Мы представляем протокол выделения и замораживания внеклеточных везикул (EV), происходящих из раковых уротелиальных клеток. Метод замораживания-разрушения показал диаметр и форму электромобилей и, как уникальную особенность, внутреннюю организацию мембран EV. Они имеют огромное значение для понимания того, как электромобили взаимодействуют с мембранами-реципиентами.
Внеклеточные везикулы (EV) представляют собой мембранно-ограниченные структуры, высвобождаемые из клеток во внеклеточное пространство и участвующие в межклеточной связи. EV состоят из трех популяций везикул, а именно микровезикул (MV), экзосом и апоптотических тел. Ограничивающая мембрана EV критически участвует во взаимодействиях с клетками-реципиентами, что может привести к переносу биологически активных молекул к клеткам-реципиентам и, следовательно, повлиять на их поведение. Метод электронной микроскопии замораживания-разрушения используется для изучения внутренней организации биологических мембран. Здесь мы представляем протокол выделения МВ из культивируемых раковых уротелиальных клеток и замораживания-разрушения МВ на этапах быстрого замораживания, разрыва, изготовления и очистки реплик и их анализа с помощью просвечивающей электронной микроскопии. Результаты показывают, что протокол изоляции дает однородную популяцию EV, которые соответствуют форме и размеру MV. Внутримембранные частицы находятся в основном в протоплазматической грани ограничивающей мембраны. Следовательно, замораживание-разрушение является методом выбора для характеристики диаметра, формы и распределения мембранных белков MW. Представленный протокол применим к другим популяциям электромобилей.
Внеклеточные везикулы (EV) представляют собой мембранно-ограниченные везикулы, высвобождаемые из клеток во внеклеточное пространство. Тремя основными популяциями EV являются экзосомы, микровезикулы (МВ) и апоптотические тела, которые различаются по своему происхождению, размеру и молекулярному составу 1,2,3. Состав EV отражает молекулярный профиль донорской клетки и ее физиологический статус (т.е. здоровый или больной)4,5. Это дает EV огромный потенциал в диагностике, прогнозе и терапии заболеваний человека, и они имеют перспективные медицинские приложения для использования в персонализированной медицине 6,7,8.
Электромобили являются посредниками межклеточной связи. Они содержат биологически активные белки, липиды и РНК, которые вмешиваются в биологические процессы в клетке-реципиенте и могут изменять ее поведение 9,10. Однако состав ограничивающей мембраны EV имеет решающее значение для взаимодействия с клеточной мембраной-реципиентом.
Источниками EV являются жидкости организма и условные питательные среды. Чтобы изолировать популяцию EV, необходимо использовать подходящую технику изоляции. Например, центрифугирование при 10 000 × г дает фракцию, обогащенную МВ, тогда как центробежные силы ≥100 000 × г дают фракцию, обогащенную экзосомами11,12. Изолированная фракция электромобилей должна быть проверена с точки зрения чистоты, размера и формы. С этой целью Международное общество внеклеточных везикул 2018 года рекомендовало три класса методов визуализации с высоким разрешением: электронная микроскопия, атомно-силовая микроскопия и микроскопия сверхвысокого разрешения на основе световой микроскопии13. Ни один из этих методов не может предоставить информацию о внутренней части мембраны EV.
Электронная микроскопия с замораживанием и разрушением представляет собой метод разрушения замороженных образцов для выявления их внутренних структур, в частности, для получения вида на внутреннюю часть мембраны. Этапы подготовки образца включают (1) быстрое замораживание, (2) разрыв пласта, (3) изготовление реплики и (4) очистку реплики14. На этапе 1 образец (необязательно) химически фиксируется, криозащита глицерином и замораживается в жидком фреоне. На этапе 2 замороженный образец разбивается в блоке замораживания-разрушения, который обнажает внутреннюю часть мембранного бислоя. На этапе 3 обнаженные трещины затеняют платиной (Pt) и углеродом (C) для получения реплик. На этапе 4 органический материал удаляется. Реплика анализируется в просвечивающем электронном микроскопе (ТЭМ). Для точной интерпретации микроснимков необходимо следовать рекомендациям по их правильной ориентации14,15. Вкратце, направление теней на микрофотографии является ориентиром для ориентации микрофотографии (т. е. для определения направления затенения Pt) и, следовательно, для определения выпуклых и вогнутых форм (рисунок 1). Два внутренних вида, называемых трещинами мембранного бислоя, можно увидеть в результате расщепления мембраны путем замораживания-разрыва: протоплазматическая грань (P-грань) и экзоплазматическая грань (E-грань). P-грань представляет собой мембранный листок, прилегающий к протоплазме клетки, в то время как E-грань представляет собой мембранный листок, прилегающий к внеклеточному пространству. Интегральные мембранные белки и их ассоциации рассматриваются как выступающие внутримембранные частицы14,15.
Здесь цель состоит в том, чтобы применить технику замораживания-разрушения для характеристики МВ с точки зрения размера, формы и структуры их ограничивающей мембраны. Здесь мы представляем протокол выделения и замораживания-разрыва МВ, происходящих из инвазивных раковых уротелиальных клеток мочевого пузыря человека.
Характеристика МВ или любой другой популяции изолированных EV имеет первостепенное значение для начала, прежде чем начинать последующие анализы, такие как исследования «омики» или функциональные исследования11,18. При этом EV из инвазивных уротелиальных Т24-клеток рака мочевого пузыря человека были выделены центрифугированием, и в соответствии с предоставленным протоколом анализа методом электронной микроскопии с замораживанием-трещиной мы продемонстрировали, что изолированная фракция была обогащена МВ11,13. Изолят МВ был лишен клеточного мусора или органелл, что подтверждало успешный протокол выделения и очистки.
