Summary

Выделение иммунных клеток из мозга и черепа мыши

Published: July 26, 2024
doi:

Summary

Для изучения иммунного ответа на расстройства мозга одним из распространенных подходов является анализ изменений в иммунных клетках. Здесь представлены два простых и эффективных протокола для выделения иммунных клеток из ткани мозга мыши и костного мозга черепа.

Abstract

Все больше данных указывает на то, что иммунный ответ, вызванный нарушениями работы мозга (например, ишемией мозга и аутоиммунным энцефаломиелитом), происходит не только в мозге, но и в черепе. Ключевым шагом на пути к анализу изменений в популяциях иммунных клеток как в головном мозге, так и в костном мозге черепа после повреждения головного мозга (например, инсульта) является получение достаточного количества высококачественных иммунных клеток для последующего анализа. В данном случае предлагаются два оптимизированных протокола для выделения иммунных клеток из головного мозга и костного мозга черепа. Преимущества обоих протоколов заключаются в их простоте, скорости и эффективности в получении большого количества жизнеспособных иммунных клеток. Эти клетки могут быть пригодны для ряда последующих применений, таких как сортировка клеток, проточная цитометрия и транскриптомный анализ. Чтобы продемонстрировать эффективность протоколов, были проведены эксперименты по иммунофенотипированию на головном мозге, перенесшем инсульт, и нормальном мозге, черепе, костном мозге с использованием анализа проточной цитометрии, и результаты согласуются с результатами опубликованных исследований.

Introduction

Мозг, центральный узел нервной системы, защищен черепом. Под черепом находятся три слоя соединительной ткани, известные как мозговые оболочки – твердая мозговая оболочка, паутинная оболочка и мягкая мозговая оболочка. Спинномозговая жидкость (ликвор) циркулирует в субарахноидальном пространстве между паутинной оболочкой и мозговой оболочкой, смягчая работу мозга и выводя отходы через глимфатическую систему 1,2. В совокупности эта уникальная архитектура обеспечивает безопасную и благоприятную среду, которая поддерживает стабильность мозга и защищает его от потенциальных травм.

Мозг долгое время считался иммунным привилегией. Тем не менее, эта идея была частично отвергнута, поскольку все больше доказательств указывают на то, что, в дополнение к резидентной микроглии в паренхиме, границы мозга, включая сосудистое сплетение и мозговые оболочки, содержат разнообразный набор иммунныхклеток. Эти клетки играют важнейшую роль в поддержании гомеостаза, наблюдении за здоровьем мозга и инициировании иммунного ответа на повреждение мозга. Примечательно, что последние результаты показывают, что череп участвует в иммунитете мозговых оболочек и может способствовать иммунному ответу в мозге после травмы. В 2018 году Herisson et al. сделали плодотворное открытие прямых сосудистых каналов, которые связывают костный мозг черепа с мозговыми оболочками, тем самым установив анатомический маршрут миграции лейкоцитов. Позже Cugurra et al. продемонстрировали, что многие миелоидные клетки (например, моноциты и нейтрофилы) и В-клетки в мозговых оболочках происходят неиз крови. Используя такие методы, как трансплантация костного лоскута и селективные схемы облучения, авторы предоставили убедительные доказательства того, что костный мозг черепа служит местным источником миелоидных клеток в мозговых оболочках, а также паренхимы ЦНС после повреждения ЦНС. Кроме того, в другом исследовании было высказано предположение, что менингеальные В-клетки постоянно снабжаются костным мозгом черепа7. Совсем недавно была идентифицирована новая структура, получившая название выход из паутинной манжеты (АПФ), как прямые ворота между твердой мозговой оболочкой и мозгомдля транспортировки иммунных клеток.

Эти захватывающие результаты имеют важное значение для происхождения инфильтрирующих иммунных клеток в поврежденный мозг (например, после ишемического инсульта). Большое количество доказательств указывает на то, что после инсульта многие иммунные клетки проникают в мозг, способствуя как острому повреждению мозга, так и его хроническому восстановлению. Общепринятое мнение заключается в том, что эти клетки являются циркулирующими лейкоцитами в крови, которые проникают в мозг, что в значительной степени облегчается повреждением гематоэнцефалического барьера, вызванным инсультом. Однако это представление было оспорено. В одном исследовании иммунные клетки в черепе и большеберцовой кости мышей были помечены по-разному, и через 6 ч после инсульта было обнаружено значительно большее снижение нейтрофилов и моноцитов в черепе по сравнению с . Большеберцовая кость и другие нейтрофилы, полученные из черепа, присутствовали в ишемизированном мозге. Эти данные свидетельствуют о том, что в фазе острого инсульта нейтрофилы в ишемизированном мозге в основном происходят из костного мозга черепа4. Интересно, что CSF может направлять эту миграцию. Действительно, два недавних исследования показали, что спинномозговая жидкость может напрямую передавать сигнальные сигналы от мозга в костный мозг черепа через каналы черепа, а также управлять миграцией клеток и кроветворением в костном мозге черепа после повреждения ЦНС.

