Presentamos un protocolo para la extracción de pericitas cerebrales murinas. Basado en una extracción de pericita orientada al enriquecimiento libre de antibióticos, este protocolo es una herramienta valiosa para estudios in vitro que proporcionan alta pureza y alto rendimiento, disminuyendo así el número de animales experimentales utilizados.
En los últimos años, los pericitas cerebrales se han convertido en el foco de una extensa investigación en biología vascular y patología. La importancia de los pericitos en la formación y fisiología de la barrera hematoencefálica se demuestra ahora, pero su base molecular sigue siendo en gran medida desconocida. Como el papel fisiopatológico de los pericita doscerebrales cerebrales en los trastornos neurológicos es intrigante y de gran importancia, los modelos in vitro no sólo son lo suficientemente apropiados, sino también capaces de incorporar diferentes técnicas para estos estudios. Se han propuesto varios métodos como modelos in vitro para la extracción de pericitos cerebrales, aunque es deseable un protocolo libre de antibióticos con alta producción. Lo más importante es que un método que ha aumentado la producción por extracción reduce el uso de más animales.
Aquí, proponemos un método simple y eficiente para extraer pericitas cerebrales con una producción suficientemente alta. El homogeneizado del tejido cerebral del ratón se mezcla con una solución de BSA-dextran para la separación de los restos de tejido y el pellet microvascular. Proponemos una separación de tres pasos seguida de filtración para obtener un filtrado rico en microvas. Con este método, la cantidad de fragmentos microvasculares obtenidos a partir de 10 ratones es suficiente para la semilla de 9 pocillos (9,6 cm2 cada uno) de una placa de 6 pocillos. Lo más interesante con este protocolo, el usuario puede obtener 27 pozos ricos de pericyte (9,6 cm2 cada uno) en el pasaje 2. La pureza de los cultivos de pericita se confirma con la expresión de marcadores de pericita clásicos: NG2, PDGFR-o y CD146. Este método demuestra una herramienta in vitro eficiente y factible para estudios fisiológicos y fisiopatológicos sobre pericitos.
Los pericitas cerebrales son un componente esencial de la unidad neurovascular (NVU), que comprende una unidad funcional con las células endoteliales cerebrales de la barrera hematoencefálica (BBB), células gliales, matriz extracelular y neuronas. Los pericitas son una parte vital en el funcionamiento regulado del sistema nervioso central (SNC) ya que sirven como una de las interfaces para el intercambio de información molecular y celular.
Los pericitas cerebrales están incrustados en el lado abluminal de los microvasos cerebrales, y son esenciales para establecer1 y mantener2 la fisiología BBB. Varios trabajos recientes también han destacado el papel de los pericitas cerebrales en la angiogénesis3 y la maduración del vaso4,la morfogénesis endotelial5 y la supervivencia6,y en el control del metabolismo del colesterol cerebral7. Es importante destacar que la desregulación en cualquiera de estos procesos son señas de identidad etiológicas de las enfermedades neurodegenerativas.
De hecho, los pericitas son una necesidad funcional para el funcionamiento normal de BBB y su protección contra la progresión de varias enfermedades neurológicas. La fisiología degenerativa y la pérdida de pericitas son denominadores comunes en la progresión de la enfermedad de Alzheimer8,pérdida neuronal durante la disfunción de la materia blanca9, esclerosis múltiple10,encefalopatía séptica11,accidente isquémico de fase aguda12 y en otros trastornos neurológicos. Los pericíticos también son instrumentales en la metástasis tumoral13. Curiosamente, pericitas también se ha demostrado que exhiben un papel de rescate después de trauma neurológico y trastornos: en la remielinización en el cerebro1, accidente cerebrovascular isquémico, lesión de la médula espinal14 y promover la angiogénesis15. La susceptibilidad de los perititos para reforzar la manifestación fisiopatológica de traumas y trastornos neurológicos los convierte en una posible diana terapéutica16.
Los modelos de investigación in vitro de pericytes en el BBB son herramientas importantes para llevar a cabo estudios exhaustivos. Estos modelos proporcionan una plataforma para estudios más elaborados mediante la representación de los modelos de trabajo de la BBB y más. Por ejemplo, estos modelos se pueden utilizar para entender la fisiología celular dentro de los pericitas y entre otros tipos celulares de la NVU. Además, los modelos in vitro son herramientas de investigación de primera mano para probar la influencia farmacológica de nuevos fármacos y moléculas en los pericitas. Estos modelos también se pueden utilizar para entender el papel fisiopatológico de los pericitos en relación con los trastornos neurológicos. Sin embargo, el desarrollo de modelos in vitro requiere una mayor producción para permitir la libertad experimental. Estos modelos deben ser fáciles y rápidos, y reducir el número de animales experimentales utilizados. Además, la capacidad de desarrollar estos modelos en modelos de cultivo de células dobles y triples es deseable.
