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概要
Abstract
Introduction
Protocol
結果
Discussion
開示
Acknowledgements
Materials
参考文献
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免疫学と感染

Test diagnostico immunocromatico rapido sulla rabbia sul campo per impostazioni limitate alle risorse con ulteriori applicazioni molecolari

Published: June 29, 2020
doi:
10.3791/60008
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1Unit Lyssavirus Epidemiology and Neuropathology, National Reference Center for Rabies and WHO Collaborating Center for Reference and Research on Rabies,Institut Pasteur, 2Environment and Sustainability Institute,University of Exeter, Penryn Campus, 3Institut de Recherche en Elevage pour le Développement, 4Laboratoire Central Vétérinaire, 5Direction des Services Vétérinaires, 6Ecole Inter Etats de Sciences et de Médecine Vétérinaires de Dakar, 7Laboratoire Central Vétérinaire de Bingerville,Laboratoire National d’Appui au Développement Agricole Bingerville, 8FAO Reference Centre for Rabies,Istituto Zooprofilattico Sperimentale delle Venezie, 9Swiss Tropical and Public Health Institute, 10University of Basel, 11Institut National de Recherche Biomédicale

概要

Presentiamo un protocollo completo per la diagnosi post-mortem della rabbia animale in condizioni di campo utilizzando un rapido test diagnostico immunocromatico (RIDT), dal campionamento della biopsia cerebrale all’interpretazione finale. Descriviamo anche ulteriori applicazioni utilizzando il dispositivo per l’analisi molecolare e la genotipizzazione virale.

Abstract

I sistemi funzionali di sorveglianza della rabbia sono fondamentali per fornire dati affidabili e aumentare l’impegno politico necessario per il controllo delle malattie. Ad oggi, gli animali sospettati come rabbia positivi devono essere sottoposti a una conferma post-mortem utilizzando metodi di laboratorio classici o molecolari. Tuttavia, la maggior parte delle aree endemiche si trovano in paesi a basso e medio reddito, dove la diagnosi della rabbia animale è limitata ai laboratori veterinari centrali. La scarsa disponibilità di infrastrutture di sorveglianza porta a una grave sottosegnalazione delle malattie provenienti da aree remote. Recentemente sono stati sviluppati diversi protocolli diagnostici che richiedono una scarsa competenza tecnica, offrendo l’opportunità di stabilire la diagnosi della rabbia nei laboratori decentralizzati. Vi presentiamo qui un protocollo completo per la diagnosi postmortem sul campo della rabbia animale utilizzando un rapido test diagnostico immunocromatico (RIDT), dal campionamento della biopsia cerebrale all’interpretazione finale. Completiamo il protocollo descrivendo un ulteriore uso del dispositivo per l’analisi molecolare e la genotipizzazione virale. RIDT rileva facilmente il virus della rabbia e altri lyssavirus nei campioni di cervello. Il principio di tali test è semplice: il materiale cerebrale viene applicato su una striscia di prova dove gli anticorpi coniugati in oro si legano specificamente agli antigeni della rabbia. I complessi antigene-anticorpo si legano ulteriormente agli anticorpi fissi sulla linea di prova, dando vita a una linea viola chiaramente visibile. Il virus viene inattivato nella striscia di prova, ma l’RNA virale può essere successivamente estratto. Questo permette alla striscia di prova, piuttosto che al campione cerebrale infettivo, di essere inviata in modo sicuro e facile a un laboratorio attrezzato per la conferma e la tipizzazione molecolare. Sulla base di una modifica del protocollo del produttore, abbiamo riscontrato una maggiore sensibilità al test, raggiungendo il 98% rispetto al metodo di riferimento gold standard, il test anticorpale di immunofluorescenza diretta. I vantaggi del test sono numerosi: rapida, facile da usare, a basso costo e nessunrequisi per l’infrastruttura di laboratorio, come la microscopia o la conformità alla catena del freddo. I RID rappresentano un’alternativa utile per le aree in cui i metodi di diagnostica di riferimento non sono disponibili.

Introduction

La rabbia canina è la principale causa della rabbia umana, globalmente responsabile di circa 59.000 morti umane all’anno, quasi tutte nei paesi a basso e medio reddito (LMIC) in Asia e Africa1. Il principale agente eziologico è un virus della rabbia classica associato ai canini neurotropici (RABV, famiglia Rhabdoviridae, genere Lyssavirus, specie Rabies lyssavirus). Tuttavia, altri lissavirus legati alla rabbia, per lo più circolanti nelle specie di pipistrelli, causano anche la malattia2,3. Nelle regioni colpite, la sorveglianza e il controllo delle malattie sono spesso ostacolati da un impegno politico di basso livello probabilmente a causa della mancanza di dati affidabili4,5,6. Uno dei motivi della sottosegnalazione delle malattie è l’assenza di diagnosi di laboratorio, dovuta in parte al limitato accesso ai laboratori attrezzati e al personale addestrato, nonché alle difficoltà di spedizione degli esemplari. La diagnosi di laboratorio è necessaria per confermare i casi di rabbia e consente inoltre la caratterizzazione genetica dei ceppi coinvolti, fornendo informazioni sulla trasmissione del virus a livello regionale4,5,7.

Gli attuali standard dell’oro per la diagnosi della rabbia postmortem, approvati sia dall’Organizzazione Mondiale della Sanità (OMS) che dall’Organizzazione Mondiale per la Salute Animale (OIE), sono il test anticorpo fluorescente diretto (DFAT), il test di immunoistochimica rapida diretta (DRIT) e metodi molecolari (ad esempio, la reazione della catena di polimerasi di trascrizione inversa (RT-PCR))4,8. Tuttavia, una corretta applicazione nei LMIC rimane limitata a causa di strutture di laboratorio inadeguate con alimentazione incoerente, trasporto di campioni non raffreddati e mancanza di un sistema di gestione della qualità. Poiché la diagnosi di rabbia animale viene in genere condotta solo presso i laboratori veterinari centrali dei LMIC, i dati di sorveglianza esistenti riflettono principalmente la situazione della rabbia nelle aree urbane.

Le alternative diagnostiche a bassa tecnologia sviluppate di recente offrono l’opportunità di stabilire la diagnosi della rabbia in aree remote e laboratori di rabbia decentralizzati4,8,9. Il test diagnostico immunocromatico rapido (RIDT) è un test di flusso laterale basato sull’immunocromatografia che utilizza anticorpi rivelatori coniugati in oro ed è uno strumento diagnostico della rabbia molto promettente10,11,12,13. Il principio è semplice: dopo la diluizione, il materiale cerebrale viene miscelato nel buffer fornito e alcune gocce vengono applicate sulla striscia di prova dove gli anticorpi monoclonali coniugati in oro si legano specificamente agli antigeni della rabbia, principalmente alle nucleoproteine (Figura 1). I complessi antigene-anticorpo vengono quindi sottoposti a migrazione del flusso laterale, legandosi alla linea di prova (linea T) agli anticorpi fissi contro gli antigeni della rabbia, con conseguente linea viola chiaramente visibile. Gli anticorpi coniugati in oro rimanenti non legati agli antigeni della rabbia continuano a migrare e a fissarsi alla membrana attraverso anticorpi di puntamento aggiuntivi, dando luogo a una linea di controllo viola chiaramente visibile (linea C).

