Summary

Impianto diretto di cannule nella Cisterna Magna dei Suini

Published: June 09, 2021
doi:

Summary

Questo articolo presenta un protocollo passo-passo per l’impianto diretto della cannula nella cisterna magna dei maiali.

Abstract

Il sistema glinfatico è un sistema di rimozione dei rifiuti nel cervello che si basa sul flusso di liquido cerebrospinale (CSF) negli spazi perivascolari legati agli astrociti ed è stato implicato nella clearance di peptidi neurotossici come l’amiloide-beta. La compromissione della funzione glinfatica aggrava la patologia della malattia in modelli animali di malattie neurodegenerative, come l’Alzheimer, il che evidenzia l’importanza di comprendere questo sistema di clearance. Il sistema glinfatico è spesso studiato da cisterna magna cannulations (CMc), dove i traccianti vengono consegnati direttamente nel liquido cerebrospinale (CSF). La maggior parte degli studi, tuttavia, sono stati condotti su roditori. Qui, dimostriamo un adattamento della tecnica CMc nei suini. Utilizzando CMc nei suini, il sistema glinfatico può essere studiato ad alta risoluzione ottica nel cervello vorencefalico e così facendo colma il divario di conoscenza tra roditori e glinfatici umani.

Introduction

Il liquido cerebrospinale (CSF) è un ultrafiltrato di sangue che si trova all’interno e intorno al sistema nervoso centrale (SNC)1,2. Oltre a dare galleggiabilità al cervello o assorbire forze meccaniche dannose, il liquido cerebrospinale svolge anche un ruolo fondamentale nella rimozione dei rifiuti metabolici dal SNC3. La rimozione dei rifiuti è facilitata dal sistema glinfatico recentemente caratterizzato che consente il flusso convettivo del liquido cerebrospinale attraverso il parenchima cerebrale attraverso gli spazi perivascolari (PVS), che circondano le arterie penetranti3,4,5. Questo processo ha dimostrato di dipendere dall’acquaporina-4 (AQP4), un canale d’acqua espresso principalmente sul fondo astrocitico, legato al PVS4,6. Lo studio del sistema glinfatico è ottenuto sia mediante imaging in vivo che ex vivo, utilizzando la microscopia ottica avanzata o la risonanza magnetica (MRI), a seguito dell’introduzione di un tracciante fluorescente / radioattivo o di un agente di contrasto nel CSF7,8,9,10,11.

Un modo efficace per introdurre un tracciante nel liquido cerebrospinale senza incorrere in danni al parenchima cerebrale è attraverso la cisterna magna cannulation (CMc)12,13. Una grande maggioranza di tutti gli studi glinfatici, finora sono stati condotti su roditori ed evitati nei mammiferi superiori a causa dell’invasività del CMc unita alla semplicità pratica di lavorare con un piccolo mammifero. Inoltre, i crani sottili dei topi consentono l’imaging in vivo senza la necessità di una finestra cranica e successivamente consentono un’estrazione cerebrale semplice11,14. Esperimenti condotti sull’uomo hanno prodotto preziosi dati macroscopici in vivo sulla funzione glinfatica, ma si sono basati su iniezioni intratecali di traccianti nella colonna lombare distale e, inoltre, utilizzano la risonanza magnetica che non produce una risoluzione sufficiente per catturare la microanatomia del sistema glinfatico7,15,16 . Comprendere l’architettura e l’estensione del sistema glinfatico nei mammiferi superiori è essenziale per la sua traduzione verso l’uomo. Al fine di facilitare la traduzione glinfatica all’uomo, è importante applicare tecniche che vengono eseguite nei roditori ai mammiferi superiori in modo da consentire confronti diretti del sistema glinfatico tra specie di crescente cognizione e complessità cerebrale17. Il cervello dei suini e quello umano sono ginencefalici, in possesso di una neuroarchitettura piegata, mentre i cervelli dei roditori sono lissencefalici, avendo così una differenza sostanziale tra loro. In termini di dimensioni complessive, i cervelli di maiale sono, anche, più paragonabili agli esseri umani, essendo 10-15 volte più piccoli del cervello umano, mentre i cervelli di topo sono 3.000 volte più piccoli18. Comprendendo meglio il sistema glinfatico nei grandi mammiferi, potrebbe essere possibile utilizzare il sistema glinfatico umano per futuri interventi terapeutici in condizioni come ictus, lesioni cerebrali traumatiche e neurodegenerazione. Il CMc diretto nei suini in vivo è un metodo che consente la microscopia ottica ad alta risoluzione del sistema glinfatico in un mammifero superiore. Inoltre, a causa delle dimensioni dei suini utilizzati, è possibile applicare sistemi di monitoraggio simili a quelli utilizzati negli interventi chirurgici umani rendendo possibile documentare e regolare strettamente le funzioni vitali al fine di valutare come queste contribuiscano alla funzione glinfatica.

