La valutazione del recupero motorio rimane la misura di risultato di riferimento negli studi sperimentali sui nervi periferici. La misurazione della forza tetanica isometrica del muscolo tibiale anteriore nel ratto è uno strumento inestimabile per valutare gli esiti funzionali dopo la ricostruzione dei difetti nervosi sciatici. I metodi e le sfumature sono dettagliati in questo articolo.
Le lesioni nervose traumatiche si traducono in una sostanziale perdita funzionale e difetti nervosi segmentali spesso richiedono l’uso di innesti nervosi di interposizione autologa. A causa della loro limitata disponibilità e della morbilità laterale associata del donatore, molti studi nel campo della rigenerazione nervosa si concentrano su tecniche alternative per colmare un gap nervoso segmentale. Al fine di indagare i risultati delle opzioni di trattamento sperimentale chirurgico o farmacologico, il modello di nervo sciatico del ratto è spesso usato come saggio biologico. Esistono una varietà di misurazioni dei risultati utilizzate nei modelli di ratto per determinare l’estensione della rigenerazione nervosa. La forza massima di uscita del muscolo bersaglio rimane il risultato più rilevante per la traduzione clinica di terapie sperimentali. La misurazione isometrica della forza della contrazione muscolare tetanica è stata precedentemente descritta come una tecnica riproducibile e valida per valutare il recupero motorio dopo la lesione nervosa o la riparazione sia nei modelli di ratto che di coniglio. In questo video, forniremo un’istruzione passo-passo di questa procedura inestimabile per la valutazione del recupero funzionale del muscolo anteriore tibiale in un modello di difetto del nervo sciatico del ratto utilizzando parametri ottimizzati. Descriveremo i necessari preparati pre-chirurgici oltre all’approccio chirurgico e alla dissezione del comune nervo peroneale e del tendine muscolare anteriore tibialis. La tecnica di misurazione della forza tetanica isometrica sarà dettagliata. Viene spiegato determinare la lunghezza muscolare ottimale e la frequenza dell’impulso di stimolo e misurare la massima contrazione muscolare tetanica.
La perdita della funzione motoria a seguito di lesioni traumatiche del nervo periferico ha un impatto significativo sulla qualità della vita e sullo statosocioeconomico dei pazienti 1,2,3. La prognosi di questa popolazione di pazienti rimane scarsa a causa di miglioramenti minimi nelle tecniche chirurgiche nel corso degli anni4. La riparazione epineurale diretta end-to-end senza tensione forma la ricostruzione chirurgica gold standard. Tuttavia, nei casi con intervalli nervosi estesi l’interposizione di un innesto nervoso autologo si è dimostratasuperiore a 5,6. La morbilità del sito donatore associato e la limitata disponibilità di innesti nervosi autologi hanno imposto la necessità di tecniche alternative7,8.
Modelli animali sperimentali sono stati utilizzati per chiarire il meccanismo di rigenerazione dei nervi periferici e per valutare i risultati di una varietà di opzioni di trattamento ricostruttivo efarmacologico 8,9. Il modello di nervo sciatico del ratto è il modello animale10 più frequentemente utilizzato. Le loro piccole dimensioni li rendono facili da maneggiare e ospitare. A causa del loro potenziale neuroregenerativo superlativo, il tempo ridotto tra l’intervento e la valutazione dei risultati può comportare costirelativamente inferiori 11,12. Altri vantaggi del suo uso includono somiglianze morfologiche con le fibre nervose umane e l’alto numero di studi comparativi / storici13. Sebbene questi ultimi debbano essere avvicinati con cautela, poiché un’ampia varietà di diverse misure di risultato tra gli studi rende difficile confrontarei risultati 14,15,16,17,18.
Le misure di risultato per valutare la rigenerazione nervosa vanno dall’elettrofisiologia all’istomorfometria, ma questi metodi implicano una correlazione ma non misurano necessariamente direttamente ilritorno della funzione motoria 14,15. Le fibre nervose rigeneranti potrebbero non creare connessioni appropriate che possono causare una sopravvalutazione del numero di connessioni funzionali14,15,19,20. La misurazione migliore e clinicamente più rilevante per dimostrare la corretta reinnervazione degli organi finali rimane la valutazione della funzionemuscolare 21,22,23. La creazione di strumenti di valutazione delle funzioni motorie per i modelli animali è, tuttavia, impegnativa. ha descritto per la prima volta l’analisi della pista da passeggio, che da allora è stato il metodo più frequentemente utilizzato per valutare il recupero funzionale negli studi sperimentali sui nervi periferici21,24,25, 26,27,28. L’analisi della pista da passeggio quantifica l’indice funzionale sciatico (SFI) sulla base delle misurazioni delle impronte delle zampe dei ratti checamminano 21,29. Le principali limitazioni dell’analisi dei sentieri, come le contratture, l’automutilazione, lo sbavatura della stampa e la scarsa correlazione con altre misure di reinnervazione, hanno reso necessario l’uso di altri parametri per la quantificazione delrecupero funzionale 30,31.