Hay muchos protocolos que se han desarrollado. Los protocolos propuestos por Tigges et al.17, Chen et al.18, Thomsen et al.19, Yamazaki et al.20, y Crouch y Doetsch21 son enfoques encomiables que satisfacen la mayoría de las necesidades. Todos estos métodos producen resultados efectivos, pero la dependencia de un gran número de animales experimentales sigue siendo un denominador común para estos protocolos. Por lo tanto, se hace obligatorio desarrollar un método de alta salida que pueda aislar y purificar los periitas con la máxima eficiencia posible. En este protocolo, la pureza de las células obtenidas después de un segundo pasaje se verifica con varios marcadores de pericytis. Comprobamos si hay un receptor del factor de crecimiento derivado de plaquetas (PDGFR-, que se utiliza como un marcador clásico de pericitas17,y ng2 (antígeno de la neurona-glial 2), que es un marcador de morfogénesis vascular mediada por pericita22 y vascularización23. También comprobamos el cúmulo de diferenciación 146 (CD 146), que ha sido reportado como una de las moléculas expresadas en los pericytes17,18.
Aquí, presentamos un protocolo para la extracción de pericidas primarios de ratones (tipo salvaje o transgénicos) que satisfará todos los requisitos antes mencionados con alta producción. Empleamos un método gratuito de proliferación basado en la selección de antibióticos e inmunoparantes para los pericitos cerebrales primarios, que será un modelo eficiente para la realización de estudios in vitro.
Los pericitas cerebrales son una parte integral de la NVU y desempeñan un papel activo en la inducción y el mantenimiento del BBB24. Del mismo modo, el papel de estas células en los diferentes trastornos neurodegenerativos y patologías vasculares es intrigante. Por lo tanto, un modelo eficiente de células de pericito primario de alta producción proporcionará una plataforma eficiente para estudios in vitro.
Hay varios protocolos que se han propuesto para el aislamiento de los pericytes primarios(Figura 4). 17 sugirieron un método que incluye tejido cortical con meninges. Este enfoque es la tiernación de tejido de 6 ratones (una digestión de 37 oC, 70 minutos con enzimas papaína/DNase) seguida de un paso de desintegración a través de agujas de 21 G y 18 G. Este protocolo sugiere una separación de un solo paso (centrifugación en 22% de solución BSA/PBS) que produce al menos 2 pozos recubiertos de colágeno I de una placa de 6 pocillos. Las células se mantienen en medio de crecimiento de células endoteliales (ECGM) hasta el paso 3 y más tarde en el medio de crecimiento pericita (PGM) para las células de paso para promover la proliferación de pericitas. 18 propusieron la disociación del tejido mediante la dicing el tejido con una cuchilla de afeitar esterilizada y la digestión del tejido con colagenas/DNase durante 90 min a 37 oC. Después de la separación de un paso (centrifugación en 22% BSA) de las células, la capa de mielina se elimina y el pellet se lava dos veces en ECGM. Los microvasos están chapados en 3 pocillos de un colágeno que recubrió placas de 6 pocillos. Después de alcanzar la confluencia, las células se pasajean dos veces y más tarde se mantienen en PGM. Al final, si las células se pasan en proporción de 3, podemos obtener 27 pozos de placas de 6 pocillos sólo en el uso de 10 ratones al principio del protocolo.