Сочетание химической фиксации и замораживания, которые являются критическими этапами протокола, сохранило сферическую форму ev12. Тем не менее, необходимы меры предосторожности при оценке диаметра EV путем замораживания-разрывапласта 17. Поскольку трещина проходит через выборку случайным образом, мембраны MV расщепляются на их экваториальную и неэкваториальную плоскости. Чтобы обеспечить строгий метод анализа изображений замороженных и затененных образцов, Hallett et al. показали, что средний диаметр пузырьков в 4/π раз превышает фактический размер диаметра везикула на изображении17. Учитывая это, было рассчитано, что электромобили из ячеек T24 имеют диаметр 304 нм, что соответствует теоретическому диапазону распределения размеров MV 100-1000 нм19.
Замораживание разрыва может дополнить отрицательное окрашивание, наиболее широко используемую технику TEM для визуализации электромобилей. При отрицательном окрашивании образец обычно химически фиксируют, сушат и прикрепляют к сетке ТЕА и противопоставляют раствору уранила. Без поддержки средств массовой информации электромобили, как правило, разрушаются, что придает им чашевидный вид. Путем замораживания-разрыва мы показываем, что МВ являются сферами, что отражает их форму во внеклеточных пространствах и жидкостях организма12. Таким образом, наши результаты также согласуются с наблюдениями ev в крио-ультратонких секциях20.
Решающим преимуществом метода замораживания-разрушения является его способность разрешать внутреннюю организацию ограничивающей мембраны, что является ключевым фактором в понимании того, как EV нацелены на мембраны реципиента и взаимодействуют с ними. Здесь мы проанализировали мембраны МВ, но замораживание-разрыв может выявить мембранную организацию любой другой популяции EV. МВ образуются при почковании плазматической мембраны; поэтому ожидается, что белки плазматической мембраны и белковые кластеры будут обнаружены в мембране MV. Наши результаты подтвердили, что МВ из Т24-клеток содержали внутримембранные частицы, представляющие собой интегральные мембранные белки. Основываясь на распределении частиц между E-гранью и P-гранью, разумно ожидать, что частицы, наблюдаемые в МВ, являются трансмембранными белками уроплакинов, которые специфичны для уротелиальных клеток21,24. Наблюдаемые частицы были разреженными, что в соответствии с предыдущими исследованиями, сообщающими о снижении уроплакинов во время уротелиального канцерогенеза 21,22,23. Однако для дальнейшего изучения белкового состава мембран MV рекомендуется использовать метод иммуномаркировки реплики фриз-перелома (FRIL). FRIL является обновлением представленной методики замораживания-разрушения и посвящен выявлению идентичности белков в репликах путем распознавания антител24,25. Подводя итог, можно сказать, что метод замораживания-разрушения представляет собой метод электронной микроскопии, подходящий для характеристики ограничивающей мембраны EV, а также формы, размера и чистоты изолированных фракций EV. Представленный протокол может быть использован также для оценки других популяций изолированных EV; таким образом, метод замораживания-разрыва заслуживает включения в руководящие принципы Международного общества внеклеточных везикул для исследований, изучающих организацию ограничивающих мембран EV.
The authors have nothing to disclose.
Это исследование финансировалось Словенским исследовательским агентством (основное финансирование исследований нет. P3-0108 и проект J7-2594) и инфраструктурная программа MRIC UL IP-0510. Эта работа вносит вклад в Международную сеть COST Action CA17116 по переводу исследований перинатальных производных в терапевтические подходы (SPRINT), поддерживаемую COST (Европейское сотрудничество в области науки и техники). Авторы хотели бы поблагодарить Линду Штрус, Саню Чабраю, Наду Павлицу Дубарич и Сабину Железник за техническую помощь в культивировании клеток и подготовке образцов, а также Марко Вогринца, Ота Ширца Рош и Нейц Дебевец за техническую помощь в подготовке видео.
A-DMEM | ThermoFisher Scientific, USA | 12491015 | |
Balzers freeze-fracture device | Balzers AG, Liechtenstein | Balzers BAF 200 | |
Centrifuge | Eppendorf, Germany | model 5810R | |
CO2 incubator HeraCell | Heraues, Germany | ||
Copper carriers | Balzers | BB 113 142-2 | 100+ mesh |
Copper grids | SPI, United States | 2010C | |
Culture flask T75 | TPP, Switzerland | growing surface 75 cm2 | |
F12 (HAM) | Sigma-Aldrich, Germany | 21765029 | |
FBS | Gibco, Life Technologies, USA | 10500064 | |
Glazed Porcelain Plate 6 Well | Fischer Sientific, United States | 50-949-072 | |
Glycerol | Kemika, Croatia | 711901 | final concentration 30 % (v/v) |
Glutaradehyde | Serva, Germany | 23114.01 | final concentration 2.5 % (v/v) |
GlutaMAX | Gibco, Life Technologies | 35050-079 | final concentration 4 mM |
Penicillin | Gibco, Life Technologies | 15140163 | final concentration 100 U/ml |
Phase-contast inverted microscope | Nikon, Japan | model Eclipse | |
Rotor | Eppendorf, Germany | A 4-44 | |
Rotor | Eppendorf, Germany | F-34-6-38 | |
Serological pipetts | TPP, Switzerland | 50mL volume | |
Sodium hypochloride solution in water | Carlo Erba, Italy | 481181 | |
Stereomicroscope | Leica, Germany | ||
Streptomycin | Gibco, Life Technologies | 35050038 | final concentration 100 mg/mL |
Transmission electron microscope | Philips, The Netherlands | model CM100 | working at 80 kV |
Tweezers | SPI, United States |