Spectroscopie CD pour étudier les interactions ADN-protéine

Le dichroïsme circulaire (CD) est une technique spectroscopique qui repose sur la chiralité inhérente des macromolécules biologiques qui conduit à l’absorption différentielle de la lumière polarisée circulairement pour droitiers et gauchers. Cette absorption différentielle est connue sous le nom de dichroïsme circulaire. La technique peut donc être utilisée pour délimiter la conformation des macromolécules biologiques, telles que les protéines et l’ADN, qui contiennent toutes deux des centres ^chiraux1,2.

Les ondes électromagnétiques contiennent à la fois des composants électriques et magnétiques. Les champs électrique et magnétique oscillent perpendiculairement à la direction de propagation des ondes. Dans le cas de la lumière non polarisée, ces champs oscillent dans de nombreuses directions. Lorsque la lumière est polarisée circulairement, deux champs électromagnétiques sont obtenus à une différence de phase de 90° l’un par rapport à l’autre. Les molécules chirales présentent une rotation optique circulaire (biréfringence) telle qu’elles absorbent la lumière polarisée circulairement droite et la lumière polarisée circulairement gaucher à des degrés ^différents3. Le champ électrique résultant sera tracé comme une ellipse, une fonction de la longueur d’onde. Le spectre CD est donc enregistré comme ellipticité (q), et les données sont présentées comme ellipticité résiduelle moyenne en fonction de la longueur d’onde.

Dans le cas des protéines, le Cα des acides aminés (à l’exception de la glycine) est chiral, et ceci est exploité par spectroscopie CD pour déterminer la structure secondaire de cette macromolécule4. Les spectres CD des molécules de protéines sont généralement enregistrés dans la gamme Far UV. α-hélicoïdales ont deux bandes négatives à 222 nm et 208 nm et un pic positif à 193 ^nm4. Les protéines à structure secondaire anti-parallèle β feuille montrent un pic négatif à 218 nm et un pic positif à 195 ^nm4. Les protéines aux structures désordonnées présentent une faible ellipticité proche de 210 nm et un pic négatif à 195 ^nm4. Ainsi, les pics/bandes bien définis pour différentes structures secondaires font de la CD un outil pratique pour élucider les changements conformationnels qui se produisent dans la structure secondaire des protéines pendant la dénaturation ainsi que la liaison aux ligands.

Les acides nucléiques ont trois sources de chiralité : la molécule de sucre, l’hélicité de la structure secondaire et l’ordre tertiaire à longue distance de l’ADN dans ^{l’environnement5,6}. Les spectres CD des acides nucléiques sont généralement enregistrés dans la gamme de 190 à 300 ^nm5,6. Chaque conformation de l’ADN, tout comme les protéines, donne un spectre caractéristique, bien que les pics/bandes puissent varier de certains degrés en raison des conditions de solvant et des différences dans les séquences d’ADN7. L’ADN-B, la forme la plus courante, se caractérise par un pic positif autour de 260-280 nm et un pic négatif autour de 245 ^nm6. Les pics/bandes de l’ADN de forme B sont généralement petits parce que les paires de bases sont perpendiculaires à la double hélice, conférant une faible chiralité à la molécule. L’ADN-A donne un pic positif dominant à 260 nm et un pic négatif autour de 210 ^nm6. L’ADN-Z, l’hélice gaucher, donne une bande négative à 290 nm et un pic positif autour de 260 ^nm6. Cet ADN donne également un pic extrêmement négatif à 205 ^nm6.

En plus de ces conformations, l’ADN peut également former des triplex, des quadruplexes et des épingles à cheveux, qui peuvent tous être distingués par spectroscopie CD. Le G-quadruplex parallèle donne une bande positive dominante à 260 nm, tandis que le G-quadruplex anti-parallèle donne une bande négative à 260 nm et un pic positif à 290 nm, ce qui facilite la distinction entre les deux formes de structures ^quadruplex6. Les triplex ne donnent pas de spectre ^{caractéristique8}. Par exemple, les spectres d’un ADN de 36 nucléotides ayant le potentiel de former une triple hélice intramoléculaire contenant des paires de bases G.G.C et T.A.T en présence de Na⁺ montrent une forte bande négative à 240 nm et un large pic positif. Le pic positif général montre des contributions à 266, 273 et 286 nm. Le même oligonucléotide en présence de Na⁺ et Zn⁺ montre quatre bandes négatives (213, 238, 266 et 282 nm) et un pic positif à 258 nm. Ainsi, les spectres de l’ADN triplex peuvent varier en fonction des conditions de ^sel8.