В свете этих последних результатов стало важным анализировать изменения в иммунных клетках как в мозге, так и в костном мозге черепа при изучении иммунного ответа на нарушения в мозге. В таких исследованиях требуется достаточное количество высококачественных иммунных клеток для последующих анализов, таких как сортировка клеток, анализ проточной цитометрии и секвенирование РНК одиночных клеток (scRNA-seq). Общая цель состоит в том, чтобы представить две оптимизированные процедуры для получения суспензий одиночных клеток из ткани мозга и костного мозга черепа. Важно отметить, что кальвария (лобная кость, затылочная кость и теменные кости) черепа обычно используются для извлечения костного мозга, и этот костный мозг конкретно упоминается как костный мозг черепа на протяжении всего этого исследования.

Protocol

Протокол был одобрен Комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Института Дьюка. В данном исследовании использовались самцы мышей C57Bl/6 (в возрасте 3-4 месяцев; 22-28 г). Подробная информация об используемых реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов. <p cl…

Representative Results

Для получения иммунных клеток из ткани мозга мыши протокол обычно дает клетки с высокой жизнеспособностью (84,1% ± 2,3% [среднее ± SD]). Примерно 70-80% этих клеток являются CD45-положительными. В нормальном мозге мышей почти все клетки CD45+ представляют собой микроглию (CD45LowCD11b+), к?…

Discussion

Здесь представлены два простых, но эффективных протокола для выделения иммунных клеток из мозга и костного мозга черепа. Эти протоколы могут надежно получать большое количество жизнеспособных иммунных клеток, которые могут быть пригодны для различных последующих применений, в частно…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим Кэти Гейдж за ее замечательный редакторский вклад. Иллюстративные рисунки были созданы с помощью BioRender.com. Это исследование было поддержано средствами отделения анестезиологии (Медицинский центр Университета Дьюка) и грантами NIH NS099590, HL157354 и NS127163.

Materials

0.5 mL microcentrifuge tubes VWR 76332-066
1.5 mL microcentrifuge tubes VWR 76332-068
15 mL conical tubes Thermo Fisher Scientific 339651
18 G x 1 in BD PrecisionGlide Needle BD Biosciences 305195
1x HBSS Gibco 14175-095
50 mL conical tubes Thermo Fisher Scientific 339653
96-well V-bottom microplate  SARSTEDT 82.1583
AURORA  flow cytometer Cytek bioscience
BSA Fisher BP9706-100
CD11b-AF594 BioLegend 101254 1:500 dilution
CD19-BV785 BioLegend 115543 1:500 dilution
CD19-FITC BioLegend 115506 1:500 dilution
CD3-APC BioLegend 100312 1:500 dilution
CD3-PE BioLegend 100206 1:500 dilution
CD45-Alex 700 BioLegend 103128 1:500 dilution
CD45-BV421 Biolegend 103133 1:500 dilution
Cell Strainer 70 um Avantor 732-2758
Dressing Forceps  V. Mueller NL1410
EDTA Invitrogen 15575-038
Fc Block Biolegend 101320 1:100 dilution
Forceps Roboz RS-5047
LIVE/DEAD Fixable Blue Dead Cell Stain Kit Thermo Fisher Scientific N7167 1:500 dilution
Ly6G-BV421 BioLegend 127628 1:500 dilution
Ly6G-PerCp-cy5.5 BioLegend 127615 1:500 dilution
NK1.1-APC-cy7 BioLegend 108723 1:500 dilution
Percoll (density gradient medium) Cytiva 17089101
Phosphate buffer saline (10x) Gibco 70011-044
RBC Lysis Buffer (10x) BioLegend 420302
Scissors SKLAR 64-1250
WHEATON Dounce Tissue, 15 mL Size DWK Life Sciences 357544

