JoVE Journal > Immunology and Infection
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Immunologia e infezioni

Traitement antirétroviral combiné oral chez des souris humanisées infectées par le VIH-1

Published: October 06, 2022
doi:
10.3791/63696
, , , , , ,
1Division of Hematology and Oncology, David Geffen School of Medicine,University of California, Los Angeles

Summary

Ce protocole décrit une nouvelle méthode pour administrer des médicaments antirétroviraux combinés oraux qui suppriment avec succès la réplication de l’ARN du VIH-1 chez des souris humanisées.

Abstract

La pandémie du virus de l’immunodéficience humaine (VIH-1) continue de se propager sans relâche dans le monde entier et, à l’heure actuelle, il n’existe aucun vaccin contre le VIH. Bien que la thérapie antirétrovirale combinée (cART) ait réussi à supprimer la réplication virale, elle ne peut pas éradiquer complètement le réservoir des personnes infectées par le VIH. Une stratégie de guérison sûre et efficace de l’infection par le VIH nécessitera des méthodes à plusieurs volets et, par conséquent, les progrès des modèles animaux pour l’infection par le VIH-1 sont essentiels au développement de la recherche sur la guérison du VIH. Les souris humanisées récapitulent les principales caractéristiques de l’infection par le VIH-1. Le modèle murin humanisé peut être infecté par le VIH-1 et la réplication virale peut être contrôlée par des schémas thérapeutiques cART. De plus, l’interruption de la cART entraîne un rebond viral rapide chez les souris humanisées. Cependant, l’administration de cART à l’animal peut être inefficace, difficile ou toxique, et de nombreux schémas thérapeutiques de TAR cliniquement pertinents ne peuvent pas être utilisés de manière optimale. En plus d’être potentiellement dangereuse pour les chercheurs, l’administration de cART par une procédure d’injection quotidienne intensive couramment utilisée induit un stress par contention physique de l’animal. La nouvelle méthode orale cART pour traiter les souris humanisées infectées par le VIH-1 décrite dans cet article a entraîné une suppression de la virémie inférieure au seuil de détection, une augmentation du taux de restauration du CD4+ et une amélioration de la santé globale chez les souris humanisées infectées par le VIH-1.

Introduction

L’espérance de vie des personnes infectées par le virus de l’immunodéficience humaine chronique (VIH) s’est considérablement améliorée grâce au traitement antirétroviral combiné (TARc)1,2. cART réduit avec succès la réplication du VIH-1 et augmente le nombre de lymphocytes T CD4+ jusqu’à la normale chez la majorité des participants infectés de façon chronique par le VIH-13, ce qui entraîne une amélioration de la santé globale et une réduction spectaculaire de la progression de la maladie4. Cependant, le réservoir latent du VIH-1 est établi même lorsque le TAR est initié pendant l’infection aiguë 5,6,7. Les réservoirs persistent pendant des années pendant le TAR et le rebond viral rapide après l’interruption du TAR est bien documenté 8,9. Les personnes vivant avec le VIH sous TAR sont également prédisposées à un risque plus élevé de comorbidités telles que les maladies cardiovasculaires, le cancer et les troubles neurologiques10,11,12. Par conséquent, un remède fonctionnel contre le VIH est nécessaire. Les modèles animaux pour l’infection par le VIH-1 offrent des avantages évidents dans l’élaboration et la validation de nouvelles stratégies de guérison du VIH13,14,15. Les souris humanisées, en tant que modèle de petit animal, peuvent fournir une reconstitution de cellules immunitaires humaines multilignées dans différents tissus, ce qui permet d’étudier de près l’infection par le VIH16,17,18,19. Parmi les modèles humanisés, le modèle humanisé de la moelle osseuse, du foie et du thymus (BLT) récapitule avec succès l’infection chronique par le VIH-1 ainsi que les réponses immunitaires humaines fonctionnelles à l’infection par le VIH-1 20,21,22,23,24. Par conséquent, le modèle murin BLT humanisé a été largement utilisé pour étudier divers aspects dans le domaine de la recherche sur le VIH. Les souris BLT humanisées ne sont pas seulement des modèles bien établis pour la récapitulation de l’infection persistante par le VIH-1 et la pathogenèse, mais aussi des outils conséquents pour l’évaluation des stratégies d’intervention basées sur la thérapie cellulaire. Les auteurs actuels et d’autres ont démontré que le modèle humanisé des souris BLT récapitule l’infection persistante par le VIH-1 et la pathogenèse 25,26,27 et fournit des outils pour évaluer les stratégies d’intervention basées sur la thérapie cellulaire 28,29,30,31,32,33.