In precedenti studi su ratti Lewis32 e conigli neozelandesi33, abbiamo convalidato la misurazione della forza tetanica isometrica (ITF) per il muscolo tibiale anteriore (TA) e dimostrato la sua efficacia nella valutazione del recupero muscolare dopo diversi tipi diriparazione nervosa 34,35,36,37,38,39. Il muscolo TA è adatto a causa delle sue dimensioni relativamente grandi, innervazione da parte del ramo peroneale del nervo sciatico e proprietà biochimiche ben chiarite40,41,42,43. Quando la lunghezza muscolare (forza di precarico) e i parametri elettrici sono ottimizzati, l’ITF fornisce una variabilità side-to-side del 4,4% e del 7,5% rispettivamentenei ratti 32 e nei conigli 33.
Questo articolo fornisce un protocollo dettagliato della misurazione ITF nel modello del nervo sciatico del ratto, inclusa una descrizione approfondita della necessaria pianificazione pre-chirurgica, approccio chirurgico e dissezione del comune nervo peroneale e del tendine muscolare TA distale. Utilizzando valori predeterminati per l’intensità e la durata dello stimolo, verrà definita la lunghezza muscolare ottimale e la frequenza dell’impulso di stimolo. Con questi quattro parametri, l’ITF può essere successivamente misurato in modo coerente e accurato.
Questo protocollo descrive un metodo precedentemente convalidato per acquisire misurazioni ITF massime accurate del muscolo TA nel modello di ratto32. Il recupero della massima forza dopo trattamenti sperimentali di ricostruzione nervosa è di primario interesse nell’ambiente clinico in quanto dimostra che il nervo non solo si è rigenerato, ma ha anche fatto connessioni di lavoro con il muscolo bersaglio. L’ITF può essere utilizzato in un piccolo modello di nerve gap, come il ratto sciatico nerv…
The authors have nothing to disclose.
La ricerca riportata in questa pubblicazione è stata supportata dal National Institute of Neurological Disorders and Stroke del National Institutes of Health con il premio Numero RO1 NS 102360. Il contenuto è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresenta necessariamente le opinioni ufficiali degli Istituti Nazionali di Sanità.
0.9% Sodium Chloride | Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA | G130203 | |
1 mm Kirshner wires | Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ | N/A | |
Adson Tissue Forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-6801226 | |
Bipolar electrode cables | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
Bipolar stimulator device | Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
Cotton-tip Applicators | Cardinal Health, Waukegan, IL, USA | C15055-006 | |
Curved Mosquito forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | MTK-1201112 | |
Force Transducer MDB-2.5 | Transducer Techniques, Temecula, CA | N/A | |
Gauze Sponges 4×4 | Covidien, Mansfield, MA, USA | 2733 | |
Ground cable | Grass Instrument, Quincy, MA | N/A | |
Isoflurane chamber | N/A | N/A | Custom-made |
Ketamine | Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ | 42023-115-10 | |
LabView Software | National Instruments, Austin, TX | ||
Loop | N/A | N/A | Custom-made |
Microsurgical curved forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JFA-5B | |
Microsurgical scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | SAS-15R-8-18 | |
Microsurgical straight forceps | ASSI, Westbury, NY, USA | JF-3 | |
Retractor | ASSI, Westbury, NY, USA | AG-124426 | |
Scalpel Blade No. 15 | Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA | 371115 | |
Slim Body Skin Stapler | Covidien, Mansfield, MA, USA | 8886803512 | |
Subminiature electrode | Harvard Apparatus, Holliston, MA | N/A | |
Surgical Nerve Stimulator | Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA | 9094 | |
Terrell Isoflurane | Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA | H961J19A | |
Testing platform | N/A | N/A | Custom-made |
Tetontomy Scissors | ASSI, Westbury, NY, USA | ASIM-187 | |
Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch | Fisher Scientific, Waltham, MA, USA | S407992 | |
USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device | National Instruments, Austin, TX | 779026-01 | |
Vacuum Base Holder | Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal | N/A | Attached clamp is custom-made |
Weight (10 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820010.4 | |
Weight (20 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820020.4 | |
Weight (50 g) | Denver Instruments, Denver, CO, USA | 820050.4 | |
Xylazine | Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada | 1XYL002 |