概要

Estabelecimento de um clinicamente relevantes<em> Ex Vivo</em> Mock Cataract Surgery Modelo para investigar Epithelial Wound Repair em um microambiente Native

Published: June 05, 2015
doi:

概要

Described here is the establishment of a clinically relevant ex vivo mock cataract surgery model that can be used to investigate mechanisms of the injury response of epithelial tissues within their native microenvironment.

Abstract

The major impediment to understanding how an epithelial tissue executes wound repair is the limited availability of models in which it is possible to follow and manipulate the wound response ex vivo in an environment that closely mimics that of epithelial tissue injury in vivo. This issue was addressed by creating a clinically relevant epithelial ex vivo injury-repair model based on cataract surgery. In this culture model, the response of the lens epithelium to wounding can be followed live in the cells’ native microenvironment, and the molecular mediators of wound repair easily manipulated during the repair process. To prepare the cultures, lenses are removed from the eye and a small incision is made in the anterior of the lens from which the inner mass of lens fiber cells is removed. This procedure creates a circular wound on the posterior lens capsule, the thick basement membrane that surrounds the lens. This wound area where the fiber cells were attached is located just adjacent to a continuous monolayer of lens epithelial cells that remains linked to the lens capsule during the surgical procedure. The wounded epithelium, the cell type from which fiber cells are derived during development, responds to the injury of fiber cell removal by moving collectively across the wound area, led by a population of vimentin-rich repair cells whose mesenchymal progenitors are endogenous to the lens1. These properties are typical of a normal epithelial wound healing response. In this model, as in vivo, wound repair is dependent on signals supplied by the endogenous environment that is uniquely maintained in this ex vivo culture system, providing an ideal opportunity for discovery of the mechanisms that regulate repair of an epithelium following wounding.

Introduction

A, a cirurgia de catarata simulada clinicamente relevante, ex vivo epitelial modelo cicatrização de feridas aqui descrito foi desenvolvido para fornecer uma ferramenta para investigar os mecanismos que regulam a reparação de tecidos epiteliais, em resposta a uma lesão. Os principais recursos que foram destinados para na criação deste modelo incluiu uma condições) que prevêem que de perto replicados a resposta in vivo para ferindo em uma configuração de cultura, 2) facilidade de modular os elementos reguladores de reparação, e 3) capacidade de imagem do processo de reparação, na sua totalidade, em tempo real. O desafio, portanto, era criar um modelo de cultura em que foi possível estudar e manipular, reparação epitelial no microambiente nativo das células. A disponibilidade deste modelo ferida-reparação abre novas possibilidades para identificar os sinais de sinalização endógenas de matriz proteínas, citocinas e quimiocinas, que regulam o processo de reparação. Além disso, o modelo é ideal para examinar como umn epitélio é capaz de mover-se como uma folha colectivo para re-epithelialize área da ferida 2,3, e para determinar a linhagem de células mesenquimais líder no bordo da ferida que funcionará em colectivo dirigir a migração do epitélio ferido 4. Este modelo também fornece uma plataforma com a qual identificar terapêuticas que possam promover a cicatrização de feridas eficaz e evitar que a reparação de feridas aberrante 5.

Há já uma série de modelos ferida de reparação disponíveis, tanto em cultura e in vivo, que forneceram a maioria do que se sabe sobre o processo de reparação ferida hoje. Em modelos animais de lesão, tais como a córnea 6-12 e 13-17 da pele, há a oportunidade para estudar a resposta do tecido do ferimento no contexto de todos os mediadores de reparo que podem estar envolvidos no processo, incluindo contribuições do vasculatura e no sistema nervoso. No entanto, existem limitações para manipular a expericondições mentais in vivo, e ainda não é possível realizar estudos de imagem da resposta de reparação in vivo, de forma contínua ao longo do tempo. Em contraste, a maioria dos modelos de cultura in vitro de reparação de feridas, tais como a ferida zero, pode ser facilmente manipulada e seguido ao longo do tempo, mas falta o contexto ambiental de estudar a cicatrização de feridas no tecido in vivo. Enquanto ex vivo em modelos oferecem a vantagem de estudar o processo de reparação da lesão de forma contínua ao longo do tempo no contexto da microambiente das células juntamente com a capacidade para modular os reguladores moleculares de reparação em qualquer ponto de tempo no processo, existem poucos modelos que se encaixam estes parâmetros.