Les schémas thérapeutiques cART consistant en des combinaisons de médicaments antirétroviraux pris quotidiennement suppriment la réplication du VIH-1 au point que la charge virale chez les personnes traitées avec succès reste indétectable à long terme34. Les résultats du traitement de souris humanisées infectées par le VIH avec des schémas thérapeutiques cART cliniquement pertinents ressemblent à ceux observés chez les personnes infectées par le VIH-1 traitées par TAR22 : Les taux de VIH-1 sont supprimés en dessous des limites de détection et l’interruption du TAR entraîne un rebond de la réplication du VIH à partir du réservoir latent35. L’injection sous-cutanée (SC)27,36,37 ou intrapéritonéale (IP)37,38,39 est la voie couramment utilisée pour le traitement antirétroviral chez les souris humanisées. Cependant, l’injection quotidienne intensive induit un stress chez les animaux par la contention physique40. Il est également exigeant en main-d’œuvre et potentiellement dangereux pour les chercheurs en raison de l’exposition accrue au VIH lors de l’utilisation d’objets tranchants. L’administration orale est idéale pour imiter l’absorption, la distribution et l’excrétion des médicaments antirétroviraux pris par les personnes infectées par le VIH-1. L’administration orale implique généralement des procédures personnalisées et souvent laborieuses pour mettre les médicaments antirétroviraux dans des aliments stérilisés (nécessaires en raison de l’immunodéficience des souris) 24,37,41 ou de l’eau 42,43,44,45,46 , qui peut ou non être chimiquement compatible avec de nombreux médicaments antirétroviraux, ou entraîner quelque chose que les souris ne mangeraient pas ou ne boiraient pas facilement (ce qui affecterait la dose et les niveaux de médicament dans le corps). La nouvelle méthode d’administration perorale de cART proposée ici surpasse les tentatives d’administration précédentes en raison de sa compatibilité avec différents types de médicaments antirétroviraux, de son innocuité et de sa facilité de préparation et d’administration, ainsi que de la réduction du stress et de l’anxiété chez les animaux résultant de l’injection quotidienne.

Le fumarate de ténofovir disoproxil (TDF), l’elvitégravir (ELV) et le raltégravir (RAL) sont des médicaments peu solubles dans l’eau. Fait intéressant, une biodisponibilité accrue du TDF est observée avec les aliments gras, ce qui suggère que l’inhibition compétitive des lipases par les aliments gras peut fournir une certaine protection contre le TDF47. Par conséquent, les gobelets DietGel Boost ont été choisis pour remplacer le chow de rongeur ordinaire comme méthode d’administration en fonction de leur teneur modeste en matières grasses (20,3 g pour 100 g) par rapport au chow de rongeur ordinaire (10 g pour 100 g) et à un régime alimentaire typique de souris riche en graisses (40-60 g pour 100 g)48. Le poids total d’une tasse est de 75 g; Ainsi, chaque tasse contiendra la quantité de nourriture, et donc de médicament, suffisante pour cinq souris sur 3 jours.

Protocol

Des tissus fœtaux humains anonymisés ont été acquis commercialement. La recherche sur les animaux a été menée conformément aux protocoles approuvés par l’Université de Californie à Los Angeles et le Comité de recherche animale (ARC) de l’UCLA, conformément à toutes les directives fédérales, étatiques et locales. Plus précisément, toutes les expériences ont été menées conformément aux recommandations et aux lignes directrices pour l’hébergement et les soins des animaux de laboratoire des Nat…

Representative Results

En supposant qu’une souris pesant moyenne 25 g consomme 4 g de nourriture par jour, la dose quotidienne de médicament par voie orale correspond à 2,88 mg / kg de TFV, 83 mg / kg FTC et 768 mg / kg RAL. Pour vérifier si le régime alimentaire optimisé est toxique et influence la santé globale par rapport à l’injection quotidienne de cART, le poids des souris a été surveillé chaque semaine avant et pendant le TAR par injection orale ou sous-cutanée. Il n’y avait pas de différence de poids significative ava…

