概要

Culturing et mesure des os longs de murine fœtal et nouveau-né

Published: April 26, 2019
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概要

Ici, nous présentons une méthode pour la culture ex vivo de longs os murins aux stades fœtal et nouveau-né, approprié pour analyser le développement osseux et le cartilage et l’homéostasie dans des conditions contrôlées tout en récapitulant le processus in vivo.

Abstract

Les os longs sont des structures complexes et dynamiques, qui résultent de l’ossification endochondrale via un intermédiaire de cartilage. L’accès limité à des os humains sains rend particulièrement utile l’utilisation de modèles de mammifères, tels que la souris et le rat, pour examiner différents aspects de la croissance osseuse et de l’homéostasie. En outre, le développement d’outils génétiques sophistiqués chez la souris permet des études plus complexes de la croissance osseuse longue et demande une expansion des techniques utilisées pour étudier la croissance osseuse. Ici, nous présentons un protocole détaillé pour la culture osseuse murin ex vivo, qui permet l’étude de l’os et du cartilage d’une manière étroitement contrôlée tout en récapitulant la plupart du processus in vivo. La méthode décrite permet la culture d’une gamme d’os, y compris le tibia, le fémur et les os métatarsiens, mais nous nous sommes concentrés principalement sur la culture tibiale ici. En outre, il peut être utilisé en combinaison avec d’autres techniques, telles que l’imagerie en direct Time-lapse ou le traitement médicamenteux.

Introduction

La croissance de l’organe doit être étroitement accordée pour prévenir l’apparition de troubles de la croissance, et implique la régulation de plusieurs types de cellules, voies moléculaires et Diaphonie entre les différentes parties du corps. Les techniques d’imagerie sont essentielles pour remédier aux changements survenant au fil du temps dans un embryon en croissance, dans des conditions normales, ainsi qu’après une perturbation est induite dans le système. Les embryons avec développement intra-utérin, comme les modèles de rongeurs largement utilisés, présentent un défi supplémentaire pour l’imagerie en direct et le traitement médicamenteux, qui peut être partiellement surmonté en utilisant des techniques de culture ex vivo. Pour récapituler avec succès les processus in vivo et obtenir des résultats significatifs, il devient crucial de trouver les bonnes conditions culturantes pour chaque organe ou tissu.

La plupart des os du squelette mammalien poussent à travers l’ossification endochondrale, où le cartilage embryonnaire (composé de cellules appelées chondrocytes) entraîne une croissance longitudinale et est graduellement remplacé par l’OS. Ce processus se déroule aux plaques de croissance, situées à la fin des longs os, où trois zones peuvent être distinguées: repos, proliférative et hypertrophique1,2. Tout d’abord, les chondrocytes ronds de progéniteur dans la zone de repos se transforme en chondrocytes en colonnes cycloaires dans la zone proliférative. Au cours de la prochaine étape de différenciation, ces chondrocytes deviennent hypertrophiques et commencent à sécréter le collagène de type X. Les chondrocytes hypertrophiques orchestrent les étapes suivantes de l’ossification: ils sécrètent des molécules de signalisation clés, telles que le facteur de croissance du tissu conjonctif, les protéines morphogénétiques des os et le hérisson indien, et dirigent la minéralisation de la matrice, recrutent les vaisseaux sanguins de la partie centrale de l’OS, et, sur l’apoptose, permettent aux ostéoblastes (cellules formant des os) d’envahir la matrice pour former le centre d’ossification primaire3,4. La matrice minéralisée facilite la pénétration des vaisseaux sanguins à travers lesquels les ostéoblastes migrent pour remplacer ce cartilage dégradé par une matrice osseuse5. La plupart des ostéoblastes envahissent la matrice du cartilage du périchondrium, une couche fibreuse qui enveloppe le cartilage6. Alternativement, une proportion de chondrocytes hypertrophiques sont capables de survivre et de se transdifférencier en ostéoblastes7,8,9. La longueur finale de l’OS est due à la croissance accumulée du cartilage transitoire, dont le taux de croissance dépend à son tour du nombre et de la taille des chondrocytes hypertrophiques, et de leur production matricielle10. En outre, il a été récemment montré que la durée de la dernière phase d’hypertrophie est corrélée avec la longueur finale de l’OS11. Par conséquent, une régulation serrée de la prolifération et de la différenciation de ces cellules est nécessaire pour assurer une taille osseuse appropriée.

