Vi presentiamo un protocollo per l’estrazione di murini periciti cerebrali. Basato su un’estrazione pericito orientata all’arricchimento senza antibiotici, questo protocollo è uno strumento prezioso per gli studi in vitro che forniscono un’elevata purezza e un’alta resa, diminuendo così il numero di animali sperimentali utilizzati.
Negli ultimi anni, i periciti cerebrali sono diventati il centro di un’ampia ricerca in biologia vascolare e patologia. L’importanza dei periciti nella formazione e nella fisiologia delle barriere cerebrali ematologiche è ora dimostrata, ma la sua base molecolare rimane in gran parte sconosciuta. Poiché il ruolo patofisiologico dei periciti cerebrali nei disturbi neurologici è intrigante e di grande importanza, i modelli in vitro non solo sono sufficientemente appropriati, ma anche in grado di incorporare tecniche diverse per questi studi. Diversi metodi sono stati proposti come modelli in vitro per l’estrazione di periciti cerebrali, anche se è auspicabile un protocollo privo di antibiotici con un’elevata produzione. Ancora più importante, un metodo che ha aumentato la produzione per estrazione riduce l’utilizzo di più animali.
Qui, proponiamo un metodo semplice ed efficiente per estrarre periciti cerebrali con una produzione sufficientemente elevata. L’omogeneizzazione del tessuto cerebrale del topo viene mescolato con una soluzione BSA-dextran per la separazione dei detriti tissutali e del pellet microvascolare. Proponiamo una separazione in tre fasi seguita dalla filtrazione per ottenere un filtrato ricco di microvessel. Con questo metodo, la quantità di frammenti microvascolari ottenuti da 10 topi è sufficiente per il seme 9 pozzi (9,6 cm2 ciascuno) di una piastra a 6 pozzetti. La cosa più interessante con questo protocollo, l’utente può ottenere 27 pozzi ricchi di pericyte (9,6 cm2 ciascuno) nel passaggio 2. La purezza delle culture periciti si conferma con l’espressione dei marcatori classici dei periciti: NG2, PDGFR- e CD146. Questo metodo dimostra uno strumento in vitro efficiente e fattibile per studi fisiologici e patofisiologici sui periciti.
I periciti cerebrali sono una componente essenziale dell’unità neurovascolare (NVU), che comprende un’unità funzionale con le cellule endoteliali cerebrali della barriera epatica (BBB), le cellule gliali, la matrice extracellulare e i neuroni. I periciti sono una parte vitale nel funzionamento regolato del sistema nervoso centrale (SNC) in quanto servono come una delle interfacce per lo scambio di informazioni molecolari e cellulari.
I periciti cerebrali sono incorporati nel lato abluminale dei microvasi cerebrali e sono essenziali per stabilire1 e mantenere2 la fisiologia BBB. Diversi lavori recenti hanno anche evidenziato il ruolo dei periciti cerebrali nell’angiogenesi3 e nella maturazione della nave4, morfogenesi endoteliale5 e sopravvivenza6, e nel controllo del metabolismo del colesterolo cerebrale7. È importante sottolineare che la disregolazione in uno di questi processi sono caratteristiche etiologiche di malattie neurodegenerative.
Infatti, i periciti sono una necessità funzionale per il normale funzionamento delle BBB e la sua protezione contro la progressione di diverse malattie neurologiche. La fisiologia degenerante e la perdita di periciti sono comuni denominatori nella progressione del morbo di Alzheimer8, perdita neuronale durante la disfunzione della materia bianca9, sclerosi multipla10, encefalopatia settica11, ictus ischemico acuto di fase12 e in altri disturbi neurologici. I periciti sono anche strumentali nella metastasi tumorale13. È interessante notare che, periciti hanno anche dimostrato di esibire un ruolo di salvataggio dopo traumi neurologici e disturbi: nella rimielinazione nel cervello1, ictus ischemico, lesione del midollo spinale14 e promuovere l’angiogenesi15. La suscettibilità dei periciti a rafforzare la manifestazione patofisiologica di traumi e disturbi neurologici li rende un potenziale bersaglio terapeutico16.