Discussion

Une méthode d’administration orale de cART est développée ici pour les souris humanisées infectées par le VIH-1 en combinant trois médicaments antirétroviraux dans des aliments riches en nutriments. Par rapport à l’administration par injections quotidiennes, l’administration orale est plus facile à utiliser, limite la fréquence d’administration, réduit la manipulation des animaux, minimise le stress et améliore la sécurité55. Jusqu’à présent, seules quelques études sur d…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nous tenons à remercier les Drs Romas Geleziunas et Jeff Murry ainsi que les employés de Gilead pour avoir fourni les médicaments antirétroviraux utilisés dans cette étude. Ce travail a été financé par NCI 1R01CA239261-01 (à Kitchen), NIH Grants P30AI28697 (UCLA CFAR Virology Core, Gene and Cell Therapy Core et Humanized Mouse Core), U19AI149504 (PIs: Kitchen & Chen), CIRM DISC2-10748, NIDA R01DA-52841 (à Zhen), NIAID R2120200174 (PIs: Xie & Zhen), IRACDA K12 GM106996 (Carrillo). Ce travail a également été soutenu par le UCLA AIDS Institute, le James B. Pendleton Charitable Trust et la McCarthy Family Foundation.

Materials

60 mm petri dish Thermo Scientific Nunc 150288 For aliquoting ART food
APC anti-human CD8 Antibody Biolegend 344722 For flow cytometry
BD LSRFortessa BD biosciences For flow data collection
CD34 microbeads Miltenyi Biotec 130-046-702 For NSG-BLT mice generation
Centrifuge tubes Falcon 14-432-22 For dissolving ART
DietGel Boost ClearH2O 72-04-5022 For making ART food
Elvitegravir Gilead Gifted from Gilead
Emtricitabine Gilead Gifted from Gilead
FITC anti-human CD3 Antibody Biolegend 317306 For flow cytometry
Flowjo software FlowJo For flow cytometry data analysis
HIV-1 forward primer: 5′-CAATGGCAGCAATTTCACCA-3′; IDT Customized For viral load RT-PCR
HIV-1 probe: 5′-[6-FAM]CCCACCAACAGGCGGCCT
TAACTG [Tamra-Q]-3′;		 IDT Customized For viral load RT-PCR
HIV-1 reverse primer: 5′-GAATGCCAAATTCCTGCTTGA-3′; IDT Customized For viral load RT-PCR
Human fetal tissue Advanced Bioscience Resources, Inc
Mice, strain NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ The Jackson Laboratory 5557 For constructing the humanized mice
Pacific Blue anti-human CD45 Biolegend 304022 For flow cytometry
PerCP anti-human CD4 Antibody Biolegend 300528 For flow cytometry
QIAamp Viral RNA Kits Qiagen  52904 For measuring viral load
Raltegravir Merck Gifted from Merck
Sterile cell scrapers Thermo Scientific 179693 For aliquoting ART food
TaqMan RNA-To-Ct 1-Step Kit Applied Biosystems 4392653 For plasma viral load detection
Tenofovir disoproxil fumarate Gilead Gifted from Gilead
Trimethoprim-Sulfamethoxazole Pharmaceutical Associates NDC 0121-0854-16 For keeping ART food sterile. Each 5mL teaspoon contains
200 mg Sulfamethoxazole, USP
40 mg Trimethoprim, USP
NMT 0.5% Alcohol
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Antiretroviral Therapy Cohort Collaboration. Life expectancy of individuals on combination antiretroviral therapy in high-income countries: a collaborative analysis of 14 cohort studies. Lancet. 372 (9635), 293-299 (2008).
  2. May, M. T., et al. Impact on life expectancy of HIV-1 positive individuals of CD4+ cell count and viral load response to antiretroviral therapy. AIDS. 28 (8), 1193-1202 (2014).
  3. Autran, B., et al. Positive effects of combined antiretroviral therapy on CD4+ T cell homeostasis and function in advanced HIV disease. Science. 277 (5322), 112-116 (1997).
  4. Palella, F. J., et al. Declining morbidity and mortality among patients with advanced human immunodeficiency virus infection. HIV outpatient study investigators. The New England Journal of Medicine. 338 (13), 853-860 (1998).