Malgré les connaissances substantielles acquises au fil des ans sur l’organisation et le développement des plaques de croissance, la plupart de ces conclusions reposent sur l’observation de sections histologiques fixes. Le sectionnement tissulaire fournit des informations précieuses sur ce processus, mais peut être monté avec des artefacts techniques, de sorte qu’il ne peut pas être toujours utilisé de manière fiable pour estimer les changements morphologiques ou de taille entre les différentes étapes. En outre, comme la croissance osseuse est un processus dynamique, les images statiques en deux dimensions (2D) offrent un aperçu limité du mouvement des cellules dans la plaque de croissance, tandis que l’imagerie Time-lapse sur les tissus vivants pourrait offrir des informations précieuses sur le comportement de la chondrocytes dans la plaque de croissance.

Toutes ces limitations peuvent être potentiellement résolues à l’aide de cultures osseuses ex vivo. Alors que les protocoles de culture osseuse ont été développés il y a quelque temps, ils ont été appliqués de près aux os longs murins. La plupart des études utilisent Chick Bones en raison des avantages techniques offerts par le poussin modèle12,13. Des cultures organotypiques (interface air/liquide) ont été appliquées aux fémurs embryonnaires de poussins, qui ont été maintenus en culture pendant 10 jours14. Les outils génétiques sophistiqués disponibles dans la souris rendent ce modèle très attrayant pour être utilisé dans la culture osseuse ex vivo. Les études qui utilisaient des souris pour examiner la croissance osseuse travaillaient principalement avec des os métatarsiens15, probablement en raison de leur petite taille et de plus grands nombres obtenus par embryon16. Bien que traditionnellement considérés comme des os longs, les métatarsiens entrent dans la sénescence (caractérisée par une réduction de la prolifération et de l’involution de la plaque de croissance17) plus tôt que d’autres os longs in vivo, et par conséquent leur croissance continue ex vivo ne vraiment récapituler le processus in vivo. Aux fins du présent article, nous utiliserons le terme «os longs» pour les os des régions proximales et des membres intermédiaires. Plusieurs études antérieures utilisaient de longs os murins, comme le tibia, dans des cultures ex vivo et observaient une croissance substantielle du cartilage mais peu d’ossification18. Nous avons également utilisé les cultures tibiales récemment, principalement pour étudier la dynamique des chondrocytes19. D’autres études ont utilisé des têtes fémorales de jeunes souris20 ou seulement la partie distale du fémur pour la culture21. Quelques travaux plus récents combinent avec succès la culture ex vivo des os complets avec l’imagerie Time-lapse pour acquérir des films tridimensionnels (3d) de chondrocytes dans le tissu de souris vivant22,23. Les auteurs ont réussi à observer des événements précédemment inaperçus dans le réarrangement des chondrocytes à la zone proliférative23 dans un bon exemple de l’application potentielle de la culture osseuse ex vivo. L’alternative, c’est-à-dire l’analyse d’images statiques, nécessite des techniques indirectes et complexes. Cela a été illustré par une étude récente évaluant l’importance des clones à orientation transversale pour la croissance du cartilage, où le traçage génétique avec des souches de souris de reporter multicolore couplé avec la modélisation mathématique ont été utilisés24. Par conséquent, la culture ex vivo peut aider à mieux comprendre les processus dynamiques de manière plus rapide et plus directe.

