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Medicina

Uso de um vaporizador anestésico integrado de baixo fluxo, ventilador e sistema de monitoramento fisiológico para roedores

Published: July 09, 2020
doi:
10.3791/61311
, , , ,
1Pre-Clinical Research and Development,Kent Scientific Corporation, 2Weldon School of Biomedical Engineering,Purdue University, 3Marketing Research and Development,Kent Scientific Corporation

Summary

Aqui, apresentamos um protocolo para administrar com segurança e eficácia gás anestésico em camundongos usando um sistema de anestesia digital de baixo fluxo com módulos integrados de ventilação e monitoramento fisiológico.

Abstract

Vaporizadores digitais de baixo fluxo geralmente utilizam uma bomba de seringa para administrar diretamente anestésicos voláteis em um fluxo de gás transportador. De acordo com as recomendações de bem-estar animal, os animais são aquecidos e monitorados durante os procedimentos que requerem anestesia. Equipamentos comuns de anestesia e monitoramento fisiológico incluem tanques de gás, vaporizadores e estandes anestésicos, controladores e almofadas de aquecimento, ventiladores mecânicos e oxímetros de pulso. Um computador também é necessário para a coleta de dados e para executar software de equipamento. Em espaços menores ou ao realizar o trabalho de campo, pode ser desafiador configurar todo este equipamento em espaço limitado.

O objetivo deste protocolo é demonstrar as melhores práticas para o uso de um vaporizador digital de baixo fluxo usando oxigênio comprimido e ar ambiente, juntamente com um ventilador mecânico integrado, oxímetro de pulso e aquecimento infravermelho distante como uma anestesia all-inclusive e suíte de monitoramento fisiológico ideal para roedores.

Introduction

Pesquisas envolvendo modelos animais muitas vezes exigem equipamentos especializados de coleta de dados. Existem dois tipos comuns de vaporizador anestésico comumente usado para cirurgias de pequenos animais. Os vaporizadores anestésicos tradicionais dependem da vaporização passiva de anestésicos voláteis à base da pressão atmosférica e do fluxo de gás1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Eles são projetados para operar a taxas de fluxo de 0,5 L/min a 10 L/min, tornando-os ideais para grandes modelos animais11.

Recentemente demonstramos os efeitos de um vaporizador digital de baixo fluxo em comparação com um vaporizador tradicional12,13. O sistema de anestesia digital de baixo fluxo pode ser usado para manter um animal em um cone de nariz a taxas de fluxo muito baixas de 1,5-2,2 vezes o volume minuto do animal14,15,16.

Há inúmeros benefícios em usar um sistema de anestesia digital. Ele incorpora uma bomba embutida, que se desenha no ar ambiente para usar como gás transportador. Isso permite que o usuário administre anestesia sem o uso de gás comprimido. Estudos recentes17,18 sugeriram que o uso de ar em vez de oxigênio como gás transportador pode ser benéfico para muitos procedimentos.

Os recursos de monitoramento e aquecimento fisiológico também podem ser instalados no sistema digital de anestesia de baixo fluxo. Na maioria das instituições, o aquecimento animal e o monitoramento fisiológico são exigidos pelos Comitês Institucionais de Cuidado e Uso de Animais19,20,21,22. Estudos comparando os efeitos fisiológicos dos agentes anestésicos têm mostrado uma depressão drástica da temperatura corporal, função cardíaca e função respiratória23,24,25. Colocar o animal em uma almofada de aquecimento para monitorar e manter uma temperatura corporal normal é frequentemente necessário. Existem muitos métodos de aquecimento animal disponíveis, como aquecedores de água morna, almofadas elétricas de aquecimento e lâmpadas de calor, mas cada um deles tem desvantagens significativas. Em estudos comparando diferentes métodos de aquecimento animal, o aquecimento infravermelho distante tem sido o mais benéfico26. O vaporizador digital inclui o aquecimento infravermelho homeomérmico para manter uma temperatura corporal animal específica. Isso elimina as necessidades de quaisquer controladores adicionais de almofada de aquecimento.

Além de monitorar a temperatura corporal, a oximetria de pulso é um método popular de monitoramento da frequência cardíaca do animal e saturação de oxigênio. Este método não invasivo é simples, preciso e fornece uma avaliação geral da capacidade do animal de regular os níveis de oxigenação sanguínea. Um sensor de pata para oximetria de pulso pode ser conectado ao sistema de anestesia, como já demonstramosanteriormente 2.