  5. Finzi, D., et al. Identification of a reservoir for HIV-1 in patients on highly active antiretroviral therapy. Science. 278 (5341), 1295-1300 (1997).
  6. Ananworanich, J., Dube, K., Chomont, N. How does the timing of antiretroviral therapy initiation in acute infection affect HIV reservoirs. Current Opinion in HIV and AIDS. 10 (1), 18-28 (2015).
  7. Whitney, J. B., et al. Rapid seeding of the viral reservoir prior to SIV viraemia in rhesus monkeys. Nature. 512 (7512), 74-77 (2014).
  8. Siliciano, J. D., et al. Long-term follow-up studies confirm the stability of the latent reservoir for HIV-1 in resting CD4 T cells. Nature Medicine. 9 (6), 727-728 (2003).
  9. Chun, T. W., Moir, S., Fauci, A. S. HIV reservoirs as obstacles and opportunities for an HIV cure. Nature Immunology. 16 (6), 584-589 (2015).
  10. Brothers, T. D., et al. Frailty in people aging with human immunodeficiency virus (HIV) infection. Journal of Infectious Disease. 210 (8), 1170-1179 (2014).
  11. D. A. D. Study Group. Use of nucleoside reverse transcriptase inhibitors and risk of myocardial infarction in HIV-infected patients enrolled in the D:A:D study: a multi-cohort collaboration. Lancet. 371 (9622), 1417-1426 (2008).
  12. Schouten, J., et al. Cross-sectional comparison of the prevalence of age-associated comorbidities and their risk factors between HIV-infected and uninfected individuals: the AGEhIV cohort study. Clinical Infectious Diseases. 59 (12), 1787-1797 (2014).
  13. Policicchio, B. B., Pandrea, I., Apetrei, C. Animal models for HIV cure research. Frontiers in Immunology. 7, 12 (2016).
  14. Hessell, A. J., Haigwood, N. L. Animal models in HIV-1 protection and therapy. Current Opinion in HIV and AIDS. 10 (3), 170-176 (2015).
  15. Ambrose, Z., KewalRamani, V. N., Bieniasz, P. D., Hatziioannou, T. HIV/AIDS: in search of an animal model. Trends in Biotechnology. 25 (8), 333-337 (2007).
  16. Melkus, M. W., et al. Humanized mice mount specific adaptive and innate immune responses to EBV and TSST-1. Nature Medicine. 12 (11), 1316 (2006).
  17. Lan, P., Tonomura, N., Shimizu, A., Wang, S., Yang, Y. G. Reconstitution of a functional human immune system in immunodeficient mice through combined human fetal thymus/liver and CD34+ cell transplantation. Blood. 108 (2), 487-492 (2006).
  18. Wege, A. K., Melkus, M. W., Denton, P. W., Estes, J. D., Garcia, J. V. Functional and phenotypic characterization of the humanized BLT mouse model. Current Topics in Microbiology and Immunology. 324, 149-165 (2008).
  19. Garcia, J. V. In vivo platforms for analysis of HIV persistence and eradication. The Journal of Clinical Investigation. 126 (2), 424-431 (2016).
  20. Carrillo, M. A., Zhen, A., Kitchen, S. G. The use of the humanized mouse model in gene therapy and immunotherapy for HIV and cancer. Frontiers in Immunology. 9, 746 (2018).
  21. Abeynaike, S., Paust, S. Humanized mice for the evaluation of novel HIV-1 therapies. Frontiers in Immunology. 12, 636775 (2021).
  22. Marsden, M. D., Zack, J. A. Humanized mouse models for human immunodeficiency virus infection. Annual Review of Virology. 4 (1), 393-412 (2017).
  23. Brainard, D. M., et al. Induction of robust cellular and humoral virus-specific adaptive immune responses in human immunodeficiency virus-infected humanized BLT mice. Journal of Virology. 83 (14), 7305-7321 (2009).
  24. Nischang, M., et al. Humanized mice recapitulate key features of HIV-1 infection: a novel concept using long-acting anti-retroviral drugs for treating HIV-1. PLoS One. 7 (6), 38853 (2012).