Il metodo a basso costo in un solo passaggio è rapido, estremamente facile e non richiede attrezzature costose o condizioni di stoccaggio speciali. Con la modifica del protocollo del produttore per eliminare la fase di diluizione, quasi tutte le attrezzature e i reagenti necessari per eseguire il test sono inclusi nel kit14. Il risultato viene letto dopo 5-10 minuti senza un microscopio. Questo è un grande vantaggio rispetto al test DFAT, che richiede un microscopio a fluorescenza e un coniugato di immunofluorescenza, insieme al trasporto refrigerato e all’immagazzinamento dei campioni. Anche il test DRIT, che può essere eseguito al microscopio luminoso, richiede una catena del freddo continua per memorizzare gli anticorpi anti-rabbia, che non sono ancora disponibili in commercio. Rispetto al DRIT, il RIDT non richiede sostanze chimiche tossiche, un particolare vantaggio nei paesi in cui lo smaltimento dei rifiuti è scarsamente regolamentato. Il test rapido è meno dispendioso in termini di tempo con un’interpretazione molto più semplice rispetto ai test gold standard DFAT e DRIT. Ciò consente test in loco da parte di personale con competenze tecniche limitate.

Sulla base di queste proprietà di test, diventa fattibile una diagnosi tempestiva di animali sospetti in aree remote, facilitando l’implementazione della profilassi post-esposizione (PEP) per le persone esposte il più presto possibile. Inoltre, il trasporto a distanza di campioni di rabbia non è necessario, con conseguente migliore qualità del campione al momento del test. Tuttavia, i risultati ottenuti con i test RIDT devono attualmente essere confermati utilizzando un test diagnostico di riferimento, ad esempio DFAT o DRIT.

Sono state valutate le tecniche RIDT per il rilevamento di RABV e altri lyssavirus. Uno dei primi studi è stato condotto da ricercatori coreani nel 200710. Rispetto al metodo DFAT, in 51 campioni di animali e 4 isolati RABV, il RIDT ha mostrato una sensibilità e una specificità del 91,7% e 100%, rispettivamente. Questi risultati sono stati successivamente confermati con 110 campioni di cervelli animali provenienti dalla Corea, con sensibilità e specificità, rispetto al DFAT, del 95% e del 98,9%, rispettivamente15. Più recentemente, altri studi hanno valutato le prestazioni di questo RIDT utilizzando isolati di virus e/o campioni di cervelli infetti da vari animali con diverse origini geografiche. Un pannello di 21 campioni, tra cui RABV africano e altri lyssavirus africani (virus Duvenhage (DUVV), Virus bat Di Lagos (LBV) e virus Mokola (MOKV)), sono stati rilevati con successo, con sensibilità del 100% rispetto al DFAT16. Sensibilità elevata simile (96,5%) e specificità (100%) valori sono stati ottenuti da un pannello di 115 campioni di cervello da Etiopia17. Un altro studio ha valutato gli isolati europei del RABV, altri due lissavirus europei (il bat lyssavirus europeo tipo 1 (EBLV-1) e il tipo 2 (EBLV-2)) e il bat lissavirus australiano (ABLV)18. Sulla base dell’analisi di 172 campioni di cervelli animali, il kit RIDT aveva una sensibilità all’88,3% e al 100% di specificità rispetto al DFAT, e i tre lissavirus correlati alla rabbia sono stati rilevati con successo. In questo studio, alcuni dei falsi risultati negativi provenivano da campioni di cervello conservati nel tampone di glicerolo, suggerendo che la rimozione impropria del glicerolo ha influenzato il flusso capillare o il legame degli anticorpi. Una recente analisi di 43 campioni clinici da pipistrelli australiani ha confermato i risultati dei test precedenti, con completa concordanza a DFAT19. Due studi sono stati condotti in India utilizzando il RIDT su un numero limitato di campioni clinici (11 e 34 campioni). Rispetto a DFAT, la sensibilità è stata tra l’85,7% e il 91,7% e la specificità del 100%20,,21. Un’altra valutazione di questo kit utilizzando 80 campioni di cervelli animali provenienti da Africa, Europa e Medio Oriente ha ottenuto una concordanza completa con DFAT per specificità (100%) ma una sensibilità più alta (96,9%) rispetto agli studi precedenti22. In un recente confronto inter-laboratorio di questo RIDT eseguito in 22 diversi laboratori utilizzando un pannello di 10 campioni, la concordanza complessiva era 99.5%23.

Solo un recente studio multicentrico ha mostrato prestazioni complessive RIDT insoddisfacenti24. Sono stati testati campioni di tre diversi set di dati e sono stati forniti valori di sensibilità e specificità delle variabili rispetto a DFAT. Ad esempio, la sensibilità e la specificità ottenute con il primo pannello (n. 51) e il secondo pannello (n.31) di campioni di animali infetti sperimentali, tutti testati in laboratorio A, hanno dato una sensibilità rispettivamente del 16% e del 43%, mentre la specificità era del 100% per entrambi. Al contrario, i risultati del terzo pannello (n.30) di campioni clinici sul campo analizzati dal laboratorio B hanno fornito una concordanza completa con i risultati di DFAT, che è stata ulteriormente completamente confermata dal laboratorio A (85% di sensibilità e specificità al 100%). La variazione batch-to-batch è stata suggerita come possibile spiegazione per la sensibilità fluttuante relativamente bassa con RIDT24.

Allo stesso tempo, un altro studio ha eseguito un processo di convalida simile del RIDT sopra descritto, con una modifica del protocollo consigliato dal produttore14. La fase di pre-diluizione (1:10) in PBS è stata omessa durante la preparazione del materiale cerebrale. Sulla base di questo protocollo più semplice modificato, gli autori hanno ottenuto sensibilità e specificità rispettivamente del 95,3% e del 93,3% rispetto al DFAT testando, in condizioni di laboratorio, un set di dati di 73 campioni di cervelli animali, naturalmente o sperimentalmente infettati da vari ceppi RABV. Lo studio ha presentato la prima valutazione di questo RIDT in un ambiente di campo (Chad, Africa). In 48 campioni clinici di cervello, sensibilità e specificità erano 94.4% e 100%, rispettivamente. Le discrepanze tra DFAT e RIDT erano dovute a risultati falsi positivi con DFAT, determinato dopo la conferma con RT-PCR. Quando questi risultati sono stati eliminati, c’era completa concordanza, e ha dimostrato che il RIDT era più affidabile che DFAT in questi condizioni di campo14. Non è stata osservata alcuna variazione batch-batch utilizzando il protocollo modificato. Quando il protocollo modificato è stato applicato a un piccolo numero di campioni divergenti DFAT/ RIDT (n.8) nello studio di Eggerbauer et al.24, tutti sono stati trovati concordant (100% sensibilità).

