概要

3-D изображений и анализ нейронов Infected<em> В Vivo</em> С<em> Токсоплазма</em

Published: December 09, 2014
doi:

概要

Используя этот протокол, мы смогли изображение 160 мкм срезы толщиной головного мозга мышей, инфицированных паразитом Toxoplasma Gondii, что позволяет визуализации и анализа пространственных отношений между encysting паразита и зараженной нейрона.

Abstract

Токсоплазма является облигатным, внутриклеточным паразитом с широким спектром хозяев, включая человека и грызунов. В обоих людей и грызунов, Toxoplasma устанавливает пожизненную хроническую инфекцию в мозге. В то время как эта инфекция мозга протекает бессимптомно, в большинстве людей с нормальным иммунитетом, в развивающегося плода или ослабленных лиц, таких как синдром приобретенного иммунодефицита (СПИД) больных, в этом пристрастии к и настойчивости в мозге может привести к разрушительным неврологических заболеваний. Таким образом, очевидно, что взаимодействие мозговой Toxoplasma является критическим для симптоматической болезнью производимого Toxoplasma, пока мы имеем слабое представление о клеточном или молекулярном взаимодействии клеток центральной нервной системы (ЦНС) и паразита. В мышиной модели ЦНС Токсоплазмоз было известно на протяжении 30 лет, что нейроны являются клетки, в которых паразит сохраняется, но мало информации о том, какиечасть нейрона обычно заражены (сома, дендритов, аксонов), и если это сотовой отношения меняет между штаммами. В частности, это отсутствие является вторичным по отношению к сложности визуализации и визуализации целые зараженные нейроны от животного. Такие изображения, как правило, требуют последовательного секционирования и сшивание тканей отображаемого с помощью электронной микроскопии или конфокальной микроскопии после иммунной окраски. Объединив несколько методов, способ, описанный здесь, обеспечивает возможность использования толстых секций (160 мкм), чтобы идентифицировать и изображения целых клеток, которые содержат цисты, что позволяет трехмерной визуализации и анализа отдельных, хронически инфицированных нейронов без необходимости иммунным, электронная микроскопия или серийный секционирования и шить. Используя эту технику, мы можем начать понимать сотовой отношения между паразитом и зараженной нейрона.

Introduction

Основная цель данного метода является получение высокого разрешения, трехмерные изображения отдельных нейронов, которые заражены облигатной внутриклеточным паразитом Toxoplasma Gondii.

Toxoplasma часто считается одним из самых успешных паразитов из-за его большой промежуточной области хоста, которое включает в себя людей и грызунов. В обоих людей и грызунов, после острой инфекции при проглатывании зараженной пищи или воды, Toxoplasma может привести к хронической инфекции ЦНС путем преобразования из его форму быстрого дуплицируемый (в tachyzoite) в его медленном тиражирования и encysting форму (bradyzoite ). В иммунокомпетентных лиц, это латентное инфекции ЦНС, как полагают, чтобы быть относительно бессимптомно, но в индивидуумов с ослабленным иммунитетом, таких как больных СПИДом или реципиентов, рецидив паразита может привести к фатальной toxoplasmic энцефалита 1,2. Кроме того, недавние исследования гаве показали, что скрытая инфекция с токсоплазмозом может привести к поведенческим изменениям у грызунов 3,4, хотя механизм остается неизвестным.

Удивительно, но, несмотря на эти данные, подчеркнув важность взаимодействия CNS- Toxoplasma, относительно мало известно об этом отношений, особенно на клеточном и молекулярном уровне. Способность к обучению даже простые аспекты мозговой паразит взаимодействия была затруднена в части технологических ограничений. Например, большинство работы, показывающие, что нейроны клетки, в которой сохраняются кисты было сделано с электронной микроскопии (ЭМ) 5,6. Хотя EM дает высокое разрешение, это занимает много времени, трудоемкий, и дорого. Иммунофлуоресценции (ИФ) анализы недавно были использованы в сочетании с конфокальной микроскопии, чтобы подтвердить проделанную EM 7. Если анализы технически легко выполнить и относительно недороги, но при использовании этих методов, чтобы UndersТ и пространственное соотношение между кистой и инфицированных нейрона требуется серийный реконструкцию, которая занимает много времени, технически сложно, и может привести к потере ценной информации. Таким образом, мы разработали метод, который может быть использован с мышиной модели ЦНС токсоплазмоза и позволяет изображению полноту инфицированных нейронов без их или иммуногистохимии (IHC). Развивая такую ​​технику, мы можем начать изучение клеточного отношения между инфицированной клетки и кисты относительно быстро и недорогим способом.

