In Vivo Elektrofysiologische meting van de Rat telefoonbotje met axonale prikkelbaarheid testen
概要
Axonale prikkelbaarheid technieken bieden een krachtig hulpmiddel om te onderzoeken pathofysiologie en biofysische wijzigingen die voorafgaan aan de onomkeerbare degeneratieve gebeurtenissen. Dit manuscript demonstreert het gebruik van deze technieken op het telefoonbotje van narcose ratten.
Abstract
Elektrofysiologie kunt de objectieve beoordeling van perifere zenuwen functie in vivo. Traditionele zenuw geleiding maatregelen zoals amplitude en latentie detecteren chronische axon verlies en demyelinisatie, respectievelijk. Axonale prikkelbaarheid technieken “door drempel bijhouden” uit te breiden deze maatregelen door het verstrekken van informatie over de activiteit van ionenkanalen, pompen en warmtewisselaars die betrekking hebben op acuut functie en degeneratieve gebeurtenissen kunnen voorafgaan. Als zodanig, kunnen het gebruik van axonale prikkelbaarheid in diermodellen van neurologische stoornissen een nuttige in-vivo -maatregel om te beoordelen van nieuwe therapeutische interventies. Hier beschrijven we een experimentele opstelling voor meerdere maatregelen van motorische axonale prikkelbaarheid technieken in de rat telefoonbotje.
De dieren zijn verdoofd met Isofluraan en zorgvuldig gecontroleerd om ervoor te zorgen de constante en voldoende diepte van de verdoving. Lichaamstemperatuur, de ademhalingsfrequentie, de hartslag en de verzadiging van zuurstof in het bloed worden voortdurend gecontroleerd. Axonale prikkelbaarheid studies worden uitgevoerd met behulp van percutane stimulatie van het telefoonbotje en opname van de spieren van de laatste van de voorpoot poot. Met de plaatsing van de juiste elektroden, wordt een duidelijke samengestelde spier actiepotentiaal die in amplitude oploopt met toenemende intensiteit stimulus geregistreerd. Een geautomatiseerd programma wordt vervolgens gebruikt om een reeks van elektrische pulsen die genereren van 5 specifieke prikkelbaarheid maatregelen in de volgende volgorde afleveren: prikkel reactie gedrag sterkte duur tijdconstante, drempel electrotonus, stroom-drempel relatie en de herstel-cyclus.
Hier gepresenteerde gegevens geven aan dat deze maatregelen herhaalbare zijn en gelijkenis tussen links en rechts ulnaire zenuwen tonen wanneer beoordeeld op dezelfde dag. Een beperking van deze technieken in deze instelling is het effect van de dosis en tijd onder verdoving. Zorgvuldige bewaking en opname van deze variabelen moeten geschieden voor rekening op het moment van analyse.
Introduction
Het gebruik van elektrofysiologische technieken is een essentieel instrument voor het in-vivo -onderzoek van perifere zenuwen functie in neurologische aandoeningen. Conventionele zenuw geleiding methoden gebruiken supramaximal prikkels om motor actiepotentiaal amplitude en latentie te registreren. Deze technieken wordt daarom nuttige informatie verschaffen over het aantal vezels uitvoeren en de snelheid van de geleiding van de snelste vezels. Een waardevolle aanvullend instrument is dat van axonale prikkelbaarheid testen. Deze techniek maakt gebruik van geavanceerde elektrofysiologische stimulatie patronen te beoordelen niet indirect de biofysische eigenschappen van perifere zenuwen, zoals de activiteit van ionenkanalen, energie-afhankelijke pompen, ionenwisseling processen en membraanpotentiaal 1.
Axonale prikkelbaarheid testen wordt vaak gebruikt in de klinische setting te onderzoeken pathofysiologische processen en effecten van therapeutische interventies op verschillende neurologische aandoeningen. Bovenal axonale prikkelbaarheid maatregelen zijn gevoelig voor therapeutische interventies die invloed hebben op de perifere zenuwen functie zoals intraveneuze immunoglobulin (IVIg) therapie2, chemotherapie3 en calcineurin behandeling van de Inhibitor van de omwenteling (CNI) 4. Hoewel deze studies hebben belangrijke inzichten geleverd, klinische studies vaak onmogelijk zijn onderzoek naar vroege kenmerken van de ziekte en nieuwe therapeutische opties5. Het gebruik van deze methoden in diermodellen van neurologische aandoeningen heeft daarom onlangs verworven tractie6,,7,,8,9. Inderdaad, deze methoden worden aangegrepen om te begrijpen van de specifieke zenuw prikkelbaarheid wijzigingen die zijn gekoppeld aan deze aandoeningen, dus het bevorderen van translationeel onderzoek.
De hier beschreven procedure is een eenvoudige en betrouwbare methode om record axonale prikkelbaarheid maatregelen op de ulnaire zenuwen van de intact rat.
Protocol
Representative Results
Discussion
De beschreven procedure ziet u een eenvoudige en betrouwbare, minimaal-invasieve techniek waarmee beoordeling van de biofysische eigenschappen en mogelijkheden van het membraan van het axon in een korte periode van tijd. In vergelijking met andere meer invasieve technieken, waarvoor de blootstelling van de zenuw, de huidige methode van het testen van axonale prikkelbaarheid induceert minimale weefselschade waardoor in vivo beoordeling die de fysiologische omstandigheden van bewaart de zenuw van belang en maakt h…
開示
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Het project werd gesteund door Lundbeck Stichting, de Novo Nordisk Foundation, de Deense Medical Research Council, de Ludvig en Sara Elsass Foundation, de Stichting voor onderzoek in de neurologie en Jytte en Kaj Dahlboms Foundation. R.A wordt ondersteund door een vroege carrière Post-Doctoral Fellowship van het National Health en medische onderzoek Raad van Australië (#1091006)
Materials
| QTracS Program | Digitimer Ltd. | Axonal excitability program | |
| AM-Systems 2200, Analog Stimulus Isolator, 2200V/50Hz | SDR Scientific | 850005 | Stimulator |
| High Performance AC Amplifier Model LP511 | Grass Technologies | Amplifier | |
| Humbug 50/60Hz Noise eliminator | Quest Scientific Instruments | 726310 | Noise eliminator |
| Low Impedance Platinum Monopolar Subdermal Needle Electrodes | Grass Technologies | F-E2-24 | Recording electrodes, 10 mm length, 30 gauge |
| Low Impedance Platinum Electroencephalography Needle Electrodes | Cephalon | 9013L0702 | Stimulating electrodes, 10 mm length, 30 gauge |
| Multifunction I/O Device Model USB-6341 | National Instruments | Multifunction input/output device | |
| Iron Base Plate IP | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Rotating X-block X-4 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Magnetic Stand GJ-8 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Micromanipulator M-3333 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place |
参考文献
- Krishnan, A. V., Lin, C. S. -. Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective. Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).
- Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy. Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).
- Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity. J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).
- Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -. Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients. Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).
- Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of motor axons in the maturing mouse. J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).
- Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis. Muscle & Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).
- Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration. Neurosci. 241, 239-249 (2013).
- Fledrich, R., et al. Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A. Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).
- Vianello, S., et al. Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models. FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).
- Osaki, Y., et al. Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice. Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).
- Biessels, G. J., et al. Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab). J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).
- Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents. J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).
- Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility. J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).
- Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. Motor axon excitability during Wallerian degeneration. Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).
- Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation. J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).
- Moldovan, M., Krarup, C. Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve. J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).