Un altro grande vantaggio del RIDT è l’uso secondario per rilevare l’RNA virale fissato sulla striscia utilizzando tecniche molecolari (come RT-PCR) e la successiva genotipizzazione14,24. Dopo una fase di estrazione, Léchenne et al.14 ha dimostrato l’RNA virale fissato sulla membrana del dispositivo Anigen usando RT-PCR con sensibilità dell’86,3% in un pannello di 51 campioni (compresi 18 campioni testati e spediti dal Ciad a temperatura ambiente). La genotipizzazione successiva è stata possibile nel 93% dei 14 campioni testati. È stato utilizzato il sequenziamento di amplificatori PCR di almeno 500 nucleotidi di lunghezza. Oltre agli isolati di RABV, il test ha rilevato altre quattro specie di lyssavirus, DUVV, EBLV-1, EBLV-2 e Bokeloh bat lyssavirus (BBLV), durante un test inter laboratorio internazionale completamente concordante14. La sensibilità del rilevamento dell’RNA virale era ancora più elevata (100%) nello studio di Eggerbauer et al., sulla base di esame di campioni di laboratorio24. Quest’ultimo studio ha anche dimostrato che il buffer utilizzato nel kit RIDT inattivato virus. In questo modo, i dispositivi possono essere spediti facilmente, a temperatura ambiente senza specifiche precauzioni di biosicurezza per fare riferimento ai laboratori, per la conferma molecolare e la genotipizzazione.

In base alle valutazioni precedenti, gli strumenti RIDT offrono numerosi vantaggi per l’utilizzo nelle impostazioni dei campi, soprattutto quando le tecniche di diagnostica di riferimento non sono disponibili. Tuttavia, questo test ha anche alcune limitazioni, in particolare, bassa sensibilità del rilevamento dell’antigene14,24. Il test è applicabile a campioni contenenti elevate quantità di antigeni virali, come campioni cerebrali. Tuttavia, non è appropriato per altri campioni come la saliva o altri fluidi corporei. Un altro inconveniente è il costo del dispositivo (circa 5-10 euro in Europa), che è meno costoso rispetto al costo di esecuzione DFAT, RT-PCR o DRIT, ma che rimane ancora elevato per i LMIC. Tuttavia, lo sviluppo futuro e la convalida di RID simili da altre aziende potrebbero portare a una diminuzione dei prezzi. Uno studio ha segnalato variazioni batch-to-batch. Anche se non segnalati da altri, durante il test di un nuovo batch devono comunque essere eseguiti controlli di qualità rigorosi, come per qualsiasi reagente utilizzato in un ambiente di gestione della qualità. L’utilizzo del protocollo modificato non è stato modificato quando si utilizzano batch diversi14. Tutti tranne uno studio hanno dimostrato che la sensibilità del RDIT era elevata rispetto al DFAT (circa il 90%-95%). Poiché la rabbia è sempre fatale, si consiglia comunque di confermare eventuali risultati negativi con RDIT utilizzando un test diagnostico di riferimento come DFAT, DRIT o RT-PCR14.

In questo manoscritto, presentiamo un protocollo completo per la diagnosi postmortem sul campo della rabbia animale basato su un esempio di RIDT commercializzato, dalla raccolta di campioni cerebrali all’applicazione di un protocollo modificato rispetto alle raccomandazioni del produttore (che sono state precedentemente convalidate14)e successive analisi molecolari. Questo protocollo è stato applicato e convalidato molte volte in condizioni di campo in Africa occidentale e centrale, dove il RIDT è stato utilizzato regolarmente per la diagnosi di rabbia insieme al test DFAT. Dimostriamo inoltre una seconda applicazione per il dispositivo, in ambienti di laboratorio, per l’estrazione e il rilevamento utilizzando RT-PCR di RNA virale fissato sul dispositivo.