Aqui é descrito um procedimento para gerar altamente reprodutível ex vivo epitelial culturas que reproduzem a resposta de um tecido epitelial a um ferimento fisiológico cura. Usando a lente de embrião de galinha como uma fonte de tecido, um ex vivo mock cirurgia de catarata é realizada. A lente é um tecido ideal para usar para esses estudos, uma vez que é auto-suficiente dentro de uma cápsula de membrana basal espessa, avascular, não inervados, e livre de qualquer estroma associada 18,19. Na doença humana, a cirurgia da catarata aborda a perda de visão devido a opacificação da lente, e envolve a remoção da massa celular da fibra da lente, o qual compreende a maior parte da lente. Seguindo a visão cirurgia de catarata é restaurada através da inserção de uma lente intra-ocular artificial. O procedimento de cirurgia de catarata, através da remoção das células da fibra, induz uma resposta a uma lesão no epitélio do cristalino adjacente, que responde por re-epitelialização da área posterior da cápsula da lente que tinha sido ocupada pelas células de fibra. Na cirurgia de cataratas, como na maioria das respostas de reparação de ferida, há por vezes ocorre um resultado de fibrose aberrante para a resposta de cicatrização das feridas, associado com o aparecimento dos miofibroblastos, em que a lente é conhecido como posterior Capsule Opacificação 20-22. Para gerar o modelo de cicatrização de feridas cirurgia de catarata, um procedimento de cirurgia de catarata é imitado em lentes removidas do olho de embrião de pinto para produzir uma lesão fisiológica. Remoção microcirúrgico da fibra lente células resulta em uma área de ferida circular muito consistente rodeado pelas células epiteliais da lente. Esta população de células permanece firmemente ligado à cápsula membrana basal da lente e é ferido pelo procedimento cirúrgico. As células epiteliais migrar para a área desnudo da membrana basal endógena para curar a ferida, liderada por uma população de células mesenquimais rico em vimentina conhecidas no processo de reparação como células líder um. Com este modelo, a resposta de um epitélio de lesão pode ser visualizada facilmente seguido e com o tempo no contexto do microambiente das células. As células são facilmente acessíveis a alteração da expressão ou activação de moléculas que se espera que desempenham um papel na reparação de feridas. Um poderoso recurso do thé o modelo é a capacidade de isolar e estudar alterações específicas do migração no âmbito da cicatrização de feridas. A capacidade para preparar um grande número de envelhecidos ex vivo de cura de feridas culturas combinadas para estudos é outra vantagem deste modelo. Assim, este sistema modelo proporciona uma oportunidade única de provocar uma separação mecanismos de reparo de feridas e terapêutica de teste para o seu efeito sobre o processo de cicatrização de feridas. O modelo de cirurgia de catarata ex vivo simulada deverá ter ampla aplicabilidade, fornecendo um recurso crítico para o estudo de mecanismos de reparação do prejuízo.

Protocol

O protocolo a seguir está em conformidade com os Animal Care Institucional e Comitê de Uso orientações Thomas Jefferson University e com a Declaração de ARVO para o Uso de Animais em Vision Research. 1. Configuração e Preparação de Lentes de Cultura Ex Vivo de Feridas Coloque três pratos de 100 mm de petri em um estéril, capela de fluxo laminar. Encha duas das placas de Petri até meio com tampão Tris / dextrose (tampão TD; 140 mM de NaCl, 5 mM de KCl, 0,7 m…

Representative Results

Ex Vivo Modelo criado para estudar o processo de cicatrização da ferida no microambiente das células nativas Para investigar os mecanismos envolvidos na regulação da cicatrização da ferida de um epitélio em microambiente das células nativas, um modelo de cirurgia de catarata clinicamente relevante ex vivo simulada foi criado. Este modelo é criada a partir de tecido da lente que oferece muitas vantagens, devido às suas propriedades intrínsecas: 1) A lente é um ?…

Discussion

Here is described a technique for preparing a culture model of wound repair that involves performing an ex vivo cataract surgery on chick embryo lenses after their removal from the eye. The lens epithelium responds to this clinically relevant wounding with a repair process that closely mimics that which occurs in vivo, and shares features with wound repair in other epithelial tissues2,4. While the protocol is straightforward and simple to follow, performing mock cataract surgery with embryoni…

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by National Institutes of Health Grant to A.S.M. (EY021784).

