In Vivo Misurazione elettrofisiologica del nervo ulnare del ratto con test di eccitabilità assonale
概要
Tecniche di eccitabilità assonale forniscono un potente strumento per esaminare la patofisiologia e cambiamenti biofisici che precedono gli eventi degenerativi irreversibili. Questo manoscritto viene illustrato l’utilizzo di queste tecniche sul nervo ulnare di ratti anestetizzati.
Abstract
Elettrofisiologia consente la valutazione obiettiva della funzione di nervo periferico in vivo. La conduzione del nervo tradizionali misure come ampiezza e latenza rilevare perdita cronica dell’assone e demielinizzazione, rispettivamente. Tecniche di eccitabilità assonale “dalla soglia di rilevamento” espandere su queste misure fornendo informazioni riguardanti l’attività di canali ionici, pompe e scambiatori che si riferiscono alla funzione acuta e possono precedere gli eventi degenerativi. Come tale, l’uso di eccitabilità assonale in modelli animali di malattie neurologiche può fornire una misura utile in vivo per valutare nuovi interventi terapeutici. Qui descriviamo un setup sperimentale per misure multiple di tecniche motore eccitabilità assonale nel nervo ulnare del ratto.
Gli animali sono anestetizzati con isoflurano e accuratamente monitorati per garantire la costante e adeguata profondità dell’anestesia. Temperatura corporea, frequenza respiratoria, frequenza cardiaca e saturazione di ossigeno nel sangue sono continuamente monitorate. Studi eccitabilità assonale vengono eseguiti mediante stimolazione percutanea del nervo ulnare e registrazione da muscoli hypothenar della zampa zampa anteriore. Con posizionamento corretto degli elettrodi, viene registrato un potenziale di azione muscolare composto chiaro che aumenta in ampiezza con l’aumento dell’intensità dello stimolo. Un programma automatizzato è quindi utilizzato per fornire una serie di impulsi elettrici che generano 5 misure di eccitabilità specifico nella seguente sequenza: comportamento di stimolo risposta, costante di tempo di resistenza durata, electrotonus soglia, soglia di corrente rapporto e il ciclo di recupero.
I dati presentati qui indicano che queste misure sono ripetibili e mostrano somiglianza tra sinistra e destra ulnare nervi quando valutate nello stesso giorno. Una limitazione di queste tecniche in questa impostazione è l’effetto della dose e tempo sotto anestesia. Attento monitoraggio e registrazione di queste variabili dovrebbero essere intrapresi per considerazione al momento dell’analisi.
Introduction
L’uso di tecniche elettrofisiologiche è uno strumento essenziale per lo Studio in vivo della funzione di nervo periferico nei disturbi neurologici. Metodi di conduzione del nervo convenzionali utilizzano stimoli supramaximal per registrare la latenza e l’ampiezza del potenziale di azione del motore. Queste tecniche forniscono pertanto informazioni utili sul numero di fibre di conduzione e la velocità di conduzione delle fibre più veloce. Un prezioso strumento complementare è quello di eccitabilità assonale test. Questa tecnica utilizza stimolazioni elettrofisiologiche a sofisticati modelli per valutare indirettamente le proprietà biofisiche dei nervi periferici, come ad esempio l’attività di canali ionici, energia-dipendente pompe, processi di scambio ionico e potenziale di membrana 1.
Test di eccitabilità assonale è comunemente utilizzata in ambito clinico per studiare processi patofisiologici e gli effetti degli interventi terapeutici in vari disturbi neurologici. D’importanza, misure di eccitabilità assonale sono sensibili agli interventi terapeutici che influiscono sulla funzione di nervo periferica quali l’immunoglobulina endovenosa (IVIg) terapia2, trattamento di chemioterapia3 e calcineurina inibitore (CNI) 4. anche se questi studi hanno fornito le comprensioni importanti, studi clinici spesso precludono inchiesta dei primi tratti di malattia e di nuove opzioni terapeutiche5. Pertanto, l’uso di questi metodi in modelli animali di malattie neurologiche recentemente ha guadagnato trazione6,7,8,9. Infatti, questi metodi forniscono un’opportunità per comprendere i cambiamenti di eccitabilità del nervo specifico associati a questi disturbi, avanzando ricerca traslazionale.
La procedura qui descritta è un metodo semplice e affidabile per record eccitabilità assonale misure sui nervi ulnari del ratto intatto.
Protocol
Representative Results
Discussion
La procedura descritta di seguito viene illustrato un semplice e affidabile, tecnica mini-invasiva che permette la valutazione delle proprietà biofisiche e potenziale di membrana dell’assone in un breve periodo di tempo. Rispetto ad altre tecniche più invasive, che richiedono l’esposizione del nervo, l’attuale metodo di eccitabilità assonale test induce danno di tessuto minimo consentendo in tal modo in vivo valutazione che preserva le condizioni fisiologiche della nervo di interesse e consente misurazioni ri…
開示
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Il progetto è stato sostenuto da Lundbeck Foundation, la Fondazione di Novo Nordisk, il Danish Medical Research Council, il Ludvig e Sara Elsass Foundation, Fondazione per la ricerca in neurologia e Jytte e Kaj Dahlboms Foundation. R. a è supportato da una precoce carriera induttrici Fellowship del National Health and Medical Research Council of Australia (#1091006)
Materials
| QTracS Program | Digitimer Ltd. | Axonal excitability program | |
| AM-Systems 2200, Analog Stimulus Isolator, 2200V/50Hz | SDR Scientific | 850005 | Stimulator |
| High Performance AC Amplifier Model LP511 | Grass Technologies | Amplifier | |
| Humbug 50/60Hz Noise eliminator | Quest Scientific Instruments | 726310 | Noise eliminator |
| Low Impedance Platinum Monopolar Subdermal Needle Electrodes | Grass Technologies | F-E2-24 | Recording electrodes, 10 mm length, 30 gauge |
| Low Impedance Platinum Electroencephalography Needle Electrodes | Cephalon | 9013L0702 | Stimulating electrodes, 10 mm length, 30 gauge |
| Multifunction I/O Device Model USB-6341 | National Instruments | Multifunction input/output device | |
| Iron Base Plate IP | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Rotating X-block X-4 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Magnetic Stand GJ-8 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Micromanipulator M-3333 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place |
参考文献
- Krishnan, A. V., Lin, C. S. -. Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective. Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).
- Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy. Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).
- Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity. J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).
- Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -. Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients. Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).
- Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of motor axons in the maturing mouse. J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).
- Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis. Muscle & Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).
- Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration. Neurosci. 241, 239-249 (2013).
- Fledrich, R., et al. Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A. Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).
- Vianello, S., et al. Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models. FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).
- Osaki, Y., et al. Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice. Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).
- Biessels, G. J., et al. Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab). J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).
- Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents. J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).
- Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility. J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).
- Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. Motor axon excitability during Wallerian degeneration. Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).
- Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation. J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).
- Moldovan, M., Krarup, C. Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve. J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).