Protocol

1. Raccolta di campioni tramite il foramen magnum (percorso occipitale)25 NOTA: questa tecnica può essere implementata in condizioni di laboratorio o in impostazioni di campo. I campioni devono essere trattati il prima possibile dopo la morte del sospetto animale o conservati a temperatura fredda (refrigerati o congelati, se possibile) per evitare la decomposizione che potrebbe influenzare i risultati. Simile ad altre tecniche di riferimento basate sul rilevamento di antigeni lyssavirus come DFAT e DRIT, i campioni decomposti non devono essere testati perché possono influenzare il risultato (rischio di risultato falso negativo). AVVISO: Tutti i campioni devono essere considerati potenzialmente infettivi. Le norme e le procedure di sicurezza devono essere rigorosamente seguite, anche nelle impostazioni del campo4. In particolare, indossare adeguate attrezzature protettive personali tra cui maschera, occhiali, guanti e un camice da laboratorio. Utilizzare un disinfettante appropriato per le decontaminazioni di materiale e campioni (ad esempio, ipoclorito di sodio con diluizioni raccomandate dal produttore, 70% di alcol – etanolo o isopropanolo, 1% soluzione di sapone). Tutti i campioni di trattamento del personale devono essere vaccinati contro la rabbia. Rimuovere la testa animale con un coltello prima della prima vertebra cervicale (vertebra atlante) per accedere al forame magnum.NOTA: Per ridurre al minimo l’aerosol infettivo, evitare di utilizzare una sega manuale o uno strumento simile. Raccogliere il campione di tronco encefalico (medulla oblongata) utilizzando una pipetta di plastica usa e getta (Figura 2A), una cannuccia da bere ( Figura2B), un morsetto ( Figura2C) o un contagocce (fornito con il RIDT) ( Figura2D).NOTA: Particolare attenzione deve essere prestata quando si raccoglie il campione, perché è un passo più importante per l’affidabilità dei risultati. Oltre al video associato che mostra in modo semplice come raccogliere la parte del tronco encefalico di interesse, è altamente raccomandato un passaggio di formazione per assicurarsi di raccogliere la sezione anatomica corretta. Facoltativamente e in aggiunta al tronco encefalico (medulla oblongata), raccogliere altre parti del tronco encefalico o del cervello (cervelletto, ippocampo, talamo e corteccia) con lo stesso percorso occipitale spingendo e ruotando la pipetta di plastica o paglia verso la presa oculare (Figura 3). Se si utilizza una cannuccia o una pipetta, spremere delicatamente per depositare il campione di cervello (0,5-2 g) in un tubo per analisi successive e/o biobanking.NOTA: l’archiviazione di esempio in glicerolo non è consigliata, in quanto sembra influenzare il flusso capillare o il passaggio di rilegatura anticorpale del RIDT18. 2. Esecuzione del protocollo RIDT modificato14 NOTA: questa modifica omette una fase di diluizione (1:10) in PBS, come specificato nel protocollo del produttore (tutte le versioni) e può essere implementata nelle impostazioni di laboratorio o di campo. Utilizzare il tampone/contagocce per raccogliere l’equivalente di mezza arachide o piselli (0,1-0,5 g) di materiale cerebrale e posizionarlo nel tubo campione tampone.NOTA: per il protocollo modificato, tutti i reagenti/consumabili sono inclusi nel kit (non è necessario alcun PBS o tubo aggiuntivo) (Figura 4). Documentare il numero batch del kit e verificare la validità della data di scadenza. Schiacciare con cura il materiale cerebrale direttamente nel tubo con il tampone o il contagocce per circa 30 s fino a ottenere una sospensione omogenea.NOTA: La reazione tampone inattiva l’infettività del virus nelle condizioni del protocollo24del produttore. Utilizzando il contagocce, depositare quattro gocce (circa 100 ) della sospensione nell’inserimento del campione sul dispositivo di prova. Attendere la migrazione completa del campione (1-5 min) prima di leggere il dispositivo di test. La migrazione dovrebbe iniziare rapidamente dopo il deposito del campione (1-5 min). In caso di ritardo (a causa di sospensione ad alta viscosità) o per accelerare l’inizio della migrazione, graffiare delicatamente il fondo del sito di deposito del dispositivo con il contagocce (1-5 volte) e alla fine aggiungere 1-2 più gocce. La migrazione dovrebbe iniziare immediatamente dopo. Leggere il risultato del test nella finestra di rilevamento dopo 5-10 min e non più di 20 min, dopo la fine della migrazione. Interpretare il risultato in base alla presenza o all’assenza della linea di controllo (linea C) e della linea di prova (linea T) (linee viola) nella finestra di rilevamento, secondo la figura 5. Si consideri positivo di esempio quando due righe sono visibili (Figura 5A), negativo se è presente solo la linea C (Figura 5B) e non è valida se è presente solo la linea T o se non sono visibili righe (Figura 5C).NOTA: i risultati non validi devono essere ripetuti almeno una volta. Altre tecniche devono essere eseguite se i risultati rimangono non validi. I risultati negativi ottenuti con RIDT devono essere successivamente confermati utilizzando un metodo di riferimento standard d’oro, come DFAT, DRIT e metodi molecolari (reazione a catena polimerasi o PCR). Anche se la sensibilità di questo test è elevata (vedi risultati rappresentativi), non è al 100%. Conservare i dispositivi usati a temperatura ambiente, o refrigerare/congelare quando possibile, per la successiva analisi molecolare (vedi sezione 4). Congelare il resto della sospensione del campione a -20 gradi centigradi nel tubo tampone per ripetere il test se necessario o per una successiva analisi molecolare. 3. Estrazione e rilevamento dell’RNA da parte di RT-qPCR dal dispositivo RIDT NOTA: Questo passaggio può essere implementato solo in condizioni di laboratorio con ambiente adattato e attrezzature idonee per la diagnosi molecolare. Può essere fatto subito dopo il test RIDT o retrospettivamente su dispositivi RIDT archiviati, conservati a temperatura ambiente (15-30 c), refrigerati o congelati. Estrazione dell’RNANOTA: Per monitorare la fase di estrazione, si consiglia di utilizzare un controllo interno che può essere un mRNA endogeno (ad esempio , atta) o un controllo esogeno (come l’RNA sintetico eGFP) direttamente aspillito nel campione durante i primi passaggi dell’estrazione26,27. Aprire con attenzione il dispositivo e rimuovere la carta da filtro. Tagliare l’area di deposito del campione e metterla in un tubo contenente 1 mL di Tri-Reagent LS. Incubare a RT per 1 ora con delicata agitazione manuale regolare. Eseguire l’estrazione in conformità con le raccomandazioni del produttore, come descritto in precedenza27. In questa fase, è possibile aggiungere il controllo interno esogeno. Durante il processo, aggiungere 2 l di glicogeno per facilitare la precipitazione dell’RNA, secondo le raccomandazioni del produttore. Regolare il volume finale per la sospensione dell’RNA in acqua priva di nucleana, con un volume di 50 -L generalmente utilizzato.NOTA: Alla fine della fase di centrifugazione per la separazione di fase acquosa e organica (dopo l’aggiunta di 200 L di cloroformio nel Tri-Reagent LS), il pezzo di membrana del dispositivo sarà nella parte inferiore del tubo e non interferirà con la raccolta della fase acquosa superiore. In alternativa, altri protocolli facili e rapidi possono essere utilizzati, ad esempio, utilizzando reagenti a base di fenolo e membrane di silice28. Rilevamento da PARTE di RT-qPCR26NOTA: il rilevamento di potenziali RNA virali presenti nei campioni estratti può essere effettuato utilizzando diverse tecniche molecolari, come la trascrizione inversa PCR, convenzionale (endpoint) o PCR in tempo reale (qPCR). Sono disponibili diversi metodi, come RT-PCR27,29 o RT-qPCR26,30 mirano alla nucleoproteina virale o al gene della polimerasi. Un esempio sarà presentato di seguito sulla base di un doppio pan-lyssavirus combinato RT-qPCR che mira a una regione conservata tra la polimerasi virale. Questa tecnica RT-qPCR associa due diversi RT-qPCR: uno basato sulla tecnologia sonda TaqMan (pan-RABV RT-qPCR) e l’altro utilizzando il rilevamento SyBR verde (pan-lyssa RT-qPCR). Inoltre, la rilevazione di un controllo interno esogeno (RNA eGFP) direttamente aspillito durante il processo di estrazione è effettuata da uno specifico RT-qPCR basato su sonda TaqMan (eGFP RT-qPCR). Un’attenta convalida in loco delle tecniche molecolari selezionate per il rilevamento dell’RNA virale è importante, in particolare, per verificare che i primer, e le sonde per RT-PCR in tempo reale, siano adattati per il rilevamento dei ceppi che circolano nella regione di interesse4. Diluire il campione di RNA a 1:10 in acqua priva di nuclesio. Testare ogni campione di RNA in duplicato, utilizzando una piastra di reazione di 96 pozzetto o altri formati. Utilizzare controlli positivi e negativi per ogni saggio e testare almeno in duplicato. Preparare la soluzione di reazione master mix per i tre diversi saggi RT-qPCR secondo la tabella 1e con i primer/probe indicati nella tabella 2. Aggiungete 5 -L di campioni di RNA diluito e 15 di mix master a ciascuno dei tre diversi saggi. Il saggio pan-RABV RT-qPCR e l’analisi rt-qPCR eGFP possono scorrere nella stessa piastra. Eseguire i diversi saggi seguendo le condizioni di ciclo termico indicate nella tabella 3. Se è disponibile un solo ciclore termico PCR, iniziare con il pan-RABV RT-qPCR e mantenere la piastra per il pan-lyssa RT-qPCR a 4 gradi centigradi fino alla fine del pan-RABV RT-qPCR. Analizzare i risultati ottenuti con i tre saggi secondo la tabella 4. 4. Genotipizzazione dopo l’estrazione dell’RNA dal dispositivo RIDT Trascrizione inversa RT27,29 Preparare un mix master con 6 gradi di RNA, 2 litri di pd(N)6 primer casuali (200 g/l) e 2 l’acqua senza nuclesiera per un volume finale di 10 .L. Incubare a 65 gradi centigradi per 10 minuti in un blocco di calore e poi conservare sul ghiaccio. Preparare un master mix con 6 luna di 5 volte Buffer Primo-Strand, 2 -L di 0,1 M dithiothreitol (DTT), 1 L (200 U) di trascrizione inversa Superscript II, 2 L (80 U) di RNasin, 2 L di mix dNTP (10 M) e completo di acqua senza nucleamento per ottenere un volume finale di 20 gradi per ogni campione. Aggiungete il master mix (20 o L) al campione (10 o L) (volume finale di 30 gradi centigradi) e incubate a 42 gradi centigradi per 90 minuti in un blocco di calore. Procedere al passaggio successivo con l’amplificazione PCR o conservare il cDNA a -20 gradi centigradi. PCR convenzionale27,29,31NOTA: sono disponibili diverse tecniche di PCR convenzionali per la genotipizzazione. Due sono presentati, sia PCR emi-annifa, che prendono di mira una parte della nucleoproteina o una parte della proteina virale del lissavirus. Il protocollo è lo stesso per ciascuno di questi saggi, ad eccezione dei primer e delle condizioni di ciclismo. I controlli positivi (RNA positivo) e negativo (cDNA negativo e/o acqua priva di nuclesi) devono essere inclusi in ogni serie e in ogni ciclo di PCR. Preparare per ogni campione in un microtubo da 0,2 mL una soluzione di reazione master mix per il primo passo PCR. Questo mix contiene 5 di 10 volte NH4 Reaction Buffer, 2,5 -L di mgCl2 soluzione (50 mM), 1 L di dNTP Mix (10 M), 1 l di ogni primer (10M), 0,2 L (1 U) di Biotaq DNA polymerase e 37,3 l di acqua priva di nuclenon (volume finale di 48L). I primer sono indicati nella tabella 5. Aggiungere 2 o L di cDNA in ogni tubo e pedalare su un ciclore termico PCR convenzionale separato per ogni analisi, secondo la tabella 6. Preparare una seconda soluzione di reazione master mix identica a quella precedente con l’utilizzo dei primer appropriati (Tabella 5) per la reazione PCR annidata. Aggiungere 2 l del primo prodotto PCR rotondo e il ciclo su un riciclatore termico PCR convenzionale utilizzando i parametri ciclici indicati nella tabella 6. Visualizza i diversi prodotti PCR (PCR al primo e secondo round) dopo averli caricati su un gel di agarose dell’1% (100 mL di buffer EDTA in acetato di Tris 1x – TAE 1x) con bromuro di etidio (concentrazione finale intorno allo 0,01%) e far funzionare il gel per 30 min a 120 V. Un risultato PCR positivo si osserva sotto forma di una banda luminosa delle dimensioni previste (Tabella 5). Sequenziamento di Sanger Eseguire un sequenziamento Sanger degli amplificatori ottenuti con la PCR con anemi annidati pan-lyssavirus e completare l’analisi di genotipizzazione.