Ici, nous présentons une méthode pour la culture des os longs murins, qui peut être combinée avec différents traitements moléculaires et/ou avec l’imagerie en direct Time-lapse. Ce protocole adapte les méthodes utilisées dans les rapports précédents15,18,25, mais aborde quelques problèmes supplémentaires et se concentre sur les os longs tels que le tibia, plutôt que les os métatarsiens. Enfin, il explore le potentiel d’utiliser des comparaisons appariées statistiquement puissantes en cultivant les os gauche et droit séparément en présence de différentes substances.

Protocol

Toutes les expériences doivent être menées suivant les directives locales gouvernementales et institutionnelles de la manipulation éthique des animaux de laboratoire. 1. préparations avant la journée de la culture osseuse Configurez les accouplements de souris chronométrés pour obtenir des foetus et des chiots du jour embryonnaire 14,5 (E 14.5) et en avant.Remarque: La culture des os longs peut être appliquée avec succès à différentes souches de sour…

Representative Results

La culture osseuse peut être réalisée à partir de différentes étapes. Dans la figure 1a-D, on montre une comparaison entre le tibia cultivé et les fraîchement extraits à des stades équivalents. La première observation est que jusqu’à deux jours de culture, la taille obtenue est comparable à la croissance osseuse in vivo pour le cartilage et l’os minéralisé (figure 1a, B, D). De…

Discussion

Les méthodes de culture osseuse ex vivo ont été utilisées pendant un certain temps pour évaluer la biologie de la croissance osseuse28, mais ont été rarement appliquées à des os longs murins. Avec le développement de techniques d’imagerie, la culture osseuse ex vivo offre un moyen attrayant d’étudier la croissance osseuse en temps réel dans un cadre ressemblant étroitement aux conditions in vivo. Dans ce scénario, il est important de définir les conditions dans lesquelles la cro…

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous aimerions remercier Alexandra Joyner pour son soutien lorsque ce protocole a été établi, Edwina McGlinn et Yi-Cheng Chang pour le partage de l’acide rétinoïque. L’Institut australien de médecine régénérative est appuyé par des subventions du gouvernement de l’état de Victoria et du gouvernement australien.

Materials

5-Ethynyl-2'-deoxyuridine Santa Cruz CAS 61135-33-9
5-Bromo-2′-deoxyuridine Sigma B5002
50mL Conical Centrifuge Tubes Falcon 352070
60 mm TC-treated Center Well Organ Culture Dish, 20/Pack, 500/Case, Sterile Falcon 353037
Adobe Photoshop Adobe CS4
Ascorbic acid Sigma A92902
Base unit for the scope Zeiss 435425-9100-000
Betaglycerophosphate Sigma G9422
Binocular scope Zeiss STEMI-2000
Bovine Serum Albumin (BSA) fraction v Roche/Sigma 10735086001
DigiRetina 500 camera Aunet
Dissection kit Cumper Robbins PFS00034
DMEM Gibco 11960044
DMSO Sigma D8418
Eppendorf 2-mL tubes Eppendorf 0030120094
Ethanol 96% Merk 159010
Forceps Dumont#5 Inox08 Fine Science Tools T05811
Heracell 150 CO2 incubator Thermo Fisher 51026282
Minimum Essential Medium Eagle Sigma M2279
Multiwell 24 well Falcon 353047
Paraformaldehyde Sigma 158127
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Gibco 15140-122
Plastic pipettes 1mL Sterile Individually wrapped Thermo 273
Syringe filter 0.2 um  Life Sciences PN4612
Terumo syringe 20 mL Terumo DVR-5174
Tretinoin (retinoic acid) Sigma PHR1187-3X
Trinocular scope Aunet AZS400T

参考文献

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記事を引用
Uribe, V., Rosello-Diez, A. Culturing and Measuring Fetal and Newborn Murine Long Bones. J. Vis. Exp. (146), e59509, doi:10.3791/59509 (2019).

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