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神経科学

Iniezione diretta di un vettore lentivirale evidenzia più vie motorie del midollo spinale del ratto

Published: March 15, 2019
doi:
10.3791/59160
, , , ,
1Shriner’s Pediatric Research Center,Temple University

概要

Questo protocollo dimostra iniezione di un vettore virale retrogradely trasportabile nel tessuto del midollo spinale del ratto. Il vettore è preso alla sinapsi e trasportato al corpo cellulare dei neuroni bersaglio. Questo modello è adatto per l’analisi retrograda di importanti vie spinali o cellule targeting per applicazioni di terapia genica.

Abstract

L’introduzione di proteine di interesse nella cellule nel sistema nervoso è impegnativo a causa delle barriere biologiche innate che limitano l’accesso alla maggior parte delle molecole. Iniezione direttamente nel tessuto del midollo spinale ignora queste barriere, fornendo accesso ai corpi cellulari o sinapsi dove molecole possono essere incorporati. Combinando la tecnologia di vettore virale con questo metodo consente di introduzione di geni bersaglio in tessuto nervoso ai fini della terapia genica o la traccia del tratto. Qui un virus progettato per trasporto retrogrado altamente efficiente (HiRet) è stato introdotto alle sinapsi di interneuroni propriospinal (PNs) per incoraggiare il trasporto specifico ai neuroni nel midollo spinale e dei nuclei del tronco cerebrale. Targeting PNs sfrutta le numerose connessioni che ricevono da vie del motore come i tratti nucleo e reticulospinal, nonché la loro interconnessione con a vicenda durante segmenti del midollo spinale. Rappresentante l’analisi utilizzando il vettore HiRet con dettagli di alta fedeltà spettacoli costitutivamente attiva proteina fluorescente verde (GFP) di corpi cellulari, assoni e pergole dendritiche in PNs toracica e in neuroni di reticulospinal nella formazione reticolare di Pontina. HiRet incorpora bene nella vie del tronco cerebrale e PNs ma mostra età dipendente integrazione nei neuroni del tratto corticospinale. In sintesi, l’iniezione del midollo spinale usando vettori virali è un metodo adatto per introduzione di proteine di interesse in neuroni dei tratti mirati.

Introduction

Vettori virali sono importanti strumenti biologici che possono introdurre materiale genetico nelle cellule al fine di compensare i geni difettosi, proteine di sovraregolare l’importante crescita o fabbricare proteine marker che mettono in risalto la struttura e le connessioni sinaptiche del loro obiettivi. Questo articolo si concentra su iniezione diretta di un vettore lentivirale retrogradely trasportabile altamente efficiente nel midollo spinale del ratto al fine di evidenziare le principali vie del motore con l’analisi fluorescente.  Questo metodo è anche molto adatto per studi di rigenerazione e la ricrescita assonali per introdurre le proteine di interesse in diverse popolazioni di neuroni ed è stato utilizzato per mettere a tacere i neuroni per mappatura funzionale studi1,2.

Molti dei dettagli anatomici delle vie motorie spinali sono stati chiariti attraverso studi di iniezione diretta con traccianti classici quali BDA e fluoro-oro3,4,5,6,7 , 8. tali rivelatori sono considerati il gold standard ma possono avere alcuni svantaggi come l’assorbimento dagli assoni danneggiati, o assoni in passaggio nella materia bianca che circonda un’iniezione sito9,10,11 . Questo potrebbe portare a errate interpretazioni della connettività via e può essere uno svantaggio negli studi di rigenerazione dove assorbimento della tintura da assoni danneggiati o mozzati potrebbe essere scambiato per la rigenerazione delle fibre durante la successiva analisi12.

Vettori lentivirali sono popolari in studi di terapia genica, in quanto forniscono espressione stabile, a lungo termine in popolazioni neuronali13,14,15,16,17,18 ,19. Tuttavia, tradizionalmente confezionati vettori lentivirali può avere limitata trasporto retrogrado e può innescare la risposta del sistema immunitario quando utilizzato in vivo4,20,21. Un vettore di trasporto retrogrado efficiente chiamato HiRet è stato prodotto da Kato et modificando la busta virale con una glicoproteina del virus di rabbia per creare un vettore di ibrido che migliora il trasporto retrogrado22,23.