Representative Results

Come con qualsiasi metodo di diagnostica, la raccolta di campioni è di fondamentale importanza per l’affidabilità dei risultati, soprattutto se eseguita nelle impostazioni del campo. Il processo di raccolta deve essere il più semplice possibile per garantire la raccolta di campioni di alta qualità. La raccolta di una biopsia cerebrale (tronco cerebrale con medulla oblongata) attraverso la via magnum foramen per la diagnosi postmortem della rabbia animale soddisfa questo requisito, come indicato nella Figura 2A-D25. Dopo la raccolta, l’esempio di cervello viene inviato al protocollo modificato del RIDT, riepilogato nella Figura 6. Come indicato nella sezione Protocollo, l’adattamento principale del protocollo fornito dal produttore è l’omissione della fase di diluizione in PBS, che semplifica la procedura e i materiali di consumo/reagenti necessari, quindi tutti inclusi nel kit (Figura 4). Questo protocollo modificato è stato implementato e valutato in cinque diversi laboratori, tra cui un centro collaborativo dell’OMS sulla rabbia (Lab 1, Francia), un centro di riferimento FAO per la rabbia (Lab 5, Italia) e tre laboratori di riferimento situati nei paesi africani enzootici, Ciad (Lab 2), Costa d’Avorio (Lab 3) e Mali (Lab 4). In Ciad, una valutazione del RIDT è stata eseguita sia in laboratorio che in quelli di campo. Rispetto alla tecnica di riferimento DFAT, la sensibilità e la specificità del RDIT erano alte per tutti i laboratori, con dal 96% al 100% e dal 93,7% al 100%, rispettivamente (tabella 7). La sensibilità e la specificità più basse del RDIT sono state ottenute per il Lab 1 (Francia) durante la fase di convalida del laboratorio. In base al numero cumulativo di campioni testati (n.162) (tabella supplementari 1), la sensibilità e la specificità complessive rispetto al DFAT erano rispettivamente del 98,2% e del 95,8%(tabella 7). Tuttavia, questi risultati preliminari ma promettenti sono stati ottenuti su un set di dati di campione limitato e devono essere ulteriormente confermati su un gran numero di campioni positivi e negativi, in particolare per quelli testati in aree enzootiche, per evitare potenziali sottostima o distorsione a causa degli attuali set di dati eterogeno. Il test RIDT è adatto per rilevare il virus lyssavirus nelle biopsie cerebrali da animali infetti, dove il livello di antigeni lissavirus è importante. Tuttavia, il limite di prova del rilevamento rimane elevato quando si testa la sospensione dei virus titolati(tabella 8; Figura 7). La tabella 9 (da Léchenne 201614) mostra un esempio di risultati ottenuti dopo il rilevamento dell’RNA dal doppio pan-lyssavirus combinato RT-qPCR che prendono di mira la polimerasi virale del lissavirus. È stato testato un pannello di 51 test RIDT positivi eseguiti in condizioni di laboratorio (Laboratorio 1, n. 32) o in Chad (Laboratorio 2, n.19) e poi spedito a temperatura ambiente al Laboratorio 1. Per 18 (94,7%), 26 (81,2%) si è ottenuta una rilevazione positiva e 44 (86,3%) campioni dal Laboratorio 1, dal Laboratorio 2 e dai due messi insieme, rispettivamente. Inoltre, la genotipizzazione è stata eseguita per 14 di questi campioni (10 del Lab 1 e 4 del Lab 2) utilizzando la PCR annidata e di fatto mira reagere il gene nucleoproteina parziale e ha avuto successo per 13 di essi (93%) (da Léchenne et al. 201614). Figura 1: Rappresentazione schematica della struttura di un RIDT per la diagnosi della rabbia. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 2: Esempi di tecniche semplici e rapide per la raccolta di campioni di cervello (tronco cerebrale con medulla oblongata) negli animali (cane mostrato qui) tramite il forame occipitale in impostazioni di campo (Mali). (A) Collezione con pipetta di plastica usa e getta (B) Collezione con una raccolta di plastica da bere (C) con un morsetto (D) Collezione con il contagocce di smaltimento fornito nel kit RIDT. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 3: Sezione anatomica longitudinale della testa di cane, che mostra le diverse parti del cervello (tronco cerebrale, cervelletto, ippocampo, talamo e corteccia) raccolti quando si spinge, in un movimento rotatorio, una pipetta di plastica usa e getta attraverso il percorso dei forame occipitali. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 4: Descrizione del contenuto del kit RIDT, incluso il dispositivo, un contagocce di plastica usa e getta, un tampone usa e getta e il diluente di saggio. Il tubo in cui verrà raccolto e conservato il campione non è fornito. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 5: Risultati rappresentativi per l’interpretazione dell’Anigen RIDT. (A) Risultati positivi (presenza visibile di due righe, C-line e T-line) (B) Risultati negativi (presenza visibile solo riga C) (C) Risultati non validi (assenza di linea C visibile). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 6: Rappresentazione schematica del protocollo RIDT, adattata dalle istruzioni del produttore. (A) Versione modificata del protocollo, con la cancellazione della fase di diluizione raccomandata dal produttore (B) Protocollo iniziale raccomandato dal produttore, con una fase di diluizione precedente a 1:10 nella PBS dei campioni cerebrali. I passaggi eliminati nella versione modificata del protocollo (presentato nella Figura 6A) sono indicati con una linea rossa. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Figura 7: Esempio di determinazione del limite di rilevamento di RIDT14. È stata utilizzata una diluizione seriale 10:1 di un virus della rabbia titolato del ceppo 9704ARG. La quantità di virus depositato su ciascun dispositivo è indicata in FFU (unità di messa a fuoco fluorescenti). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Saggio Pan-RABV RT-qPCR Reagente L/Reazione 2X Reaction Mix (un buffer contenente 0,4 mM di ogni dNTP e 6 mM MgSO4) 10 Acqua senza nuclea 1.5 Taq3long (Avanti) [10 M] 1 Taq17revlong (Inverti) [10 M] 1 RABV4 [10 m] 0.3 RABV5 [10 m] 0.3 MgSO4 [50 mM] (fornito nel kit) 0.25 Rox Dye di riferimento (25 M) (fornito nel kit) 0.05 RNasin (40U/EL) (Promega) 0.2 SuperScript III RT/Platinum Taq Mix 0.4 Totale per reazione 15 eGFP RT-qPCR saggio Reagente L/Reazione 2X Reaction Mix (un buffer contenente 0,4 mM di ogni dNTP e 6 mM MgSO4) 10 Acqua senza nuclea 2.8 EGFP1F (Avanti) [10 M] 0.5 EGFP2R (Inverti) [10 M] 0.5 Sonda eGFP [10 M] 0.3 MgSO4 [50 mM] (fornito nel kit) 0.25 Rox Dye di riferimento (25 M) (fornito nel kit) 0.05 RNasin (40U/EL) (Promega) 0.2 SuperScript III RT/Platinum Taq Mix 0.4 Totale per reazione 15 Saggio Pan-lyssa RT-qPCR Reagente L/Reazione 2x SYBR Verde Reaction Mix 10 Acqua senza nuclea 2.1 Taq5long (Avanti) [10 M] 1 Taq16revlong (Inverti) [10 M] 1 MgSO4 [50 mM] (fornito nel kit) 0.25 Rox Dye di riferimento (25 M) 0.05 RNasin (40U/EL) (Promega) 0.2 SuperScript III RT/Platinum Taq Mix 0.4 Totale per reazione 15 Tabella 1: Descrizione della soluzione di reazione del master mix per i tre