Materials

Sodium Chloride (NaCl) Fisher Scientific S271-3 Use at 140mM in TD Buffer
Potassium Chloride (KCl) Fisher Scientific P217-500 Use at 5mM in TD Buffer
Sodium Phosphate (Na2HPO4) Sigma S0876 Use at .7mM in TD Buffer
D-glucose (Dextrose) Fisher Scientific D16-500 Use at 0.5mM in TD Buffer
Tris Base Fisher Scientific BP152-1 Use at 8.25mM in TD Buffer
Hydrochloric acid Fisher Scientific A144-500 Use to pH TD buffer to 7.4
Media 199 GIBCO 11150-059
L-glutamine Corning/CellGro 25-005-CI Use at 1% in Media199
Penicillin/streptomycin Corning/CellGro 30-002-CI Use at 1% in Media199
100mm petri dishes Fisher Scientific FB0875711Z
Stericup Filter Unit Millipore SCGPU01RE Use to filter sterilize Media
Dumont #5 forceps (need 2) Fine Science Tools 11251-20
35mm Cell Culture Dish Corning 430165
27 Gauge 1mL SlipTip with precision glide needle BD 309623
Fine Scissors Fine Science Tools 14058-11
Standard Forceps Fine Science Tools 91100-12
Other Items Needed: General dissection instruments,  fertile white leghorn chicken eggs, 
check egg incubator (humidified, 37.7°C), laminar flow hood, binocular stereovision dissecting 
microscope

