自由生育小鼠的长期感觉冲突

所有动物程序都遵循巴黎笛卡尔大学的动物条例。 1. 设备组件 注: 本协议中使用的设备是一种通过植入的头柱固定在小鼠头骨上的头盔状结构。 使用3d 打印机和白色不透明聚 (pla) 塑料, 使用此处提供的设备和头柱的设计和规格文件 (见材料表) 进行打印。注: 设备的尺寸如图 1所示, 头柱的尺寸如图 2所示。 将测试带条纹和假设备 (图 2a 11)。要获得条纹模型, 使用黑色指甲油, 在设备的外部表面绘制3毫米的大垂直条纹。假条件不需要对打印设备进行任何修改。 2. 头后植入手术 本协议中使用的所有材料都在补充资料的材料清单中详细说明。第2.7-2.9 步步骤使用植入试剂盒中提供的生物材料 (见材料表)。确保使用无菌仪器, 并安排不同区域的手术和恢复。一旦掌握, 植入程序持续约30分钟。 对于镇痛, 手术开始前 30分钟, 皮下注射丁丙诺非 (0.05 mg/kg), 并将动物放回家笼中。注: 丁丙诺非的镇痛效果持续约 12小时, 在手术结束后很长时间。根据我们的经验, 小鼠没有表现出任何与这种干预有关的痛苦迹象, 但随后的剂量 0.05 mgskg 丁丙诺非建议在手术后24小时服用。 将动物在含有 2.5%-3% 异氟醚气体的室内进行麻醉。等待 3分钟, 并检查是否通过观察呼吸和没有运动的小鼠在腔内进行适当麻醉。将鼠标传递到带有加热垫的手术台上的鼻锥, 并通过数字间挤压, 验证没有退缩反射, 并将异氟烷降低到1.5%。 用电动剃须刀刮掉鼠标的头。为了获得无菌环境, 用碘溶液擦拭剃须区, 并用70% 的酒精擦拭后的剃须区。再重复两次此过程。 在头部皮肤下注射盐酸利多卡因 (2%, 2 mg/kg) 进行局部麻醉, 并等待5分钟才能开始效果。为避免因干燥而造成眼睛损伤, 请用外用眼膜药膏捂住老鼠的眼睛。 用一双钝器, 抓住后脑勺的皮肤, 用一把钝剪刀 (或手术刀), 做一个约1.5 厘米的纵向切口, 露出头骨。 在手术刀的帮助下, 划伤骨膜。小心不要划伤太硬, 因为如果头骨开始轻微出血, 头柱的固定可能会受到损害。 在头骨中央涂一滴绿色激活剂。这将通过增加骨通透性来改善水泥的固定。 准备水泥: 将聚合物的一个勺子 (在植入试剂盒中提供) 与五滴单体和一滴催化剂混合。在刷子的帮助下, 在兰姆达和布雷格马头骨地标之间应用大量的水泥混合物; 快速将头柱放在水泥上, 从 lambda 到 bregma 的轻扫动作。头柱放置后, 在下部重新涂上更多的水泥, 以确保头柱正确粘在头骨上。为了保证正确的固定, 确保水泥得到充分的应用, 并在继续下一步之前干燥。注: 有了这个固定程序, 头柱将不会脱落, 并允许长期的, 重复的测试;在我们手中, 头柱摘除是 & lt;10%。 通过应用粉末-液体比制备树脂混合物, 使混合物的平滑一致性。应用树脂, 在那里使用水泥以及周围的头柱, 以保护其表面。 等待 3分钟, 树脂干燥, 用单丝缝合关闭耳朵后部的皮肤。用棉签, 涂抹稀释 (10%-20%)碘溶液到操作的区域。注: 确保皮肤不会卡在树脂上。 关闭麻醉, 并将动物置于红灯下, 以避免体温过低。将潮湿的食物和水凝胶或其他以凝胶为基础的水源放在笼子的地板上。不要让鼠标无人看管, 直到它恢复意识。一旦动物完全从手术中恢复 (通常是 3 0分钟到1小时后), 就把它放在一个有三四个人的笼子里, 以刺激社会交往。 3. 设备固定 手术后 48小时, 将定制的头部装置固定在头柱上。 使用一对1.2 毫米的螺丝和螺丝刀 (1.3 毫米六角), 将条纹装置上的孔与头柱上的孔对齐, 将螺丝固定好。要修复假条件, 请将设备倒置, 并将设备的后部 (图 1a)朝向左旋方向, 将设备上的孔与头柱上的孔对齐。注: 建议此步骤由两个操作员执行, 一个操作人员用单手鼠标约束按住鼠标, 另一个操作人员将设备固定到头柱上。如果固定是由一个操作人员完成的, 则可以在小鼠进行气体麻醉时放置该装置。 