокращено, так как тест можно сделать быстро и непосредственно в поле. Таким образом, существует в целом более низкий риск разложения образцов.

Другим важным шагом в протоколе является миграция приостановки выборки. Миграция должна начинаться сразу после внесения образца (1-5 мин). Поэтому высокая вязкость приостановки может негативно повлиять на миграцию. Аккуратно царапины нижней части устройства депозит сайта с капельницы и добавить еще 1-2 капель часто решает эту проблему, и миграция начинается сразу после.

Большинство тестов RIDT, проведенных в африканских лабораториях (Чад, Кот-д’Ивуар и Мали), проводились при температуре окружающей среды, которая может превышать 30 градусов по Цельсию, в то время как диапазон температуры для хранения и использования, рекомендованный производителем, составляет 15 градусов по Цельсию – 30 градусов по Цельсию. Хотя мы не выявили какого-либо влияния высокой температуры на производительность теста RIDT, необходимо оценить его более тщательно. Аналогичным образом, влияние высокой температуры при хранении и транспортировке устройства после использования для обнаружения вирусной РНК и генотипирования требует дополнительной оценки. Чувствительность обнаружения вирусной РНК РТ-qPCR от полосы RIDT может зависеть от качества образца мозга, первоначально используемого в тесте, но и от состояния хранения тестов RIDT после использования. Например, чувствительность обнаружения РНК была выше, когда использованные тесты RIDT хранились в контролируемых лабораторных условиях (94,7%) по сравнению с полевыми условиями (например, Чад) (81,2%)14. Эти условия могут также повлиять на целостность (особенно длина) РНК фиксированной на полосе, возможно, объясняя умеренную чувствительность для генотипирования на основе более ПЦР ампликонов (например, йgt;500 нуклеотидов)14. Чувствительность RT-qPCR, выполненная на тест-полоске, была ниже, чем у полученных с помощью карт FTA Whatman (80,6%)14. Как и другие молекулярные методы, вирусная нагрузка может также повлиять на успех генотипирования на основе полос RDIT, с потенциальными отрицательными результатами для образцов с низкой вирусной нагрузкой14.

В настоящее время этот тест не рекомендован ВОЗ и УСВН для регулярной диагностики и эпиднадзора за болезнями, и результат не может быть использован сам по себе для принятия решений по вопросам ПЭП. Дальнейшая проверка теста по-прежнему необходима. Тем не менее, точная быстрая диагностика бешенства является важнейшим элементом хорошо функционирующих систем непрерывного эпиднадзора за бешенством и играет важную роль в повышении политической приверженности, что крайне важно для успешного устойчивого контроля бешенства33. Тесты RIDT предлагают новые возможности для диагностики бешенства в этом контексте и являются полезным инструментом для расширения эпиднадзора за бешенством животных в полевых условиях в энзоотических районах с низким или средним уровнем дохода.

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана в рамках Глобального альянса по вакцинам и иммунизации (ГАВИ), Фонда Вольфермана Нюгели, Швейцарского африканского научно-исследовательского сотрудничества (SARECO), SWF Stiftung f’r wissenschaftliche Forschung, Freiwillige Akademische Gesellschaft (FAG) Базель, Двусторонняя программа научно-технического сотрудничества Швейцарии с Азией и Фондом Новарха.

Мы благодарим особенно владельцев собак, ветеринарный персонал и сотрудников лаборатории за их большую приверженность. Мы также хотим отметить Лизу Крамп для редактирования языка.