参考文献

  1. Walker, J. L., et al. Unique precursors for the mesenchymal cells involved in injury response and fibrosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107, 13730-13735 (2010).
  2. Friedl, P., Gilmour, D. Collective cell migration in morphogenesis, regeneration and cancer. Nature reviews. Molecular cell biology. 10, 445-457 (2009).
  3. Riahi, R., Yang, Y., Zhang, D. D., Wong, P. K. Advances in wound-healing assays for probing collective cell migration. Journal of laboratory automation. 17, 59-65 (2012).
  4. Khalil, A. A., Friedl, P. Determinants of leader cells in collective cell migration. Integrative biology : quantitative biosciences from nano to macro. 2, 568-574 (2010).
  5. Walker, J. L., Wolff, I. M., Zhang, L., Menko, A. S. Activation of SRC kinases signals induction of posterior capsule opacification. Investigative ophthalmology & visual science. 48, 2214-2223 (2007).
  6. Sta Iglesia, D. D., Stepp, M. A. Disruption of the basement membrane after corneal debridement. Investigative ophthalmology & visual science. 41, 1045-1053 (2000).
  7. Pal-Ghosh, S., Pajoohesh-Ganji, A., Brown, M., Stepp, M. A. A mouse model for the study of recurrent corneal epithelial erosions: alpha9beta1 integrin implicated in progression of the disease. Investigative ophthalmology & visual science. 45, 1775-1788 (2004).
  8. Pal-Ghosh, S., Pajoohesh-Ganji, A., Tadvalkar, G., Stepp, M. A. Removal of the basement membrane enhances corneal wound healing. Experimental eye research. 93, 927-936 (2011).
  9. Stepp, M. A., et al. Wounding the cornea to learn how it heals. Experimental eye research. 121, 178-193 (2014).
  10. Kuwabara, T., Perkins, D. G., Cogan, D. G. Sliding of the epithelium in experimental corneal wounds. Investigative ophthalmology. 15, 4-14 (1976).
  11. Sherrard, E. S. The corneal endothelium in vivo: its response to mild trauma. Experimental eye research. 22, 347-357 (1976).
  12. Stramer, B. M., Zieske, J. D., Jung, J. C., Austin, J. S., Fini, M. E. Molecular mechanisms controlling the fibrotic repair phenotype in cornea: implications for surgical outcomes. Investigative ophthalmology & visual science. 44, 4237-4246 (2003).
  13. Escamez, M. J., et al. An in vivo model of wound healing in genetically modified skin-humanized mice. The Journal of investigative dermatology. 123, 1182-1191 (2004).
  14. Werner, S., Breeden, M., Hubner, G., Greenhalgh, D. G., Longaker, M. T. Induction of keratinocyte growth factor expression is reduced and delayed during wound healing in the genetically diabetic mouse. The Journal of investigative dermatology. 103, 469-473 (1994).
  15. Tarin, D., Croft, C. B. Ultrastructural studies of wound healing in mouse skin. II. Dermo-epidermal interrelationships. Journal of anatomy. 106, 79-91 (1970).
  16. Croft, C. B., Tarin, D. Ultrastructural studies of wound healing in mouse skin I. Epithelial behaviour. Journal of anatomy. 106, 63-77 (1970).
  17. Winstanley, E. W. The epithelial reaction in the healing of excised cutaneous wounds in the dog. Journal of comparative pathology. 85, 61-75 (1975).
  18. Wormstone, I. M., Wride, M. A. The ocular lens: a classic model for development, physiology and disease. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 366, 1190-1192 (2011).
  19. Danysh, B. P., Duncan, M. K. The lens capsule. Experimental eye research. 88, 151-164 (2009).
  20. Awasthi, N., Guo, S., Wagner, B. J. Posterior capsular opacification: a problem reduced but not yet eradicated. Archives of ophthalmology. 127, 555-562 (2009).
  21. Walker, T. D. Pharmacological attempts to reduce posterior capsule opacification after cataract surgery–a review. Clinical & experimental ophthalmology. 36, 883-890 (2008).
  22. Schmidbauer, J. M., et al. Posterior capsule opacification. International ophthalmology clinics. 41, 109-131 (2001).
  23. Menko, A. S., et al. A central role for vimentin in regulating repair function during healing of the lens epithelium. Molecular biology of the cell. 25, 776-790 (2014).
  24. Chauss, D., et al. Differentiation state-specific mitochondrial dynamic regulatory networks are revealed by global transcriptional analysis of the developing chicken lens. G3 (Bethesda). 4, 1515-1527 (2014).
  25. Leonard, M., Zhang, L., Bleaken, B. M., Menko, A. S. Distinct roles for N-Cadherin linked c-Src and fyn kinases in lens development. Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 242, 469-484 (2013).
  26. Sieg, D. J., et al. FAK integrates growth-factor and integrin signals to promote cell migration. Nature cell biology. 2, 249-256 (2000).
  27. Sieg, D. J., Hauck, C. R., Schlaepfer, D. D. Required role of focal adhesion kinase (FAK) for integrin-stimulated cell migration. Journal of cell science. 112 (Pt 16), 2677-2691 (1999).
  28. Hauck, C. R., Hsia, D. A., Schlaepfer, D. D. The focal adhesion kinase–a regulator of cell migration and invasion). IUBMB life. 53, 115-119 (2002).
  29. Zhao, X., Guan, J. L. Focal adhesion kinase and its signaling pathways in cell migration and angiogenesis. Advanced drug delivery reviews. 63, 610-615 (2011).
  30. Menko, A. S., Bleaken, B. M., Walker, J. L. Regional-specific alterations in cell-cell junctions, cytoskeletal networks and myosin-mediated mechanical cues coordinate collectivity of movement of epithelial cells in response to injury. Experimental cell research. 322, 133-148 (2014).
  31. Martin, P. Wound healing–aiming for perfect skin regeneration. Science. 276, 75-81 (1997).
  32. Ferguson, M. W., O’Kane, S. Scar-free healing: from embryonic mechanisms to adult therapeutic intervention. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 359, 839-850 (2004).
  33. Redd, M. J., Cooper, L., Wood, W., Stramer, B., Martin, P. Wound healing and inflammation: embryos reveal the way to perfect repair. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 359, 777-784 (2004).
  34. Nodder, S., Martin, P. Wound healing in embryos: a review. Anatomy and embryology. 195, 215-228 (1997).
  35. Gurtner, G. C., Werner, S., Barrandon, Y., Longaker, M. T. Wound repair and regeneration. Nature. 453, 314-321 (2008).

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記事を引用
Walker, J. L., Bleaken, B. M., Wolff, I. M., Menko, A. S. Establishment of a Clinically Relevant Ex Vivo Mock Cataract Surgery Model for Investigating Epithelial Wound Repair in a Native Microenvironment. J. Vis. Exp. (100), e52886, doi:10.3791/52886 (2015).

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