检查设备是否安全良好, 不能被动物取出, 并且设备不会直接对鼠标鼻子施加压力, 这可能会导致疼痛、呼吸困难或皮肤损伤。注: 确保设备对称地插入到鼠标表面也很重要, 这样眼睛就会被头部设备完全覆盖。检查动物是否有任何异常疼痛或痛苦的迹象。 将设备放在鼠标上14天。 4. 动物护理和监测 一旦回到笼子里, 老鼠就会表现出某些行为异常。起初, 动物可能会保持俯首所, 并试图使用前爪拆除设备, 但这应该在第一个小时后停止。在接下来的几个小时里, 动物通常会在笼子里展示引导自己的困难, 伸手去拿食物和水。因此, 在植入后的48小时内, 对小鼠进行监测, 并通过将两者直接放置在笼子地板上, 为老鼠提供方便的用水和食物。 在协议期间跟踪老鼠的体重。植入后立即称重小鼠, 每 2 4小时再称重, 应特别注意佩戴条纹装置的动物, 因为它们通常在前48小时内体重下降 (1-2 克), 但随后又开始以正常的速度体重增加(参见图 2b 11)。 2天后, 老鼠有望恢复正常的能力。根据动物设施中使用的系统, 该装置可能无法获得食物和水。确保动物在进食和饮水时放心, 或相应地调整配药系统。注: 设备打开几天后动物产生的头部运动范围不会被设备修改 (见图 211)(即, 头部运动的范围仍然与自然头部运动相似)。 为了进一步确保小鼠的健康, 确保日常监测, 并在整个协议期间应用健康的质量尺度 (表 1)。 如果适用以下一个或多个条件, 请从正在进行的协议中删除鼠标: 在上述定性尺度上总分高于4分的老鼠必须立即排除在实验之外 (见表 1)。无论分数如何, 如果鼠标在6天后仍未恢复其初始体重, 则必须停止该过程。 例如, 如果在触摸时头柱晃动或部件开始脱落, 则设备无法正确固定在头柱上。这将导致头柱从鼠标的头部脱落, 从而中断学习, 这就解释了为什么每天的监视是必要的。 当鼠标在协议的任何部分被撕掉头的时候。由于与这种脱离相关的颅骨出血, 再植手术的成功率很低, 不值得尝试。 5. 拆卸设备 学习期结束后 (在本协议14天内), 按照与固定相同的说明取出该设备 (第3节)。一旦该设备被删除, 测试小鼠的实验, 如视频眼科测试, 或, 例如, 体外电生理, 如前面所述11。注: 设备一取下, 鼠标就会暴露在标准的、视觉上不受阻碍的环境中。因此, 在该设备被拆除后, 直接进行旨在测试其学习效果的实验。 6. 视频情景摄影会 注: 视频摄影实验是为了记录所产生的眼睛运动, 而动物是在黑暗中旋转 (前庭眼反射, vor) 或旋转动物的周围, 而动物是静止的 (光刺激反射, okr)。在适应协议之前和之后, 对每只老鼠进行了这两种反应的测试。有关视频摄影设置的更多详细信息, 请参阅以前发布的报告12、13。为了使老鼠习惯于有节制的录音条件, 在录音开始的前一天, 将动物放在转盘中心的试管上 10分钟, 不进行任何测试。 借助插入头柱的螺钉固定鼠标, 将鼠标固定在转盘上。放置一个屏幕圆顶周围的动物, 并关闭所有的灯在房间里, 除了控制台投影仪。注: 视频摄影记录要求动物静止不动, 睁开眼睛。中断录制会话, 并将动物放回笼子上, 以防鼠标不主动睁大眼睛, 或者在录制过程中眼睛的外观恶化。在至少12小时的休息时间后, 可以进行另一次尝试。 启动 okr 全场刺激 (白点图案投影), 并以顺时针和逆时针方向的几个不同速度记录。录音一结束, 就把圆顶移开。 为了能够在黑暗的球场记录 vor, 在14度上涂抹2% 的皮尔卡平.等待至少 5分钟, 让它的行动, 轻轻地取出它与棉签。在整个测量过程中, 皮尔卡平将保持瞳孔的大小不变, 从而能够在黑暗中适当地量化运动。 关掉房间里所有的灯, 在转盘上加一个盒子, 让动物保持黑暗。开始水平 vor 使用正弦角度旋转周围的垂直轴不同的频率和/或不同的速度。 录制会话完成后, 将鼠标返回到用红外灯适当照明的保持架。热将防止低温引起的继发性血管扩张剂作用的皮尔卡平对小鼠的身体。注: 由于动物被限制, 录制会话不能超过90分钟。当需要额外的测试会话时, 让动物在两次测试之间休息24小时。