En Thomsen et al., los autores sugieren el aislamiento de los pericitas cerebrales a través de una digestión enzimática de dos pasos19. Se eliminan las meninges y la materia blanca, y las muestras cerebrales se cortan en trozos pequeños. Las piezas de tejido sufren la primera reacción enzimática en colagenasa/DNase I durante 75 min a 37 oC, siguiendo un paso de separación en 20% de BSA. El pellet se recoge y se digiere en colagenasa/dispensa/DNase I durante 50 min a 37 oC. Este paso es seguido por la separación de microvasos en un degradado percoll del 33% y lavado aún más una vez. Los microvasculares se sembran en platos recubiertos de colágeno IV/fibronectina de 35 mm. La proliferación de pericitas es favorecida por un 10% de FCS y sulfato de gentamicina en DMEM durante 10 días. En otro enfoque de digestión enzimática de dos pasos, Yamazaki y otros sugieren la picadura del tejido extirpado en DMEM20en frío. En la primera reacción enzimática, las muestras se tratan con colagenasa/DNase I durante 75 min a 37 oC. Después de una centrifugación de un paso, el pellet se lava de nuevo una vez y se inicia una segunda reacción enzimática en colágeno/dispensa durante 60 min a 37 oC. Después de una separación de un solo paso, el pellet se resuspende y centrifuga en una solución de 22% De BSA. Finalmente, el pellet microvascular se resuspende y se platea en una placa de 6 pocillos. Para 5 cerebros de ratón, 1 pozo de una placa de 6 pocillos se puede chapar. Para obtener los pericitas, los cultivos endoteliales se repercuten tres veces mientras se mantienen en la célula endotelial del cerebro del ratón (mBEC) medio II. Crouch y Doetsch20 sugieren el método de purificación de pericitas por FACS. Las muestras de tejido de la corteza y la zona ventricular-subventricular del cerebro del ratón se microdiseccionan y pican a fondo con un bisturí. Después de la incubación de la enzima colagenasa/dispensación durante 30 min a 37 oC, el tejido digerido se separa de la mielina y los desechos centrifugados en una solución de Percoll del 22% v/v. La suspensión celular se incuba en anticuerpos fluorescentes para el análisis y clasificación de FACS. Las células clasificadas están chapadas en pozos recubiertos de colágeno de 24 placas de pozos. Se sugiere que una corteza produce suficientes células para un revestimiento en 1 pozo de placa de 24 pocillos.
Incluso si son productivos, estos métodos vienen con varias limitaciones, desde el uso de un gran número de animales para el aislamiento de un solo lote hasta una cantidad muy limitada de producción.
Durante el desarrollo de este protocolo propuesto, logramos obtener alta producción: 9 pozos de una placa de 6 pocillos de tan solo 10 ratones. Con este fin, la eliminación de meninges asegura la extracción de un paso de vasos grandes del tejido. La trituradora de tejido Dounce es más apropiada para tejidos blandos como el cerebro. También asegura la reducción de la muestra con el pestillo suelto, homogeneización con el pestillo apretado, y evita daños celulares innecesarios. Uno de los principales objetivos en los protocolos de cultivo celular primario es el mínimo desperdicio de tejido y la recuperación prolongada de la vasculatura cerebral. En el protocolo presentado, esto se logra mediante la centrifugación repetitiva del homogeneizado de tejido infundido dextran-BSA. Un enfoque de centrifugación de tres pasos ayuda a recuperar grandes cantidades de vasculatura del tejido homogeneato. Esto proporciona una recuperación 3 veces mejor de los microvasos. Después de la separación, la filtración es el siguiente paso esencial, que favorece la exclusión de los vasos grandes asociados a células musculares lisas. Como se mencionó antes se ha propuesto una combinación de diferentes enzimas para la digestión enzimática. Mientras que DNase y la colagenasa/dispensa se utilizan para reducir los grupos de células y aislar células individuales respectivamente, es muy importante prevenir la muerte celular en un entorno tan invasivo y esto es evitado por TLCK, lo que aumenta el rendimiento final. Inicialmente, el primer pasaje se permite cultivar una monocapa endotelial, que más tarde apoya el crecimiento de pericitas adjuntas en el unilayer. Dado que la supervivencia de las células endoteliales primarias se reduce al pasar, aumenta la probabilidad de recuperación de pericita. Además, este protocolo emplea otro passaging que garantiza la evitación de la contaminación de las células endoteliales. Cabe señalar que con un mayor número de células de P2, la dependencia en el paso adicional de las células se reduce. Además, reduce la posibilidad de crecimiento de pericito siendo superado por las células musculares lisas, que proliferan a una tasa mucho más alta.