A ventilação mecânica é frequentemente necessária quando o animal está em períodos mais longos de anestesia, ou sempre que o padrão de respiração do animal precisa ser controlado. O vaporizador digital de baixo fluxo tem a capacidade de fornecer respirações controladas tanto no controle de pressão quanto no volume. Um ventilador integrado elimina a necessidade de um ventilador externo e os requisitos de configuração de tubulação em excesso.

Como todos esses monitores e recursos comuns são combinados em um único equipamento, a configuração do tubo é substancialmente simplificada. O objetivo deste protocolo é demonstrar a configuração e o uso de um sistema de anestesia digital all-in-one.

Protocol

Todos os estudos em animais foram aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais purdue. 1. Instalação do vaporizador de baixo fluxo Entrega de isoflurane ou sevoflurano Selecione uma fonte de gás transportador. Para utilizar a bomba de ar interna, remova a tampa vermelha da porta de entrada na parte de trás do sistema, permitindo que o sistema ingestão de ar da sala. Para usar gás comprimido, use um regulador de pressão ou redutor de pressão definido para 15 PSI e conecte-se à porta de gás comprimido na parte de trás do sistema. Conecte o recipiente de carvão à porta de escape. Conecte o Conector do Acessório às portas Inspiratory e Expiratory na parte frontal do sistema. Conecte a câmara de indução a ramos com clipes azuis e o cone do nariz a ramos com clipes brancos(Figura 1). Para ventilação mecânica Conecte o tubo do conector de intubação aos clipes amarelos codificados(Figura 2). Calibrar o ventilador realizando uma calibração no espaço morto. A partir da tela de ventilação, configuraçãode toque e, em seguida, Calib & Testes. Selecione a calibração do deadspace e pressione o Disce B. Para oximetria de pulso Conecte o sensor à porta na parte de trás do sistema, rotulado MouseSTAT. Para o aquecimento Conecte a almofada de aquecimento à porta ‘Pad Power’ na parte frontal do sistema. Conecte um sensor à porta “Body Sensor” e o outro à porta ‘Pad Sensor’. Fixar o sensor pad na almofada de aquecimento. 2. Configure as configurações Para anestesia Poder no sistema de anestesia. Da tela de execução anest, touch set Up. Escolha o agente anestésico. Toque no Tipo Aneste, em seguida, gire o Dial B para selecionar Isoflurane ou Sevoflurane. Ajuste o tamanho da seringa. Toque no tamanho da seringae, em seguida, gire o Mostrador B para selecionar um tamanho. Toque de volta para retornar à tela de corrida mais anest. Usando o adaptador de tampa da garrafa, encha a seringa com anestésico. Conecte a seringa ao sistema de anestesia. Toque em Remover para mover o bloco de empurrador para trás, se necessário. Prime a seringa. Toque e segure Prime para mover o bloco de empurrador para a frente até que o bloco de empurrador toque na parte superior do êmbolo da seringa. Girar B enquanto segura o botão Prime regula a velocidade do bloqueio do empurrador. Para ventilação mecânica Toque na guia Tela de execução de ventilação e, em seguida, configure. Toque o Peso Corporal e digite o peso do animal. Toque em Prioridade para escolher ventilação controlada por volume ou pressão. A configuração de peso corporal define automaticamente a taxa respiratória adequada e os volumes das marés. Para oximetria de pulso Toque na guia Oxi Run Screen e, em seguida, configure. Toque no RH e gire o Dial B para definir a leitura mínima permitida da frequência cardíaca. Predefinições estão disponíveis. Para o aquecimento Da tela de corrida quente, configuraçãode toque . Escolha um método de aquecimento e ajuste de temperatura de destino. 3. Inicie a entrega de anestesia Anestesiar o rato A partir da tela Anest Run,toque em Iniciar a Indução para iniciar o fluxo de ar. A taxa de fluxo de indução padrão é de 500 mL/min. O mostrador de giro A ajusta a taxa de fluxo conforme necessário. Coloque o mouse na câmara de indução, fechando a tampa firmemente. Ajuste o mostrador de concentração do agente anestésico para 3% para isoflurane. Monitore até que o rato alcance o plano anestésico desejado, determinado por uma diminuição na taxa de respiração e uma perda de reflexo de retração quando a câmara é derrubada. Ajuste o mostrador de concentração do agente anestésico conforme necessário. Uma vez que o animal tenha perdido o reflexo de redoeamento e seja suficientemente anestesiado, toque em Stop Induction. Se desejar, toque na Câmara flush para esvaziar a câmara de gás anestésico residual. Abra os grampos que levam ao cone do nariz e feche os grampos que levam à câmara. Toque no cone do nariz. A configuração de peso corporal determina a taxa de fluxo do cone do nariz, embora possa ser ajustada manualmente girando o Mostrador A. Encaixe imediatamente o cone do nariz e centralizar o animal na almofada de aquecimento infravermelho. Insira o sensor animal como uma sonda retal. 4. Iniciar a ventilação mecânica Entubar o animal. Transfira o animal para a fase de intubação mantendo o animal anestesiado. Suspenda o animal de seus incisivos superiores usando um fio fixado no estágio de intubação vertical(Figura 3). Desloque suavemente a língua do animal para o lado e visualize a traqueia usando as luzes fornecidas no kit de entubação. Insira cuidadosamente o tubo traqueal e verifique a colocação correta conectando a bexiga de ar pequena ao tubo e verificando se os pulmões inflam. Conecte o tubo endotraqueal à tubulação de ventilação. Toque no Cone do Nariz do Toquee, em seguida, toque no Ventilador de Partida.NOTA: A configuração de peso corporal determina automaticamente a taxa de respiração adequada e os volumes das marés. Para realizar a ventilação controlada por pressão, ajuste a pressão inspiratória alvo entre 15-18 cm H2O. Faça ajustes nas configurações do ventilador conforme necessário nos protocolos cirúrgicos. 5. Inicie o monitoramento fisiológico Coloque o sensor sobre a pata traseira do animal(Figura 4). O Oximetro de Pulso começará a ler HR e SpO2 automaticamente. Toque na guia de tela Oxi Run para visualizar dados de oximetria de pulso.