En plus de ces conformations, les spectres CD ont permis l’identification d’une autre forme d’ADN appelée X-ADN. L’ADN-X se forme lorsque la séquence d’ADN contient des résidus alternatifs d’adénine et de thymine. Les spectres CD de l’ADN-X contiennent deux pics négatifs à 250 et 280 nm. Très peu d’informations sont disponibles sur l’ADN-X, bien qu’il ait été spéculé pour fonctionner comme un puits pour le superenroulage ^positif6,9. Les changements dans les spectres DE LA MC peuvent également révéler des détails sur les interactions ligand-protéine et, par conséquent, ont été ajoutés à l’arsenal des méthodes moléculaires pour détecter les interactions médicament-protéine10,11,12,13,14. Les spectres CD ont également été utilisés pour surveiller les changements dans la structure secondaire des protéines pendant le processus de ^repliement15. De même, les spectres CD peuvent également être utilisés pour sonder les interactions ligand-ADN16,17.

La spectroscopie CD est donc une méthode facile et peu coûteuse pour distinguer les différentes formes de conformation de l’ADN, à condition qu’il y ait accès à des équipements et des logiciels moins coûteux. La méthode est extrêmement sensible et rapide. Il ne nécessite qu’une petite quantité d’ADN, ce qui lui donne un avantage sur la technique alternative de spectroscopie par résonance magnétique nucléaire (RMN). Les titrages avec des ligands et des substrats sont également faciles à effectuer. La contrainte majeure est que l’ADN doit être très pur. Il est conseillé d’utiliser de l’ADN purifié par électrophorèse sur gel de polyacrylamide (PAGE).

Les informations obtenues par les spectres CD ont été principalement utilisées pour déduire les caractéristiques structurelles des protéines et pour identifier des conformateurs d’ADN distincts. Dans cette étude, les spectres CD ont été utilisés pour intégrer les résultats obtenus d’une expérience in vivo d’immunoprécipitation de la chromatine (ChIP) afin de déterminer si la protéine d’intérêt / facteur de transcription prédit peut entraîner un changement conformationnel dans la région promotrice de ses gènes effecteurs. Cette collaboration contribue à la progression des techniques spectroscopiques CD traditionnelles en prédisant le mécanisme de régulation de la transcription par le facteur de transcription prédit sur et autour du site de début de transcription (SCT) d’un promoteur.

Le remodelage de la chromatine est un mécanisme bien défini connu pour réguler les processus métaboliques de l’ADN en rendant la chromatine étroitement emballée accessible à divers facteurs régulateurs tels que les facteurs de transcription, les composants de la réplication de l’ADN ou les protéines de réparation des dommages. Les remodeleurs de chromatine dépendants de l’ATP, également connus sous le nom de famille de protéines SWI/SNF, sont des protéines remodelantes clés présentes dans les cellules eucaryotes18,19. Le regroupement phylogénétique a classé la famille de protéines SWI/SNF en 6 ^{sous-groupes20} : Snf2-like, Swr1-like, SSO1653-like, Rad54-like, Rad5/16-like, et distant. SMARCAL1, la protéine d’intérêt dans cette étude, appartient au sous-groupe ^distant20. Cette protéine a été utilisée pour étudier son mode de régulation transcriptionnelle à l’aide de la spectroscopie CD.

Il a été démontré que la plupart des membres des protéines de remodelage de la chromatine dépendantes de l’ATP se repositionnent ou éliminent les nucléosomes ou interviennent dans l’échange de variantes d’histones d’une manière dépendante de ^l’ATP21,22. Cependant, il n’a pas été démontré que certains membres de cette famille remodelent les nucléosomes, par exemple SMARCAL1. Même si des études ont montré que SMARCAL1 s’associe aux chromosomes polytènes, les preuves expérimentales concernant sa capacité à remodeler les nucléosomes font ^défaut23. Par conséquent, il a été postulé que SMARCAL1 peut réguler la transcription en modifiant la conformation de ^l’ADN24. La spectroscopie CD a fourni une méthode facile et accessible pour valider cette hypothèse.