diversi assays RT-qPCR (pan-RABV RT-qPCR, pan-lyssa RT-qPCR e eGFP RT-qPCR). Test di valutazione RT-qPCR Nome digitare Lunghezza Sequenza (5′-3′) Senso Posizione pan-RABV RT-qPCR saggio Taq3long Primer 22 ATG AGA AGT GGA AYA AYC ATC A S (in vi 7273-7294a Taq17revlong Primer 25 GAT CTG TCT GAA TAA TAG AYC CAR G Come 7390-7414a RABV4 Sonda (FAM/TAMRA) 29 AAC ACY TGA TCB AGK ACA GAR AAY ACA TC Come 7314-7342a RABV5 Sonda (FAM/TAMRA) 32 AGR GTG TTT TCY AGR ACW CAY GAG TTT TTY CA S (in vi 7353-7384a Saggio Pan-lyssa RT-qPCR Taq5long Primer 23 TAT GAG AAA TGG AAC AAY CAY CA S (in vi 7272-7294a Taq16revlong Primer 25 GAT TTT TGA AAG AAC TCA TGK GTY C Come 7366-7390a eGFP RT-qPCR saggio EGFP1F Primer 20 GAC CAC TAC CAG CAG AAC AC S (in vi 637-656b EGFP2R Primer 19 GAA CTC CAG CAG GAC GAG G Come 768-750b EGFP Sonda (FAM/TAMRA) 22 AGC ACC CAG TCC GCC CTG AGC A S (in vi 703-724b Tabella 2: Descrizione dei primer/probe per i tre diversi saggi RT-qPCR (pan-RABV RT-qPCR, pan-lyssa RT-qPCR e eGFP RT-qPCR). un Secondo la sequenza genomica RABV del virus Pasteur (PV) (numero di adesione della GenBank M13215). b Secondo la sequenza pEGFP-1 vettoriale di clonazione (numero di adesione GenBank U55761). Pan-RABV RT-qPCR e eGFP RT-qPCR assaggi Passo Ciclo Temp Ore Raccolta dati Trascrizione inversa 1 45 gradi centigradi 15 min inattivazione RT/denaturazione iniziale 1 95 gradi centigradi 3 min Amplificazione 40 95 gradi centigradi 15 s 61 gradi centigradi 1 min Punto finale Saggio Pan-lyssa RT-qPCR Passo Ciclo Temp Ore Raccolta dati Trascrizione inversa 1 45 gradi centigradi 15 min inattivazione RT/denaturazione iniziale 1 95 gradi centigradi 3 min Amplificazione 40 95 gradi centigradi 15 s 55 gradi centigradi 1 min Punto finale Curva di dissociazione 1 95 gradi centigradi 15 s Aumentare 0,1 gradi centigradi, 55-95 gradi centigradi 55 gradi centigradi 1 min 95 gradi centigradi 15 s 55 gradi centigradi 15 s Tabella 3: Descrizione delle condizioni di ciclo termico per i tre diversi saggi RT-qPCR (pan-RABV RT-qPCR, pan-lyssa RT-qPCR e eGFP RT-qPCR). Analisi Analisi Risultati Interpretazione RT-qPCR eGFP Cq nell’intervallo di accettazione Estrazione convalidata L’analisi di altri saggi può essere fatta Cq fuori dall’intervallo di accettazione Estrazione non convalidata Riprovare il campione (ripetere la corsa o/e l’estrazione), richiedere un altro campione se necessario pan-RABV RT-qPCR Cq <38 Positivo Rilevamento positivo dell’RNA virale Cq 38 dollari Negativo Analisi dell’analisi pan-lyssa RT-qPCR pan-lyssa RT-qPCR Curva di fusione considerata positiva Positivo Rilevamento positivo dell’RNA virale Curva di fusione considerata negativa Negativo Assenza di rilevamento dell’RNA virale Tabella 4: Interpretazione complessiva del doppio saggio combinato pan-lyssavirus RT-qPCR. Emi-nested di saggio PCR convenzionale Tondo PCR Nome Lunghezza Sequenza (5′-3′) Senso Posizionareun Dimensione dell’amplificatore (bp) PCR emi-annidato che prende di mira il gene della polimerasi 1o turno PVO5m 20 ATG ACA GAC AAY YTG AAC AA S (in vi 7170-7189 320 PVO9 19 TGA CCA TTC CAR CAR GTN G Come 7471-7489 2o turno PVO5m 20 ATGA CAG ACA AYY TGA ACA A S (in vi 7170-7189 250 PVO8 (in oalfa) 22 GGT CTG ATC TRT CWG ARY AAT A Come 7398-7419 PCR emi-annidato mirato al gene nucleoproteina 1o turno N127 (in n: 20 ATG TAA CAC CTC TAC AAT GG S (in vi 55-74 1532 N8m 19 CAG TCT CNG CCA TCT CCT C Come 1568-1586 2o turno N127 (in n: 20 ATG TAA CAC CTC TAC AAT GG S (in vi 55-74 845 N829 (in n. di 19 GCC CTG GTT CGA ACA TTC T Come 881-899 Tabella 5: Descrizione dei primer utilizzati per la PCR convenzionale emi-annidata. PCR emi-annidato che prende di mira il gene della polimerasi Passo Ciclo Temperatura Ore Primo e secondo turno Denaturazione iniziale 1 94 gradi centigradi 3 min Denaturazione 35 94 gradi centigradi 30 s Ibridazione 56 gradi centigradi 45 s Allungamento 72 gradi centigradi 40 s Allungamento finale 1 72 gradi centigradi 3 min PCR emi-annidato mirato al gene nucleoproteina Passo Ciclo Temperatura Ore Primo turno Denaturazione iniziale 1 94 gradi centigradi 3 min Denaturazione 35 94 gradi centigradi 30 s Ibridazione 56 gradi centigradi 30 s Allungamento 72 gradi centigradi 45 s Allungamento finale 1 72 gradi centigradi 3 min Secondo turno Denaturazione iniziale 1 94 gradi centigradi 3 min Denaturazione 35 94 gradi centigradi 30 s Ibridazione 58 gradi centigradi 30 s Allungamento 72 gradi centigradi 30 s Allungamento finale 1 72 gradi centigradi 3 min Tabella 6: Descrizione delle condizioni di ciclo termico per la PCR convenzionale annidata emi-annidata. Laboratorio Paese Periodo di valutazione Nb di campioni Risultati DFAT Risultati RIDT Sensibilità Specificità Pos Neg Pos Neg Laboratorio 1 Francia 2015 82 50 32 50 32 96% 93.7% Laboratorio 2 Ciad 2012-2015 44 33 11 33 11 100% 100% Laboratorio 3 D’ avorio 2017 10 8 2 8 2 100% 100% Laboratorio 4 Mali 2017 18 15 3 15 3 100% 100% Laboratorio 6 Italia 2016 8 8 0 8 0 100% – Tutti 2015-2017 162 114 48 114 48 98.2% 95.8% Tabella 7: Determinazione dei parametri intrinseci (sensibilità, specificità) del test RIDT rispetto al metodo DFAT di riferimento, basata sull’analisi di un totale di 162 campioni e con la partecipazione di 5 diversi laboratori. Ceppo di virusun Host originale Posizione Concentrazione iniziale (FFU/mL)b Limite di rilevamento (FFU/mL)c 9147FRA Volpe rossa Francia 3,1 x 107 10 6 del sistemadi inade’ Cvs Isolamento del laboratorio – 1,6 x 107 10 6 del sistemadi inade’ 8743THA Umano Thailandia 8,1 x 107 > 8,1 x 106 9508C-K (SAD) Isolamento del laboratorio – 5,4 x 108 107 del sistema Pv Isolamento del laboratorio – 4,3 x 107 10 6 del sistemadi inade’ 9001FRA Cane Guyana francese 2,4 x 106 > 2,4 x 105 9704ARG (ARG) Bat Argentina 9,5 x 107 10 5 del sistemadi 04030PHI Umano Filippine 2,5 x 107 10 5 del sistemadi Tabella 8: Limite di rilevamento del RIDT utilizzando 8 diverse sospensioni del virus della rabbia titolato (da Léchenne et al. 201614). un CVS: Sfida ceppo di virus, SAD: Street Alabama Dufferin, PV: Pasteur virus. b Numero di unità di formazione di messa a fuoco fluorescente (FFU) per mL. c Numero di unità di formazione di messa a fuoco fluorescente (FFU) depositate sulla striscia. RIDT eseguita in Laboratorio 1 Laboratorio 2 Combinato Positivo Negativo Totale Positivo Negativo Totale Positivo Negativo Totale Rilevamento virale dell’RNA Positivo 18 1 19 26 0 32 44 7 51 Negativo 0 0 0 0 0 3 0 3 3 Totale 18 1 19 26 0 35 44 10 54 Tabella 9: Rilevamento dell’RNA virale con RT-qPCR sulla striscia di prova Anigen utilizzata in condizioni di laboratorio (Laboratorio 1), in condizioni di campo e spedita a temperatura ambiente (laboratorio 2) o combinata (da Léchenne et al. 201614). Tabella supplementare 1: Descrizione dei 162 campioni testati con il test RIDT per la determinazione dei parametri intrinseci presentati nella tabella 7. Fare clic qui per visualizzare questa tabella (fare clic con il pulsante destro del mouse per scaricare).