Con el fin de lograr una salida más alta, hay varios pasos que son críticos y deben realizarse con precisión con respecto a la temperatura y el tiempo. La mezcla de tejido homogeneado en BSA-dextran debe ser rápida. La disociación del pellet después de las etapas de centrifugación debe ser rápida para prevenir la muerte celular. Además, 33 min de digestión enzimática deben hacerse con precisión y cuidado. Una de las limitaciones para este protocolo es la duración de 7-8 días que se permite que el unilayer endotelial crezca y facilite aún más el crecimiento de los pericitos. Evidentemente, el aislamiento de los microvasculares es más suave, el crecimiento de unilayer es más rápido, y por lo tanto hay un mayor número de pericitos. Se recomienda no utilizar menos de 10 ratones en cada extracción para garantizar un número adecuado de fracciones microvasculares para apoyar aún más el crecimiento de los pericitas. Si los puntos antes mencionados se siguen cuidadosamente, la densidad celular deseada para el cultivo de pericita cerebral se puede lograr fácilmente.
Los modelos in vitro proporcionan una plataforma factible para el desarrollo de modelos derivados para obtener más información sobre la relevancia fisiopatológica y la comunicación entre las otras células de la NVU durante los trastornos neurológicos. Los pericitos aislados se pueden incorporar en un cultivo bicelular (con células endoteliales o gliales) y en modelos de cultivo tricelular (células endoteliales y gliales). El desarrollo de estos modelos no se ha discutido aquí. Para concluir, este protocolo proporciona un enfoque para el aislamiento de células primarias con mayor producción y una mejor plataforma para la investigación in vitro relacionada con la biología del pericito cerebral.
The authors have nothing to disclose.
LT y FG fueron otorgados por Agence Nationale de la Recherche (ANR, ANR-15-JPWG-0010) en el marco del Programa Conjunto de la UE – Investigación de Enfermedades Neurodegenerativas (JPND) para el proyecto SNOWBALL.
Amino acids BME | Sigma | B-6766 | Store at 4 °C. |
Basal DMEM media | Invitrogen | 316000083 | Store at 4 °C. |
Basic fibroblast growth factor | Sigma | F-0291 | Store at -20 °C. |
BSA | Sigma | A-8412 | Store at 4 °C. |
Collagenase dispase | Sigma | 10269638001 | Prepare a 10x stock solution in sterile PBS-CMF. Filter the solution with a 0.22 μm syringe filter and store at -20 °C. Note: For the enzyme digestion step of the protocol, for every set of 10 mice for extraction, 300 µL of 10x collagenase dispase is required. |
Dextran | Sigma | 31398 | |
DNase I | Sigma | 11284932001 | Prepare a 1000X stock solution by dissolving 100 mg in 10 ml sterile water and store at -20°C. |
Gelatin | Sigma | G-2500 | Prepare the working coating by making a 0.2% gelatin solution in sterile PBS-CMF (8 g/L NaCl, 0.2 g/L KCl, 0.2 g/L KH2PO4, 2.86 g/L NaHPO4 (12 H2O), pH 7.4). Autoclave the solution for minimum 20 minutes at 120 °C and store at room temperature. Culture dishes to be coated for at least 4 hours at 4 °C. |
Gentamycin | Biochrom AG | A-2712 | Store at 4 °C. |
Glutamine | Merck | I.00289 | Store at -20 °C. |
HBSS | Sigma | H-8264 | Store at 4 °C. |
HEPES | Sigma | H-0887 | Store at 4 °C. |
Matrigel | BD Biocoat | 354230 | Prepare a working coating solution of Matrigel by diluting stock in cold DMEM at 1:48 ratio with its final concentration to be 85 µg/cm2. Cell culture dishes should be coated at least for 1 hour at room temperature. |
Pericyte Medium-mouse | Sciencell research laboratories | 1231 | Store at 4 °C. |
Tosyl Lysin Chloromethyl Ketone | Sigma | T-7254 | Prepare a 1000X stock solution in WBA by dissolving 16 mg in 10.88 mL of WBA to make a 4 mM solution and store at 4 °C. |
Vitamins | Sigma | B-6891 | Store at -20 °C. |
Equipment Requirements | |||
Filtration tools | Sefar, Nylon mesh, 60-micron porosity | ||
Laboratory equipment | Swing bucket rotor centrifuge | ||
Water bath with agitator | |||
Laminar Flow Hood : BSL2 | |||
Glassware (all components to be heat sterilized) | Dounce Tissue Grinder With Glass Pestle | ||
Pestle I: 0.0035 – 0.0065 inches | |||
Pestle II: 0.0010 – 0.0030 inches | |||
Vacuum filter assembly with coarse porosity fritted glass filter support base | |||
Surgical dissection tools (all components to be heat sterilized) | Forceps, scissors, Bunsen burner, cotton swabs, gauge |