Analisi retrograda introduce un vettore nello spazio sinaptico di un neurone bersaglio, permettendo così di essere ripreso da assone di tale cella e trasportati al corpo cellulare. Trasporto di successo di HiRet è stata dimostrata da sinapsi neuronali nel cervello di topi e primati23,24 e dal muscolo nei motoneuroni22. Questo protocollo dimostra iniezione nel midollo spinale lombare, specificamente destinati i terminali sinaptici di propriospinal interneuroni e neuroni del tronco cerebrale. PNs ricevere connessioni da molte diverse vie spinali e quindi può essere utilizzato per indirizzare una popolazione diversificata di neuroni nel midollo spinale e del tronco cerebrale. Neuroni identificati in questo studio rappresentano circuiti che innervano motoneurone piscine relative alla funzione motoria hindlimb. Etichettatura robusto è visto nel midollo spinale e del tronco cerebrale, compresi i dettagli ad alta fedeltà di pergolati dendritiche e terminali assonici. Abbiamo anche utilizzato questo metodo negli studi precedenti all’interno del midollo spinale cervicale per etichettare propriospinal e del tronco cerebrale reticulospinal vie25.

Questo protocollo dimostra l’iniezione di un vettore virale nel midollo spinale lombare di un ratto. Come si vede nel film 1, l’incisione è mirata individuando la vertebra L1 che si trova presso l’ultima costola. Viene utilizzato come punto di riferimento caudale per un’incisione di 3-4 cm che espone la muscolatura sopra la colonna vertebrale L1-L4. Laminectomies degli aspetti dorsali delle vertebre T11-T13 vengono eseguite e un ago di vetro smussato è diretto 0.8 mm laterale dalla linea mediana e abbassato 1,5 mm profondità nella materia grigia per iniettare il virus.

Protocol

Tutte le seguenti procedure di cura chirurgica e animale sono state approvate dalla cura degli animali e uso Comitato della Temple University. 1. pre-operatoria preparazioni Preparare il vetro tirato aghi per iniezione virale pochi giorni prima dell’intervento chirurgico utilizzando pipette capillari 3,5 in vetro nanolitro progettati per nanolitro iniettori. Tirare ogni pipetta un estrattore di ago in due fasi secondo le istruzioni del produttore per creare due modelli di aghi. …

Representative Results

Iniezione di successo e di trasporto del vettore virale dovrebbe comportare di trasduzione di una popolazione robusta dei neuroni unilaterale nel midollo spinale ed in alcuni nuclei del tronco cerebrale. Figura 1 di seguito viene illustrato l’etichettatura stereotipata dei neuroni ed assoni nel midollo spinale toracico e nella formazione reticolare Pontina del tronco cerebrale ad post-iniezione quattro settimane. Espressione significativa di GFP è visto in neuroni in mat…

Discussion

Manipolazione genetica dei neuroni nel cervello e nel midollo spinale è servito ad evidenziare sensoriali, motorie e autonomiche vie tramite l’analisi fluorescente e di esplorare il potenziale di ricrescita dei tratti neuronale dopo lesione27,28, 29 , 30 , 31 , 32 , 33. diretto iniezione di…

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Quest’opera è stata finanziata da una sovvenzione dal Istituto nazionale dei disordini neurologici e colpo R01 R01NS103481 e Shriners Hospital per la ricerca pediatrica concede SHC 84051 e SHC 86000 e il dipartimento della difesa (SC140089).