Protocol

Tutte le procedure sono state eseguite in conformità con la direttiva europea 2010/63/UE e sono state approvate dal comitato etico per la ricerca animale di Malmö-Lund (Dnr 5.8.18-05527/2019) e condotte secondo le linee guida CODEX del Consiglio svedese della ricerca. 1. Preparazione Tracciante Preparare il liquido cerebrospinale artificiale (126 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 mM NaH2PO4, 2 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 10 mM glucosio, 26 mM N…

Representative Results

Una volta che il maiale è incosciente, viene palpato e la sua anatomia superficiale è segnata, a partire dalla cresta occipitale (OC) e lavorando verso le vertebre toraciche (TV) e ogni base auricolare (EB). È lungo queste linee che vengono fatte le incisioni dermiche (Figura 1A). I tre strati muscolari trapezio, semispinalis capitus biventer e semispinalis capitus complexus sono resecati e tenuti aperti da due serie di riavvolgitori auto-trattenibili per esporre la cisterna magna (CM) (<…

Discussion

Qui, è descritto, un protocollo dettagliato per eseguire la cannulazione diretta della cisterna magna nei suini, compresa la preparazione necessaria, la procedura chirurgica, l’infusione del tracciante e l’estrazione del cervello. Ciò richiede qualcuno con esperienza e certificazione per lavorare con animali di grandi dimensioni. Se eseguito correttamente, ciò consente la consegna delle molecole desiderate con certezza direttamente nel liquido cerebrospinale, dopo di che una serie di diverse modalità avanzate di imag…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dalla Knut and Alice Wallenberg Foundations, Hjärnfonden, Wenner Gren Foundations e dalla Crafoord Foundations.

Materials

0.01% azide in PBS Sigmaaldrich S2002
18G needle Mediq
1ml Syringe FischerSci 15849152
20G cannula Mediq NA
22G cannula Mediq NA
4% paraformaldehyde Sigmaaldrich P6148
Anatomical forceps NA NA
Bovine serum albumin Alexa-Fluor 647 Conjugate ThermoFischer A34785 2 vials (10mg)
CaCl2 Sigmaaldrich C1016
Chisel ClasOhlson 40-8870
Dental cement Agnthos 7508
compact saw ClasOhlson 40-9517
Glucose Sigmaaldrich G8270
Hammer ClasOhlson 40-7694
Insta-Set CA Accelerator BSI-Inc BSI-151
IV line TAP, 3-WAYS with 10cm extension Bbraun NA
KCl Sigmaaldrich P9333
Marker pen NA NA
MgCl2 Sigmaaldrich M8266
MilliQ water NA NA
NaCL Sigmaaldrich S7653
NaH2PO4 Sigmaaldrich S8282
NaHCO3 Sigmaaldrich S5761
No. 20 scalpel blade Agnthos BB520
No. 21 Scalpel blade Agnthos BB521
No. 4 Scalpel handle Agnthos 10004-13
Saline Mediq NA
Salmon knife Fiskers NA
Self-retaining retractors NA NA
Superglue NA NA
Surgical curved scissors NA NA
Surgical forceps NA NA
Surgical towel clamps NA NA