Метод, который мы разработали сочетает в себе новые технологии для оптически очистки и толстых срезов головного мозга визуализации с помощью конфокальной микроскопии 8 с системой, которая отмечает в естественных условиях клетки, которые были введены с паразитов белков 9,10. В этой системе, мы заражают Cre-репортер мышей, которые экспрессируют зеленый флуоресцентный белок (GFP) только после того, как Cre-опосредованного рекомбинации 11 с Toxoplasma </em> Штаммы, которые выражают красный флуоресцентный белок (RFP) и инъекционные Cre рекомбиназу в клетках-хозяевах 9. Это сочетание позволяет нам использовать зараженный мозг мыши после инфекции ЦНС установлено, вырезать толстые срезы головного мозга, и быстро идентифицировать соответствующие области, чтобы изображение путем нахождения RFP + кисты. Важно отметить, что, как клетка-хозяин выражение GFP зависит только от инъекции Cre паразитами, а не на инфекции, количество GFP + клеток не содержат паразитов 10. Поскольку целью данного протокола является, чтобы иметь возможность изображения целых инфицированных нейронов, в центре внимания находится только на GFP + нейронов, которые также содержат ППП + кисту, но протокол также может быть использован для изображения GFP + / RFP нейроны.

После того, как зараженный мозг собирают и срезы, срезы оказываются прозрачным глицерина очистки. Соответствующие регионы разделах затем полученную с конфокальной микроскопии, альмычание беспрецедентный визуализация инфицированных клетках-хозяевах и осумкованный паразитов во всей их полноте. Здесь мы предлагаем полный протокол для выявления оптически клиринга и обработки изображений заражены нейронов.

Protocol

ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши были выведены и поддерживаются в контролируемой температурой и влажностью комнате с 12 ч вспять светлые / тёмные циклы с пищей и водой, доступными по желанию в университете Аризоны. Эксперименты проводились на основе принципов и утверждения уходу и использованию к…

Representative Results

Рисунок 7 включает в себя представительства изображения двух кисты, содержащие GFP + нейроны от двух разных 160 мкм толстых секций, а также представительства измерения расстояния от кисты к клетке тела для фигурного 7b. На рисунках 7 и B показывают, ?…

Discussion

Учитывая, что клеточные изменения в инфицированных клетках-хозяевах были связаны с результатами болезни при инфекциях с другими внутриклеточными организмами, такими как ВИЧ, бешенство, и Chlamydia 18,19, мы разработали методику, которая позволила бы нам изучать интимные взаимодействи?…

開示

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим весь лабораторию Koshy за полезные обсуждения. Мы благодарим Patty Jansma и Университета Аризоны Neuroscience Департамента за советом и помощью с изображениями. Мы также благодарим лабораторию Porreca для использования их Vibratome. Это исследование было поддержано американским Национальным институтом здоровья (NIH NS065116, АБК).

Materials

Name of Reagent/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Vibratome Series 1000 Sectioning System Technical Products International, Inc. Other vibratomes are compatible
Glycerol Fisher Scientific BP229-1
Tween-20 Fisher Scientific BP337-500
Premium Slides Fisher Scientific 12-544-2
#1.5 Coverslips VWR 48393 251
Diamond Scriber VWR 52865-005
Zeiss LSM 510 Meta confocal microscope Zeiss LSM 510
Ketaject® Ketamine HCl Inj., USP 100mg/ml Western Medical Supply, Inc. 4165
AnaSed® Injection Xylazine 20mg/ml Lloyd Inc.
ZsGreen Mice Jackson Laboratories 7906 B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm6(CAG-ZsGreen1)Hze/J
Surgical equipment Thumb forceps; Fine scissors-angled to side, sharp-sharp; Sharp-sharp scissors; Kelly hemostats; Mayo scissors; Micro spatula.
Human Foreskin Fibroblasts (HFF) cells These are primary cells from human foreskins.  We make these in-house but they may be purchased from outside vendors.
Dulbecco's High Glucose Modified Eagles Medium (DMEM) HyClone SH30081.01
Penicillin Streptomycin Solution, 100X Corning 30-002-Cl
200mM L-alanyl-L-glutamine Corning 25-015-Cl
25cm2 Canted neck flask Fisher Scientific 1012639
Phosphate-Buffered Saline, 1X Without Calcium and Magnesium VWR 45000-446
Phosphate-Buffered Saline, 10X, USP Sterile Ultra Pure Grade amresco K813-500ml
Fetal Bovine Serum Gibco 26140-079
Bright-Line Hemocytometer Sigma-aldrich Z359629-1EA
Mouse Brain Slicer Matrix Zivic Instruments BSMAS005-1
Sodium Chloride Fisher Scientific BP358-1
Heparin sodium salt from porcine intestinal mucosa Sigma-aldrich H3393-100KU
Paraformaldehyde Fisher Scientific O4042-500
20ml Disposable Scintillation Vials Fisher Scientific FS74500-20
Alcohol, Ethyl, 95%, 190 Proof In-house 17212945 This product is purchased from an in-house stockroom.  Other companies are compatible.
Imaris Software Bitplane
Clear nail polish Other brands are compatible
10ml Syringe with Luer-Lok VWR BD309604 Other syringes are compatible
Three-way Stopcock Any brand is compatible
Hypodermic needle Any brand is compatible – used to pin down mouse.
Cell Scraper Any brand is compatible
25G x 12" Tubing, Safety Blood Collection Set, with Luer Adapter Greiner Bio-One 450099 Other brands are compatible