Materials

#10 Scalpel Blades Roboz RS-9801-10 For use with the scalpel.
1 mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309659 For anesthetic IP injection, potential anesthetic booster shots, and antibiotic injections.
10mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309604 For injecting saline into the animal, post-surgery.
4.0 Chromic Catgut Suture DemeTECH NN374-16 To re-bind muscle during closing.
48000 Micropipette Beveler World Precision Instruments 32416 Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.
5% Iodine Solution Purdue Products L.P. L01020-08 For use in sterilzation of the surgical site.
70% Ethanol N/A N/A For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation, and surgeon's hands during surgery, as well as all other minor maintainances of sterility.
Anesthetic (Ketamine/Xylazine Solution) Zoetis 240048 For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.
Antibiotic (Cefazolin) West-Ward Pharmaceuticals NPC 0143-9924-90 To be injected subcutaneously to prevent infection post-surgery.
Bead Sterilizer CellPoint 5-1450 To heat sterilize surgical instruments.
Bonewax Fine Science Tools 19009-00 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Cauterizer Fine Science Tools 18010-00 To seal any arteries or veins severed during surgery to prevent excessive blood loss.
Digital Scale Okaus REV.005 For weighing the animal during surgical preparation.
Flexible Needle Attachment World Precision Instruments MF34G-5 For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.
Gelfoam Pfizer H68079 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Glass Capillary Tubes World Precision Instruments 4878 For pulled glass needles – should be designed for nanoliter injectors.
Hair Clippers Oster 111038-060-000 For clearing the surgical site of hair.
Hemostats Roboz RS-7231 For general use in surgery.
Kimwipes Kimtech 34155 For general use in surgery.
Medium Point Curved Forceps Roboz RS-5136 For general use in surgery.
Micromanipulator with a Vernier Scale Kanetec N/A For precise targeting during surgery.
Microscissors Roboz RS-5621 For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.
Microscope with Light and Vernier Scale Ocular Leitz Wetzlar N/A Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.
MicroSyringe Pump Controller World Precision Instruments 62403 To control the rate of injection.
Nanoliter 2000 Pump Head Injector World Precision Instruments 500150 To load and inject virus in a controlled fashion.
Needle Puller Narishige PC-100 To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.
Ophthalamic Ointment Dechra Veterinary Products RAC 0119 To protect the animal's eyes during surgery.
Parafilm Bemis PM-996 To assist with loading virus into the nanoinjector.
PrecisionGlide Needles (25G x 5/8) Becton, Dickinson and Company 305122 For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.
Rat Tooth Forceps Roboz RS-5152 For griping spinous processes.
Red Oil N/A N/A To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.
Retractors Roboz RS-6510 To hold open the surgical wound.
Rimadyl Tablets Bio Serv MP275-050 For pain management post-surgery.
Rongeurs Roboz RS-8300 To remove muscle from the spinal column during surgery.
Scalpel Blade Handle Roboz RS-9843 To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.
Scissors Roboz RS-5980 For general use in surgery.
Stainless Steal Wound Clips CellPoint 201-1000 To bind the skin of the surgical wound during closing.
Staple Removing Forceps Kent Scientific INS750347 To remove the staples, should they be applied incorrectly.
Sterile Cloth Phenix Research Products BP-989 To provide a sterile surface for the operation.
Sterile Cotton-Tipped Applicators Puritan 806-WC To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.
Sterile Gauze Covidien 2146 To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.
Sterile Saline Baxter Healthcare Corporation 281324 For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.
Surgical Gloves N/A N/A For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.
Surgical Heating Pad N/A N/A For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.
Surgical Microscope N/A N/A For enhanced visualization of the surgical wound.
Surgical Stapler Kent Scientific INS750546 To apply the staples.
T/Pump Heat Therapy Water Pump Gaymar TP500C To pump warm water into the water convection warming pad.
Water Convection Warming Pad Baxter Healthcare Corporation L1K018 For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.
Weighted Hooks N/A N/A To hold open the surgical wound.
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参考文献

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Keefe, K. M., Junker, I. P., Sheikh, I. S., Campion, T. J., Smith, G. M. Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord. J. Vis. Exp. (145), e59160, doi:10.3791/59160 (2019).
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