Representative Results

Dez semanas de idade, machos, camundongos tipo selvagem C57Bl6j pesando 25,41 ± 0,8 g foram utilizados para este estudo. Os camundongos foram anestesiados e mantidos em um cone de nariz ou entubados e mantidos em um ventilador mecânico integrado com isoflurane de 1,5-2,5% enquanto a frequência cardíaca e a saturação de oxigênio foram monitoradas. Os animais foram agrupados em microsolação e forneceram livre acesso à comida de roedores padrão e água por garrafa. A frequência cardíaca e a SpO2 foram monitoradas durante a manutenção via oximetria de pulso(Figura 5, Figura 6e Figura 7, A temperatura corporal foi mantida em 36,5-37,5 °C através de uma almofada de aquecimento infravermelha e lâmpada de calor. Os animais ventilados receberam entrega contínua de isoflurane durante o procedimento de intubação via suporte de intubação com cone integrado do nariz. Cada rato foi ventilado ou mantido com sucesso em um cone de nariz a baixas taxas de fluxo não superiores a 141 mL/min de ar de quarto (RA) ou oxigênio (O2) por 15 minutos. As frequências cardíacas dos animais e a saturação de oxigênio no sangue permaneceram estáveis, com poucas mudanças significativas em qualquer medição para todos os grupos. O SpO2 permaneceu entre 82-99% para todos os grupos, enquanto a temperatura corporal foi mantida entre 36,5-37,5 °C. Observamos que tanto a posição do pulso-oxímetro quanto a temperatura corporal influenciaram as medidas de SpO2. Se observamos uma leitura inválida do oxímetro de pulso, ajustamos a colocação do sensor e do nível de aquecimento para manter a temperatura do corpo do núcleo estável. Foi realizada uma ANOVA bidirecional com correção de Bonferroni para determinar a significância dos dados na Figura 5, Figura 6 e Figura 7. Um valor pinferior a 0,05 foi considerado significativo. Figura 1: Diagrama de configuração de tubulação para indução anestésico e manutenção do cone do nariz. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 2: Diagrama de configuração de tubo para indução anestésico, intubação e ventilação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 3: Os camundongos receberam entrega contínua de isoflurane durante o procedimento de intubação através de um suporte de intubação com um cone integrado do nariz. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 4: Colocação integrada do sensor de oxímetro de pulso sobre a pata traseira. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 5: A frequência cardíaca média ao longo de 15 minutos ± SD com ar de quarto (RA) ou 100% oxigênio (O2) fornecido através do cone do nariz ou ventilado através do tubo traqueal (n=5/grupo). Não foi observada diferença significativa entre os grupos. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 6: Valores da frequência cardíaca (bpm) registrados após indução anestésico inicial com o sistema de anestesia de baixo fluxo. Valores médios da frequência cardíaca calculados a partir de intervalos de tempo de 30 segundos durante um período de 15 minutos. Cada ponto de dados representa ± média de todos os animais de cada grupo (n=5). Não foram observadas alterações significativas na frequência cardíaca durante o período de 15 minutos em qualquer grupo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 7: Os níveis de saturação de oxigênio tecidual (%) após indução anestésico inicial com o sistema de anestesia de baixo fluxo. Valores médios de SpO2 calculados a partir de intervalos de tempo de 30 segundos durante um período de 15 minutos. Cada ponto de dados representa ± média de todos os animais de cada grupo (n=5). Não foram observadas alterações significativas na SpO2 durante o período de 15 minutos em qualquer grupo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