Materials

Anti-Rabies Nucleocapsid Conjugate (lyophilizied, adsorbed) Bio-Rad, France 3572112 Fluorescein-5-isothiocyanate (FITC) conjugated polyclonal antibody against the nucleocapsid of rabies virus. Use for the DFAT reference tecnnique.
Applied Biosystems 7500 Real-Time PCR System Applied Biosystems, France 4351104 Amplification of the viral RNA by RT-qPCR after extraction from the RIDT device.
Disposable plastic pipette, drinking straw, clamp, dropper – – Equipment used for the collection of the brain stem (medulla oblongata) via the foramen magnus (occipital route).
Evans Blue Solution 1% Bio-Rad, France 3574911 Counter-coloration used for the DFAT to facilite the reading under UV microscope.
Primer eGFPF1 Eurofins Genomics, Germany – Forward primer for the amplification of the internal control eGFP by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-GACCACTACCAGCAGAACAC-3'.
Primer eGFPR2 Eurofins Genomics, Germany – Reverse primer for the amplification of the internal control eGFP by RT-qPCR after extraction from the RIDT device, sequence: 5'-GAACTCCAGCAGGACCATG-3'.
Primer Taq17 revlong Eurofins Genomics, Germany – Reverse primer for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-ATGAGAAGTGG
AAYAAYCATCA-3'.
Primer Taq3 long Eurofins Genomics, Germany – Forward primer for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-GATCTGTCTGAA
TAATAGAYCCARG-3'.
Probe eGFP FAM/TAMRA Eurofins Genomics, Germany – Forward primer for the amplification of the internal control by RT-qPCR after extraction from the RIDT device, sequence: 5'-AGCACCCAGT
CCGCCCTGAGCA-3'.
Probe RABV4 FAM/TAMRA Eurofins Genomics, Germany – Probe for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-AACACYTGATCBA
GKACAGARAAYACATC-3'.
Probe RABV5 FAM/TAMRA Eurofins Genomics, Germany – Probe for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-AGRGTGTTTTCYAG
RACWCAYGAGTTTTTYCA-3'.
Rapid Rabies Ag Test Kit BioNote Inc., Republic of Korea RG18-01DD Rapid immunochromatographic diagnostic test (RIDT, also named lateral flow device or LFD) for the post-mortem diagnosis of rabies.
Recombinant RNasin Ribonuclease Inhibitor Promega, USA N2515 Enzyme used with the kit for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after extraction from the RIDT device.
SuperScript III Platinum One-Step qRT-PCR Kit Invitrogen, France 11732-020 Kit for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after extraction from the RIDT device.
TRIzol Reagent Invitrogen, France 15596026 Phenol/chloroforme based total RNA extraction using the cellulose membrane of the RIDT.
DOWNLOAD MATERIALS LIST