  25. Garcia-Beltran, W. F., et al. Innate immune reconstitution in humanized bone marrow-liver-thymus (HuBLT) mice governs adaptive cellular immune function and responses to HIV-1 infection. Frontiers in Immunology. 12, 667393 (2021).
  26. Cheng, L., et al. Blocking type I interferon signaling enhances T cell recovery and reduces HIV-1 reservoirs. The Journal of Clinical Investigation. 127 (1), 269-279 (2017).
  27. Zhen, A., et al. Targeting type I interferon-mediated activation restores immune function in chronic HIV infection. The Journal of Clinical Investigation. 127 (1), 260-268 (2017).
  28. Khamaikawin, W., et al. Modeling anti-HIV-1 HSPC-based gene therapy in humanized mice previously infected with HIV-1. Molecular Therapy Methods & Clinical Development. 9, 23-32 (2018).
  29. Kitchen, S. G., et al. Engineering antigen-specific T cells from genetically modified human hematopoietic stem cells in immunodeficient mice. PLoS One. 4 (12), 8208 (2009).
  30. Zhen, A., et al. Robust CAR-T memory formation and function via hematopoietic stem cell delivery. PLoS Pathogens. 17 (4), 1009404 (2021).
  31. Zhen, A., et al. HIV-specific immunity derived from chimeric antigen receptor-engineered stem cells. Molecular Therapy. 23 (8), 1358-1367 (2015).
  32. Zhen, A., Kitchen, S. Stem-cell-based gene therapy for HIV infection. Viruses. 6 (1), 1-12 (2013).
  33. Mu, W., Carrillo, M. A., Kitchen, S. G. Engineering CAR T cells to target the hiv reservoir. Frontiers in Celluar and Infection Microbiology. 10, 410 (2020).
  34. Arts, E. J., Hazuda, D. J. HIV-1 antiretroviral drug therapy. Cold Spring Harbour Perspectives in Medicine. 2 (4), 007161 (2012).
  35. Denton, P. W., et al. Generation of HIV latency in humanized BLT mice. Journal of Virology. 86 (1), 630-634 (2012).
  36. Kovarova, M., et al. A long-acting formulation of the integrase inhibitor raltegravir protects humanized BLT mice from repeated high-dose vaginal HIV challenges. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 71 (6), 1586-1596 (2016).
  37. Lavender, K. J., et al. An advanced BLT-humanized mouse model for extended HIV-1 cure studies. AIDS. 32 (1), 1-10 (2018).
  38. Denton, P. W., et al. Targeted cytotoxic therapy kills persisting HIV infected cells during ART. PLoS Pathogens. 10 (1), 1003872 (2014).
  39. Marsden, M. D., et al. In vivo activation of latent HIV with a synthetic bryostatin analog effects both latent cell "kick" and "kill" in strategy for virus eradication. PLoS Pathogens. 13 (9), 1006575 (2017).
  40. Stuart, S. A., Robinson, E. S. Reducing the stress of drug administration: implications for the 3Rs. Science Report. 5, 14288 (2015).
  41. Halper-Stromberg, A., et al. Broadly neutralizing antibodies and viral inducers decrease rebound from HIV-1 latent reservoirs in humanized mice. Cell. 158 (5), 989-999 (2014).
  42. Daskou, M., et al. ApoA-I mimetics reduce systemic and gut inflammation in chronic treated HIV. PLoS Pathogens. 18 (1), 1010160 (2022).
  43. Mu, W., et al. Apolipoprotein A-I mimetics attenuate macrophage activation in chronic treated HIV. AIDS. 35 (4), 543-553 (2021).
  44. Daskou, M., et al. ApoA-I mimetics favorably impact cyclooxygenase 2 and bioactive lipids that may contribute to cardiometabolic syndrome in chronic treated HIV. Metabolism. 124, 154888 (2021).
  45. Satheesan, S., et al. HIV replication and latency in a humanized NSG mouse model during suppressive oral combinational antiretroviral therapy. Journal of Virology. 92 (7), 02118 (2018).