Este sistema digital de anestesia de baixo fluxo integra sistemas de anestesia, ventilação, aquecimento e monitoramento fisiológico em um único equipamento. Além disso, o sistema contém uma bomba interna, permitindo que ela desenhe ar ambiente para uso como gás transportador, eliminando a necessidade de uma fonte de gás comprimido.

Neste procedimento, o sistema é usado como um único equipamento para substituir um vaporizador anestésico, ventilador mecânico, oxímetro de pulso e almofada de aquecimento. Anteriormente, demonstramos a entrega anestésico a uma vazão de 100mL/min2. As configurações da taxa de fluxo são fundamentais para esta técnica de entrega anestésico, pois a taxa de fluxo controla diretamente o volume de anestésico líquido utilizado. Também demonstramos anteriormente como o uso de baixas taxas de fluxo economiza líquido anestésico1,2. Quando um vaporizador tradicional é conectado a um ventilador mecânico, o vaporizador deve funcionar continuamente enquanto o respirador inleta amostras do fluxo de gás. No caso do vaporizador digital com ventilador integrado, apenas o gás necessário para ventilação é a saída pelo ventilador. Isso reduz os custos associados ao líquido anestésico, gases portadores e filtros de carvão.

Embora existam muitas vantagens em usar um vaporizador digital de baixo fluxo, há limitações também. Este sistema foi projetado para operar a baixas taxas de fluxo ideais para roedores e outros pequenos mamíferos, mas não fornece anestesia acima das taxas de fluxo de 1000 mL/min. Este sistema em particular é, portanto, adequado apenas para pequenas espécies animais. O oxímetro de pulso integrado inclui um sensor apenas para uso de patas. O sensor não é recomendado para uso na cauda, o que pode ser uma limitação para certos procedimentos cirúrgicos. Além disso, enquanto a taxa de respiração pode ser monitorada através deste sistema através do sensor de patas, pode ser difícil obter gravações respiratórias consistentes durante um longo período de tempo. Finalmente, ao contrário de um vaporizador tradicional, este sistema digital requer eletricidade. As baterias estão disponíveis para uso em casos em que a energia elétrica não está disponível ou em caso de queda de energia, podendo alimentar o sistema através de várias horas de uso.

Esta configuração e protocolo demonstram o uso seguro e eficaz de um sistema de anestesia digital de baixo fluxo com módulos integrados de ventilação e monitoramento fisiológico. Esta configuração será útil para quaisquer laboratórios com espaços limitados de banco, ou onde não é viável abrigar vários equipamentos e tubos perto de um campo cirúrgico. Há inúmeros benefícios para um sistema all-in-one, incluindo a eliminação de tanques de gás comprimido e equipamentos de monitoramento fisiológico separados. No geral, esse sistema integrado poderia ser considerado por grupos onde o uso de um vaporizador tradicional não é o ideal.

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores não têm reconhecimentos.

Materials

Intubation Kit Kent Scientific Corporation ETM-MSE Includes intubation stage, intubation tube, LED light
Isoflurane Liquid Inhalation 99.9% Henry Schein, Inc. 1182097 Glass bottle 250mL
MouseSTAT Pulse Oximeter Kent Scientific Corporation SS-03 Integrated into SomnoSuite
Oxygen Tank Indiana Oxygen Company 23-160246 Medical Grade O2 99%
RoVent Automatic Ventilator Kent Scientific Corporation SS-04 Integrated into SomnoSuite
SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System Kent Scientific Corporation SS-01 Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors
SomnoSuite Mouse Starter Kit Kent Scientific Corporation SOMNO-MSEKIT Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister
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Riferimenti

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Citazione di questo articolo
Bigiarelli, K., Schepers, L. E., Soepriatna, A. H., FitzMiller, D., Goergen, C. J. Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents. J. Vis. Exp. (161), e61311, doi:10.3791/61311 (2020).
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