参考文献

  1. Luft, B., Remington, J. Toxoplasmic encephalitis in AIDS. Clin Infect Dis. 15 (2), 211-222 (1992).
  2. Hill, D., Dubey, J. P. Toxoplasma gondii: transmission, diagnosis and prevention. Clin Microbiol Infect. 8 (10), 634-640 (2002).
  3. Ingram, W. M., Goodrich, L. M., Robey, E., Eisen, M. B. Mice infected with low-virulence strains of Toxoplasma gondii lose their innate aversion to cat urine, even after extensive parasite clearance. PloS one. 8 (9), 75246 (2013).
  4. Evans, A. K., Strassmann, P. S., Lee, I. -. P., Sapolsky, R. M. Patterns of Toxoplasma gondii cyst distribution in the forebrain associate with individual variation in predator odor avoidance and anxiety-related behavior in male Long-Evans rats. Brain Behav Immun. 37, 122-133 (2013).
  5. Ferguson, D. J., Hutchison, W. M. The host-parasite relationship of Toxoplasma gondii in the brains of chronically infected mice. Virchows Arch A Pathol Anat Histopathol. 411 (1), 39-43 (1987).
  6. Ferguson, D. J., Graham, D. I., Hutchison, W. M. Pathological changes in the brains of mice infected with Toxoplasma gondii: a histological, immunocytochemical and ultrastructural study. Int J Exp Pathol. 72 (4), 463-474 (1991).
  7. Melzer, T. C., Cranston, H. J., Weiss, L. M., Halonen, S. K. Host Cell Preference of Toxoplasma gondii Cysts in Murine Brain: A Confocal Study. J Neuroparasitology. , (2010).
  8. Selever, J., Kong, J. -. Q., Arenkiel, B. R. A rapid approach to high-resolution fluorescence imaging in semi-thick brain slices. J Vis Exp. (53), (2011).
  9. Koshy, A., Fouts, A., Lodoen, M., Alkan, O. Toxoplasma secreting Cre recombinase for analysis of host-parasite interactions. Nat Methods. 7 (4), 307-309 (2010).
  10. Koshy, A. a., Dietrich, H. K., et al. Toxoplasma co-opts host cells it does not invade. PLoS pathog. 8 (7), (2012).
  11. Madisen, L., Zwingman, T. a., et al. A robust and high-throughput Cre reporting and characterization system for the whole mouse brain. Nat Neurosci. 13 (1), 133-140 (2010).
  12. Caffaro, C. E., Koshy, A. s., Liu, L., Zeiner, G. M., Hirschberg, C. B., Boothroyd, J. C. A nucleotide sugar transporter involved in glycosylation of the Toxoplasma tissue cyst wall is required for efficient persistence of bradyzoites. PLoS pathog. 9 (5), (2013).
  13. Saeij, J. P. J., Boyle, J. P., Boothroyd, J. C. Differences among the three major strains of Toxoplasma gondii and their specific interactions with the infected host. Trends in parasitology. 21 (10), 476-481 (2005).
  14. Dubey, J. P., Lindsay, D. S., Speer, C. a Structures of Toxoplasma gondii tachyzoites, bradyzoites, and sporozoites and biology and development of tissue cysts. Clin Microbiol Rev. 11 (2), 267-299 .
  15. Prandota, J. Possible Link Between Toxoplasma Gondii and the Anosmia Associated With Neurodegenerative Diseases. Am J Alzheimers Dis Other Demen. 29 (3), 205-214 (2014).
  16. Berenreiterová, M., Flegr, J., Kuběna, A., Němec, P. The distribution of Toxoplasma gondii cysts in the brain of a mouse with latent toxoplasmosis: implications for the behavioral manipulation hypothesis. PloS one. 6 (12), 28925 (2011).
  17. Ferguson, D. J., Hutchison, W. M. An ultrastructural study of the early development and tissue cyst formation of Toxoplasma gondii in the brains of mice. Parasitol Res. 73 (6), 483-491 (1987).
  18. De Chiara, G., Marcocci, M. E., et al. Infectious agents and neurodegeneration. Mol Neurobiol. 46 (3), 614-638 (2012).
  19. Scott, C. a., Rossiter, J. P., Andrew, R. D., Jackson, A. C. Structural abnormalities in neurons are sufficient to explain the clinical disease and fatal outcome of experimental rabies in yellow fluorescent protein-expressing transgenic mice. J Virol. 82 (1), 513-521 (2008).
  20. Ke, M. -. T., Fujimoto, S., Imai, T. SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction. Nat Neurosci. 16 (8), 1154-1161 (2013).

Play Video

記事を引用
Cabral, C. M., Koshy, A. A. 3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii. J. Vis. Exp. (94), e52237, doi:10.3791/52237 (2014).

View Video