SMARCAL1 est une protéine de remodelage de la chromatine dépendante de l’ATP qui fonctionne principalement comme une hélicase de recuit25,26,27. Il a été postulé pour moduler la transcription en remodelant la conformation de ^l’ADN24. Pour tester cette hypothèse, le rôle de SMARCAL1 dans la régulation de la transcription des gènes lors des dommages à l’ADN induits par la doxorubicine a été étudié. Dans ces études, SMARCAL1 a été utilisé pour l’analyse in vivo et ADAAD pour les essais di ^vitro28,29. Des études antérieures ont montré que l’ADAAD peut reconnaître l’ADN d’une manière dépendante de la structure mais indépendante de la ^{séquence30,31}. La protéine se lie de manière optimale aux molécules d’ADN possédant des régions de transition double brin à simple brin, similaires à l’ADN de boucle tige, et hydrolyse l’ATP ^30,31.

Des expériences in vivo ont montré que SMARCAL1 régule l’expression de MYC, DROSHA, DGCR8 et DICER en se liant aux régions promotrices28,29. La région d’interaction a été identifiée par les expériences ^ChIP28,29. La technique ChIP est utilisée pour analyser l’interaction d’une protéine avec son ADN apparenté dans la cellule. Son objectif est de déterminer si des protéines spécifiques, telles que des facteurs de transcription sur des promoteurs ou d’autres sites de liaison à l’ADN, sont liées à des domaines génomiques spécifiques. La protéine liée à l’ADN est d’abord réticulée à l’aide de formaldéhyde. Ceci est suivi par l’isolement de la chromatine. La chromatine isolée est cisaillée en fragments de 500 pb soit par sonication, soit par digestion nucléase, et la protéine liée à l’ADN est immunoprécipitée à l’aide d’anticorps spécifiques à la protéine. La réticulation est inversée et l’ADN est analysé à l’aide d’une réaction en chaîne par polymérase (PCR) ou d’une PCR quantitative en temps réel.

Les résultats du ChIP ont conduit à l’hypothèse que SMARCAL1 intervient peut-être dans la régulation transcriptionnelle en induisant un changement conformationnel dans les régions promotrices de ces gènes. Le cartographe QGRS et le logiciel Mfold ont été utilisés pour identifier le potentiel de ces régions promotrices à former ^{des structures secondaires28,29}. Le mappeur QGRS est utilisé pour prédire les ^{G-quadruplex32}, tandis que ^Mfold33 analyse la capacité d’une séquence à former des structures secondaires telles que des boucles de tige.

Après l’analyse de la structure secondaire, d’autres expériences in vitro ont été réalisées avec l’ATPase A A (ADAAD) recombinant 6X His-tagged Active DNA-dependent ATPase A Domain, l’homologue bovin de SMARCAL1, purifié à partir d’Escherichia coli34. Des tests ATPase ont été effectués à l’aide de l’ADAAD pour établir que les séquences d’ADN identifiées pouvaient agir comme ^{effecteurs28,29}. Enfin, la spectroscopie CD a été réalisée pour surveiller les changements conformationnels induits dans la molécule d’ADN par ^ADAAD28,29.

Pour prouver que l’activité ATPase de la protéine était essentielle pour induire un changement conformationnel dans la molécule d’ADN, soit de l’acide éthylènediamine tétraacétique (EDTA) a été ajouté au chélate Mg⁺², soit de la néomycine inhibiteur du domaine de l’ATPase A dépendante de l’ADN actif (ADAADiN), un inhibiteur spécifique de la protéine SWI/SNF, a été ^{ajoutée35,36} . Cette technique spectroscopique CD peut être utilisée avec n’importe quelle protéine purifiée qui a été démontrée par ChIP ou tout autre test pertinent pour se lier à une région génomique prédite d’un promoteur.