Riferimenti

  1. Bohr, T., et al. The glymphatic system: Current understanding and modeling. iScience. 25 (9), 104987 (2022).
  2. Jiang-Xie, L. F., et al. Neuronal dynamics direct cerebrospinal fluid perfusion and brain clearance. Nature. 627 (8002), 157-164 (2024).
  3. Goertz, J. E., Garcia-Bonilla, L., Iadecola, C., Anrather, J. Immune compartments at the brain’s borders in health and neurovascular diseases. Semin Immunopathol. 45 (3), 437-449 (2023).
  4. Herisson, F., et al. Direct vascular channels connect skull bone marrow and the brain surface enabling myeloid cell migration. Nat Neurosci. 21 (9), 1209-1217 (2018).
  5. Mazzitelli, J. A., et al. Skull bone marrow channels as immune gateways to the central nervous system. Nat Neurosci. 26 (12), 2052-2062 (2023).
  6. Cugurra, A., et al. Skull and vertebral bone marrow are myeloid cell reservoirs for the meninges and CNS parenchyma. Science. 373 (6553), eabf7844 (2021).
  7. Brioschi, S., et al. Heterogeneity of meningeal b cells reveals a lymphopoietic niche at the CNS borders. Science. 373 (6553), eabf9277 (2021).
  8. Smyth, L. C. D., et al. Identification of direct connections between the dura and the brain. Nature. 627, 165-173 (2024).
  9. Mazzitelli, J. A., et al. Cerebrospinal fluid regulates skull bone marrow niches via direct access through dural channels. Nat Neurosci. 25 (5), 555-560 (2022).
  10. Pulous, F. E., et al. Cerebrospinal fluid can exit into the skull bone marrow and instruct cranial hematopoiesis in mice with bacterial meningitis. Nat Neurosci. 25 (5), 567-576 (2022).
  11. Li, R., et al. Mouse cardiac arrest model for brain imaging and brain physiology monitoring during ischemia and resuscitation. J Vis Exp. (194), e65340 (2023).
  12. Wang, W., et al. Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation. J Am Heart Assoc. 10 (11), e019142 (2021).
  13. Li, X., et al. Single-cell transcriptomic analysis of the immune cell landscape in the aged mouse brain after ischemic stroke. J Neuroinflammation. 19 (1), 83 (2022).
  14. Wang, Y. C., et al. Perk (protein kinase RNA-like er kinase) branch of the unfolded protein response confers neuroprotection in ischemic stroke by suppressing protein synthesis. Stroke. 51 (5), 1570-1577 (2020).
  15. Posel, C., Moller, K., Boltze, J., Wagner, D. C., Weise, G. Isolation and flow cytometric analysis of immune cells from the ischemic mouse brain. J Vis Exp. 108, e53658 (2016).
  16. Srakocic, S., et al. Proposed practical protocol for flow cytometry analysis of microglia from the healthy adult mouse brain: Systematic review and isolation methods’ evaluation. Front Cell Neurosci. 16, 1017976 (2022).
  17. Disano, K. D., et al. Isolating central nervous system tissues and associated meninges for the downstream analysis of immune cells. J Vis Exp. 159, e61166 (2020).
  18. Mattei, D., et al. Enzymatic dissociation induces transcriptional and proteotype bias in brain cell populations. Int J Mol Sci. 21 (21), (2020).
  19. Mcgill, C. J., Lu, R. J., Benayoun, B. A. Protocol for analysis of mouse neutrophil netosis by flow cytometry. STAR Protoc. 2 (4), 100948 (2021).
  20. Su, Y., et al. Meningeal immunity and neurological diseases: New approaches, new insights. J Neuroinflammation. 20 (1), 125 (2023).
  21. Niu, C., et al. Mechanical isolation of neonatal and adult mouse dura leukocytes for flow cytometry analysis. STAR Protoc. 4 (2), 102272 (2023).
  22. Roussel-Queval, A., Rebejac, J., Eme-Scolan, E., Paroutaud, L. A., Rua, R. Flow cytometry and immunohistochemistry of the mouse dural meninges for immunological and virological assessments. STAR Protoc. 4 (1), 102119 (2023).
  23. Louveau, A., Filiano, A. J., Kipnis, J. Meningeal whole mount preparation and characterization of neural cells by flow cytometry. Curr Protoc Immunol. 121 (1), e50 (2018).

Play Video

Citazione di questo articolo
Zhang, R., Zhang, J., Rehman, A. U., Dang, L., Yu, X., Yang, W. Isolating Immune Cells from Mouse Brain and Skull. J. Vis. Exp. (209), e66861, doi:10.3791/66861 (2024).

View Video