Riferimenti

  1. Redzic, Z. B., Segal, M. B. The structure of the choroid plexus and the physiology of the choroid plexus epithelium. Advanced Drug Delivery Reviews. 56 (12), 1695-1716 (2004).
  2. Sakka, L., Coll, G., Chazal, J. Anatomy and physiology of cerebrospinal fluid. European Annals of Otorhinolaryngology, Head and Neck Diseases. 128 (6), 309-316 (2011).
  3. Nedergaard, M. Garbage truck of the brain. Science. 340 (6140), 1529-1530 (2013).
  4. Iliff, J. J., et al. A Paravascular pathway facilitates csf flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid B. Science Translational Medicine. 4 (147), (2012).
  5. Xie, L., et al. Sleep drives metabolite clearance from the Adult Brain. Science. 342 (6156), 373-378 (2013).
  6. Mestre, H., et al. Aquaporin-4-dependent glymphatic solute transport in the rodent brain. eLife. 7, 40070 (2018).
  7. Ringstad, G., et al. Brain-wide glymphatic enhancement and clearance in humans assessed with MRI. JCI Insight. 3 (13), 121537 (2018).
  8. Lundgaard, I., Wang, W., Eberhardt, A., Vinitsky, H. S., Cameron, B. Beneficial effects of low alcohol exposure, but adverse effects of high alcohol intake on glymphatic function. Scientific Reports. , 1-16 (2018).
  9. Munk, A. S., et al. PDGF-B is required for development of the glymphatic system. Cell Reports. 26 (11), 2955-2969 (2019).
  10. Plog, B. A., et al. Transcranial optical imaging reveals a pathway for optimizing the delivery of immunotherapeutics to the brain. JCI Insight. 3 (20), 1-15 (2018).
  11. Bechet, N. B., et al. Light sheet fluorescence micrscopy of optically cleared brains for studying the glymphatic system. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (10), 1975-1986 (2020).
  12. Xavier, A. L. R., et al. Cannula implantation into the cisterna magna of rodents. Journal of Visualized Experiments. (135), e57378 (2018).
  13. Ramos, M., et al. Cisterna magna injection in rats to study glymphatic function. Methods in Molecular Biology. 1938, (2019).
  14. Sweeney, A. M., et al. in vivo imaging of cerebrospinal fluid transport through the intact mouse skull using fluorescence macroscopy. Journal of visualized experiments. (149), e59774 (2019).
  15. Eide, P. K., Ringstad, G. MRI with intrathecal MRI gadolinium contrast medium administration: A possible method to assess glymphatic function in human brain. Acta Radiologica Open. 4 (11), 205846011560963 (2015).
  16. Ringstad, G., Vatnehol, S. A. S., Eide, P. K. Glymphatic MRI in idiopathic normal pressure hydrocephalus. Brain. 140 (10), 2691-2705 (2017).
  17. Kornum, B. R., Knudsen, G. M. Cognitive testing of pigs (Sus scrofa) in translational biobehavioral research. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 35 (3), 437-451 (2011).
  18. Bèchet, N. B., Shanbhag, N. C., Lundgaard, I. Glymphatic function in the gyrencephalic brain. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. , (2021).
  19. Raghunandan, A., et al. Bulk flow of cerebrospinal fluid observed in periarterial spaces is not an artifact of injection. bioRxiv. , (2020).
  20. D’Angelo, A., et al. Spinal fluid collection technique from the atlanto-occipital space in pigs. Acta Veterinaria Brno. 78 (2), 303-305 (2009).
  21. Ma, Q., et al. Rapid lymphatic efflux limits cerebrospinal fluid flow to the brain. Acta Neuropathologica. 137 (1), 151-165 (2019).
  22. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high EEG delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Science Advances. 5 (2), 5447 (2019).
  23. Mestre, H., et al. Flow of cerebrospinal fluid is driven by arterial pulsations and is reduced in hypertension. Nature Communications. 9 (1), 4878 (2018).
  24. Pleticha, J., et al. Pig lumbar spine anatomy and imaging-guided lateral lumbar puncture: A new large animal model for intrathecal drug delivery. Journal of Neuroscience Methods. 216 (1), 10-15 (2013).

Play Video

Citazione di questo articolo
Bèchet, N. B., Shanbhag, N. C., Lundgaard, I. Direct Cannula Implantation in the Cisterna Magna of Pigs. J. Vis. Exp. (172), e62641, doi:10.3791/62641 (2021).

View Video