Discussion

Il RIDT è un metodo semplice, rapido e a basso costo per la diagnosi della rabbia post-mortem e un’alternativa promettente sul campo ai test di laboratorio. L’applicazione di tale test, in particolare per le aree decentralizzate dei paesi a basso e medio reddito, migliorerebbe la comprensione della prevalenza e della trasmissione del virus della rabbia su scala locale e potenzialmente nazionale. In combinazione con il metodo di raccolta rapida dei campioni cerebrali (senza necroscopia completa), un grande vantaggio è che il test può essere interamente eseguito nell’ambiente di campo, lontano dalle strutture di laboratorio. I campioni di cervelli raccolti tramite il foramen magnum possono essere utilizzati per il test, quindi non è necessario aprire completamente il cranio animale. Il test è semplice da eseguire e interpretare ed è particolarmente adatto per le attività di sorveglianza sul campo14. Altri vantaggi del RIDT rispetto al DFAT o DRIT non sono necessari controlli positivi e negativi e l’archiviazione del kit a temperatura ambiente. Inoltre, il protocollo modificato, in cui la fase di diluizione (1:10) in PBS viene omessa, non richiede reagenti aggiuntivi per eseguire il test e semplifica ulteriormente la procedura in condizioni di campo.

Un punto chiave è la qualità dei campioni cerebrali. I campioni devono essere raccolti e testati il prima possibile dopo la morte dell’animale sospetto, o mantenuti a temperatura fredda prima della prova, per evitare la degradazione. I campioni decomposti non devono essere testati perché possono influenzare il risultato (rischio di risultato falso negativo). Anche se non sono ancora disponibili dati per quanto riguarda la perdita di sensibilità di RIDT nel tempo per i campioni di cervello, ipotizziamo che sia simile rispetto al test DFAT32. Tuttavia, il tempo tra la morte dell’animale e l’esecuzione del test può essere ridotto, in quanto il test può essere fatto rapidamente e direttamente sul campo. Pertanto, vi è in generale un minor rischio di campioni decomposti.