  46. Llewellyn, G. N., et al. Humanized mouse model of HIV-1 latency with enrichment of latent virus in PD-1(+) and TIGIT(+) CD4 T cells. Journal of Virology. 93 (10), 02086 (2019).
  47. Kearney, B. P., Flaherty, J. F., Shah, J. Tenofovir disoproxil fumarate: clinical pharmacology and pharmacokinetics. Clinical Pharmacokinetics. 43 (9), 595-612 (2004).
  48. Speakman, J. R. Use of high-fat diets to study rodent obesity as a model of human obesity. International Journal of Obesity (Lond). 43 (8), 1491-1492 (2019).
  49. Zhen, A., et al. Stem-cell based engineered immunity against HIV infection in the humanized mouse model. Journal of Visualized Experiments. (113), e54048 (2016).
  50. Mopin, A., Driss, V., Brinster, C. A detailed protocol for characterizing the murine C1498 cell line and its associated leukemia mouse model. Journal of Visualized Experiments. (116), e54270 (2016).
  51. Steel, C. D., Stephens, A. L., Hahto, S. M., Singletary, S. J., Ciavarra, R. P. Comparison of the lateral tail vein and the retro-orbital venous sinus as routes of intravenous drug delivery in a transgenic mouse model. Lab Animal (NY). 37 (1), 26-32 (2008).
  52. Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. Retro-orbital injections in mice. Lab Animal (NY). 40 (5), 155-160 (2011).
  53. Shimizu, S., et al. A highly efficient short hairpin RNA potently down-regulates CCR5 expression in systemic lymphoid organs in the hu-BLT mouse model. Blood. 115 (8), 1534-1544 (2010).
  54. Ladinsky, M. S., et al. Mechanisms of virus dissemination in bone marrow of HIV-1-infected humanized BLT mice. Elife. 8, 46916 (2019).
  55. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
  56. Lamorde, M., et al. Effect of food on the steady-state pharmacokinetics of tenofovir and emtricitabine plus efavirenz in Ugandan adults. AIDS Research and Treatment. 2012, 105980 (2012).
  57. Watkins, M. E., et al. Development of a novel formulation that improves preclinical bioavailability of tenofovir disoproxil fumarate. Journal of Pharmaceutical Sciences. 106 (3), 906-919 (2017).
  58. Moccia, K. D., Olsen, C. H., Mitchell, J. M., Landauer, M. R. Evaluation of hydration and nutritional gels as supportive care after total-body irradiation in mice (Mus musculus). Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 49 (3), 323-328 (2010).
  59. Nair, A. B., Jacob, S. A simple practice guide for dose conversion between animals and human. Journal of Basic and Clinical Pharmacy. 7 (2), 27-31 (2016).
  60. Santos, N. C., Figueira-Coelho, J., Martins-Silva, J., Saldanha, C. Multidisciplinary utilization of dimethyl sulfoxide: pharmacological, cellular, and molecular aspects. Biochemical Pharmacology. 65 (7), 1035-1041 (2003).
  61. Kolb, K. H., Jaenicke, G., Kramer, M., Schulze, P. E. Absorption, distribution and elimination of labeled dimethyl sulfoxide in man and animals. Annals of the New York Academy of Sciences. 141 (1), 85-95 (1967).
  62. Yellowlees, P., Greenfield, C., McIntyre, N. Dimethylsulphoxide-incuded toxicity. Lancet. 2 (8202), 1004-1006 (1980).
  63. Swanson, B. N. Medical use of dimethyl sulfoxide (DMSO). Reviews in Clinical & Basic Pharmacology. 5 (1-2), 1-33 (1985).

Tags

Oral Antiretroviral TreatmentHIV-1Humanized MiceCARTFTCTDFRALELVDMSOTrimethoprim SulfamethoxazoleDrug DeliveryPreclinical StudiesHIV Cure

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Mu, W., Zhen, A., Carrillo, M. A., Rezek, V., Martin, H., Lizarraga, M., Kitchen, S. Oral Combinational Antiretroviral Treatment in HIV-1 Infected Humanized Mice. J. Vis. Exp. (188), e63696, doi:10.3791/63696 (2022).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image