参考文献

  1. Hampson, K., et al. Correction: Estimating the Global Burden of Endemic Canine Rabies. PLoS Neglected Tropical Diseases. 9 (5), e0003786 (2015).
  2. Rupprecht, C., Kuzmin, I., Meslin, F. Lyssaviruses and rabies: current conundrums, concerns, contradictions and controversies. F1000Research. 6, 184 (2017).
  3. Walker, P. J., et al. ICTV Virus Taxonomy Profile: Rhabdoviridae. The Journal of General Virology. 99 (4), 447-448 (2018).
  4. World Health Organization (WHO). WHO Expert Consultation on Rabies, third report. HO Technical Report Series, No. 1012. , (2018).
  5. Dacheux, L., et al. More Accurate Insight into the Incidence of Human Rabies in Developing Countries through Validated Laboratory Techniques. PLoS Neglected Tropical Diseases. 4 (11), e765 (2010).
  6. Welburn, S. C., Beange, I., Ducrotoy, M. J., Okello, A. L. The Neglected Zoonoses – The Case for Integrated Control and Advocacy. Clinical Microbiology and Infection: The Official Publication of the European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases. , (2015).
  7. Dacheux, L., Bourhy, H. Diagnostic tests for human rabies. Revue Scientifique Et Technique (International Office of Epizootics). 37 (2), 581-593 (2018).
  8. Kasempimolporn, S., Saengseesom, W., Lumlertdacha, B., Sitprija, V. Detection of rabies virus antigen in dog saliva using a latex agglutination test. Journal of Clinical Microbiology. 38 (8), 3098-3099 (2000).
  9. Kang, B., et al. Evaluation of a rapid immunodiagnostic test kit for rabies virus. Journal of Virological Methods. 145 (1), 30-36 (2007).
  10. Nishizono, A., et al. A simple and rapid immunochromatographic test kit for rabies diagnosis. Microbiology and Immunology. 52 (4), 243-249 (2008).
  11. Kasempimolporn, S., Saengseesom, W., Huadsakul, S., Boonchang, S., Sitprija, V. Evaluation of a rapid immunochromatographic test strip for detection of Rabies virus in dog saliva samples. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation: Official Publication of the American Association of Veterinary Laboratory Diagnosticians, Inc. 23 (6), 1197-1201 (2011).
  12. Ahmed, K., et al. Evaluation of a monoclonal antibody-based rapid immunochromatographic test for direct detection of rabies virus in the brain of humans and animals. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 86 (4), 736-740 (2012).
  13. Léchenne, M., et al. Validation of a Rapid Rabies Diagnostic Tool for Field Surveillance in Developing Countries. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (10), e0005010 (2016).
  14. Yang, D. K., et al. Comparison of four diagnostic methods for detecting rabies viruses circulating in Korea. Journal of Veterinary Science. 13 (1), 43-48 (2012).
  15. Markotter, W., et al. Evaluation of a rapid immunodiagnostic test kit for detection of African lyssaviruses from brain material. The Onderstepoort Journal of Veterinary Research. 76 (2), 257-262 (2009).
  16. Reta, T., et al. Evaluation of Rapid Immunodiagnostic Test for Rabies Diagnosis Using Clinical Brain Samples in Ethiopia. Journal of Veterinary Science & Medical Diagnosis. 2 (3), 1-3 (2013).
  17. Servat, A., Picard-Meyer, E., Robardet, E., Muzniece, Z., Must, K., Cliquet, F. Evaluation of a Rapid Immunochromatographic Diagnostic Test for the detection of rabies from brain material of European mammals. Biologicals: Journal of the International Association of Biological Standardization. 40 (1), 61-66 (2012).
  18. Certoma, A., et al. Assessment of a Rabies Virus Rapid Diagnostic Test for the Detection of Australian Bat Lyssavirus. Tropical Medicine and Infectious Disease. 3 (4), (2018).
  19. Ahmad, A., Singh, C. K. Comparison of rapid immunodiagnosis assay kit with molecular and immunopathological approaches for diagnosis of rabies in cattle. Veterinary World. 9 (1), 107-112 (2016).
  20. Sharma, P., Singh, C. K., Narang, D. Comparison of immunochromatographic diagnostic test with Hheminested Reverse transcriptase polymerase chain reaction for detection of rabies virus from brain samples of various species. Veterinary World. 8 (2), 135-138 (2015).
  21. Voehl, K. M., Saturday, G. A. Evaluation of a rapid immunodiagnostic rabies field surveillance test on samples collected from military operations in Africa, Europe, and the Middle East. U.S. Army Medical Department Journal. , 27-32 (2014).
  22. Servat, A., Robardet, E., Cliquet, F. An inter-laboratory comparison to evaluate the technical performance of rabies diagnosis lateral flow assays. Journal of Virological Methods. 272, 113702 (2019).
  23. Eggerbauer, E., et al. Evaluation of Six Commercially Available Rapid Immunochromatographic Tests for the Diagnosis of Rabies in Brain Material. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (6), e0004776 (2016).
  24. Barrat, J., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in rabies. , 425-432 (1996).
  25. Dacheux, L., et al. Dual Combined Real-Time Reverse Transcription Polymerase Chain Reaction Assay for the Diagnosis of Lyssavirus Infection. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (7), e0004812 (2016).
  26. Dacheux, L., et al. A reliable diagnosis of human rabies based on analysis of skin biopsy specimens. Clinical Infectious Diseases: An Official Publication of the Infectious Diseases Society of America. 47 (11), 1410-1417 (2008).
  27. Rupprecht, C., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. Application of next generation sequencing to rabies virus and other lyssaviruses. Laboratory techniques in rabies. 2, 49-61 (2019).
  28. Rupprecht, C., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. Conventional pan-lyssavirus reverse transcriptase polymerase chain reaction. Laboratory techniques in rabies. 2, 1-16 (2019).
  29. Rupprecht, C., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. Rabies real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Laboratory techniques in rabies. 2, 17-34 (2019).
  30. Talbi, C., et al. Evolutionary history and dynamics of dog rabies virus in western and central Africa. The Journal of General Virology. 90 (Pt 4), 783-791 (2009).
  31. McElhinney, L. M., Marston, D. A., Brookes, S. M., Fooks, A. R. Effects of carcase decomposition on rabies virus infectivity and detection. Journal of Virological Methods. 207, 110-113 (2014).
  32. Vigilato, M. A. N., et al. Progress towards eliminating canine rabies: policies and perspectives from Latin America and the Caribbean. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 368 (1623), 20120143 (2013).

タグ

RabiesRapid Immunochromatographic TestPostmortem DiagnosisBrain Stem SampleResource-limited SettingsMolecular ApplicationDiagnostic ProcedureField ProtocolAfricaAsia

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
記事を引用
Mauti, S., Léchenne, M., Naïssengar, S., Traoré, A., Kallo, V., Kouakou, C., Couacy-Hymann, E., Gourlaouen, M., Mbilo, C., Pyana, P. P., Madaye, E., Dicko, I., Cozette, P., De Benedictis, P., Bourhy, H., Zinsstag, J., Dacheux, L. Field Postmortem Rabies Rapid Immunochromatographic Diagnostic Test for Resource-Limited Settings with Further Molecular Applications. J. Vis. Exp. (160), e60008, doi:10.3791/60008 (2020).
引用ダウンロード
転載と許可

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image