Un altro passaggio critico all’interno del protocollo è la migrazione di sospensione di esempio. La migrazione dovrebbe iniziare subito dopo il deposito del campione (1-5 min). L’elevata viscosità della sospensione potrebbe quindi influenzare negativamente la migrazione. Grattando delicatamente la parte inferiore del sito di deposito del dispositivo con il contagocce e aggiungendo 1-2 gocce in più spesso risolve questo problema, e la migrazione inizia subito dopo.

La maggior parte dei test RIDT eseguiti nei laboratori africani (Chad, Costa d’Avorio e Mali) sono stati eseguiti a temperatura ambiente che può superare i 30 gradi centigradi, mentre l’intervallo di temperatura per lo stoccaggio e l’uso raccomandato dal produttore è di 15 gradi centigradi . Anche se non abbiamo identificato alcun impatto di alta temperatura sulle prestazioni del test RIDT, è necessario valutarlo con maggiore attenzione. Allo stesso modo, l’impatto dell’alta temperatura durante lo stoccaggio e il trasporto del dispositivo dopo l’uso per il rilevamento dell’RNA virale e la genotipizzazione richiede un’ulteriore valutazione. La sensibilità del rilevamento dell’RNA virale da parte di RT-qPCR dalla striscia RIDT può essere influenzata dalla qualità del campione cerebrale inizialmente utilizzato nel test, ma anche dalla condizione di archiviazione dei test RIDT dopo l’uso. Ad esempio, la sensibilità del rilevamento dell’RNA era maggiore quando i test RIDT usati venivano memorizzati in condizioni di laboratorio controllate (94,7%) rispetto alle condizioni di campo (ad esempio, Ciad) (81,2%)14. Queste condizioni potrebbero anche influenzare l’integrità (soprattutto la lunghezza) dell’RNA fissato sulla striscia, eventualmente spiegando la moderata sensibilità per la genotipizzazione basata su amplificatori PCR più lunghi (ad esempio, >500 nucleotidi)14. La sensibilità di RT-qPCR eseguita sulla striscia di prova è stata inferiore a quella ottenuta utilizzando le schede FTA Whatman (80,6%)14. Simile ad altre tecniche molecolari, il carico virale può anche influenzare il successo della genotipizzazione basata su strisce RDIT, con potenziali risultati negativi per campioni con basso carico virale14.

Il test non è attualmente raccomandato dall’OMS e dall’OIE per la diagnosi di routine e la sorveglianza della malattia, e un risultato non può essere utilizzato da solo per guidare il processo decisionale della PEP. È ancora necessaria un’ulteriore convalida dei test. Tuttavia, un’accurata diagnosi rapida della rabbia è un elemento cruciale dei sistemi di sorveglianza continua della rabbia ben funzionanti ed è strumentale per aumentare l’impegno politico, che è eminentemente importante per il successo del controllo sostenibile della rabbia33. I test RIDT offrono nuove opportunità diagnostiche per la rabbia in questo contesto e sono uno strumento utile per espandere la sorveglianza della rabbia animale sul campo nelle aree enzootiche a basso o medio reddito.

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dall’Alleanza globale per i vaccini e l’immunizzazione (GAVI), dalla Fondazione Wolfermann Nogeli, dalla Cooperazione svizzera per la ricerca africana (SARECO), dallo SWF Stiftung f’r wissenschaftliche Forschung, dalla Freiwillige Akademische Gesellschaft (FAG) di Basilea, dal programma bilaterale di cooperazione scientifica e tecnologica della Svizzera con l’Asia e dalla Fondazione Novarti per la ricerca biomedica.

Ringraziamo soprattutto i proprietari di cani, il personale veterinario e il personale di laboratorio per il loro grande impegno. Vogliamo anche riconoscere Lisa Crump per il montaggio della lingua.

Materials

Anti-Rabies Nucleocapsid Conjugate (lyophilizied, adsorbed) Bio-Rad, France 3572112 Fluorescein-5-isothiocyanate (FITC) conjugated polyclonal antibody against the nucleocapsid of rabies virus. Use for the DFAT reference tecnnique.
Applied Biosystems 7500 Real-Time PCR System Applied Biosystems, France 4351104 Amplification of the viral RNA by RT-qPCR after extraction from the RIDT device.
Disposable plastic pipette, drinking straw, clamp, dropper – – Equipment used for the collection of the brain stem (medulla oblongata) via the foramen magnus (occipital route).
Evans Blue Solution 1% Bio-Rad, France 3574911 Counter-coloration used for the DFAT to facilite the reading under UV microscope.
Primer eGFPF1 Eurofins Genomics, Germany – Forward primer for the amplification of the internal control eGFP by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-GACCACTACCAGCAGAACAC-3'.
Primer eGFPR2 Eurofins Genomics, Germany – Reverse primer for the amplification of the internal control eGFP by RT-qPCR after extraction from the RIDT device, sequence: 5'-GAACTCCAGCAGGACCATG-3'.
Primer Taq17 revlong Eurofins Genomics, Germany – Reverse primer for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-ATGAGAAGTGG
AAYAAYCATCA-3'.
Primer Taq3 long Eurofins Genomics, Germany – Forward primer for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-GATCTGTCTGAA
TAATAGAYCCARG-3'.
Probe eGFP FAM/TAMRA Eurofins Genomics, Germany – Forward primer for the amplification of the internal control by RT-qPCR after extraction from the RIDT device, sequence: 5'-AGCACCCAGT
CCGCCCTGAGCA-3'.
Probe RABV4 FAM/TAMRA Eurofins Genomics, Germany – Probe for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-AACACYTGATCBA
GKACAGARAAYACATC-3'.
Probe RABV5 FAM/TAMRA Eurofins Genomics, Germany – Probe for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after RNA extraction from the RIDT device, sequence: 5'-AGRGTGTTTTCYAG
RACWCAYGAGTTTTTYCA-3'.
Rapid Rabies Ag Test Kit BioNote Inc., Republic of Korea RG18-01DD Rapid immunochromatographic diagnostic test (RIDT, also named lateral flow device or LFD) for the post-mortem diagnosis of rabies.
Recombinant RNasin Ribonuclease Inhibitor Promega, USA N2515 Enzyme used with the kit for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after extraction from the RIDT device.
SuperScript III Platinum One-Step qRT-PCR Kit Invitrogen, France 11732-020 Kit for the amplification of the viral RNA by RT-qPCR after extraction from the RIDT device.
TRIzol Reagent Invitrogen, France 15596026 Phenol/chloroforme based total RNA extraction using the cellulose membrane of the RIDT.
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RabiesRapid Immunochromatographic TestPostmortem DiagnosisBrain Stem SampleResource-limited SettingsMolecular ApplicationDiagnostic ProcedureField ProtocolAfricaAsia

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Mauti, S., Léchenne, M., Naïssengar, S., Traoré, A., Kallo, V., Kouakou, C., Couacy-Hymann, E., Gourlaouen, M., Mbilo, C., Pyana, P. P., Madaye, E., Dicko, I., Cozette, P., De Benedictis, P., Bourhy, H., Zinsstag, J., Dacheux, L. Field Postmortem Rabies Rapid Immunochromatographic Diagnostic Test for Resource-Limited Settings with Further Molecular Applications. J. Vis. Exp. (160), e60008, doi:10.3791/60008 (2020).
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