I modelli di ricerca in vitro dei periciti nella BBB sono strumenti importanti per condurre studi approfonditi. Questi modelli forniscono una piattaforma per studi più elaborati rappresentando modelli di lavoro della BBB e altro ancora. Per esempio, questi modelli possono essere utilizzati per comprendere la fisiologia cellulare all’interno dei periciti e tra gli altri tipi di cellule della NVU. Inoltre, i modelli in vitro sono strumenti di indagine di prima mano per testare l’influenza farmacologica di nuovi farmaci e molecole sui periciti. Questi modelli possono essere utilizzati anche per comprendere il ruolo patofisiologico dei periciti in relazione ai disturbi neurologici. Tuttavia, lo sviluppo di modelli in vitro richiede una maggiore produzione per consentire la libertà sperimentale. Questi modelli dovrebbero essere facili e veloci e ridurre il numero di animali sperimentali utilizzati. Inoltre, è auspicabile la capacità di sviluppare tali modelli in modelli di coltura a doppia e tripla cella.
Ci sono molti protocolli che sono stati sviluppati. I protocolli proposti da Tigges et al.17, Chen et al.18, Thomsen et al.19, Yamazaki et al.20e Crouch e Doetsch21 sono approcci lodevoli che soddisfano la maggior parte delle necessità. Tutti questi metodi producono risultati efficaci, ma la dipendenza da un gran numero di animali sperimentali rimane un denominatore comune per questi protocolli. Pertanto, diventa obbligatorio sviluppare un metodo ad alta uscita in grado di isolare e purificare i periciti con la massima efficienza possibile. In questo protocollo, la purezza delle cellule ottenute dopo un secondo passaggio viene verificata con diversi marcatori periciti. Abbiamo controllato per Platelet-Derived Growth Factor Receptor-z (PDGFR- , che viene utilizzato come marcatore classico di periciti17, e per NG2 (antigene neurone-gliale 2), che è un marcatore di morfogenesi vascolare mediata pericita22 e vascolarizzazione23. Abbiamo anche controllato il cluster di differenziazione 146 (CD 146), che è stato segnalato come una delle molecole espresse nei periciti17,18.
Qui, presentiamo un protocollo per l’estrazione di periciti primari da topi (tipo selvaggio o transgenica) che soddisferà tutti i requisiti di cui sopra con alta potenza. Impieghiamo un metodo di proliferazione basato sulla selezione libera di antibiotici e immunopanning per i periciti cerebrali primari, che si dimostrerà un modello efficiente per condurre studi in vitro.
I periciti cerebrali sono parte integrante della NVU e svolgono un ruolo attivo nell’induzione e nella manutenzione del BBB24. Allo stesso modo, il ruolo di queste cellule nei diversi disturbi neurodegenerativi e patologie vascolari è intrigante. Di conseguenza, un efficiente modello di cellule pericite primarie ad alta uscita fornirà una piattaforma efficiente per gli studi in vitro.
Ci sono vari protocolli che sono stati proposti per l’isolamento dei periciti primari (Figura 4). Tigges et al.17 suggerito un metodo tra cui tessuto corticale con meningi. Questo approccio è la gara di gara del tessuto da 6 topi (una digestione di 37 , 70 min con enzimi papain/DNase) seguita da una fase di disintegrazione tramite 21 G e 18 G di aghi. Questo protocollo suggerisce una separazione in un solo passaggio (centrifugazione nella soluzione 22% BSA/PBS) che produce almeno 2 pozzi rivestiti di collagene I di una piastra a 6 pozzetti. Le cellule sono mantenute nel mezzo di crescita delle cellule endoteliali (ECGM) fino al passaggio 3 e successivamente nel mezzo di crescita pericito (PGM) per passare le cellule per promuovere la proliferazione dei periciti. In un altro approccio simile, Chen et al.18 ha proposto la dissociazione dei tessuti dividendo il tessuto con una lama di rasoio sterilizzata e la digestione dei tessuti con collagenase/DNase per 90 min a 37 . Dopo la separazione in un solo passaggio (centrifugazione nel 22% BSA) delle cellule, lo strato di mielina viene rimosso e il pellet viene lavato due volte in ECGM. I microvasi sono placcati in 3 pozze di collagene Ho rivestito 6 piatti. Dopo aver raggiunto la confluenza, le cellule vengono passaggiate due volte e più tardi mantenute in PGM. Alla fine, se le cellule vengono passate in rapporto di 3, possiamo ottenere 27 pozze di 6 pozze solo all’uso di 10 topi all’inizio del protocollo.
In Thomsen et al., gli autori suggeriscono l’isolamento dei periciti cerebrali attraverso una digestione enzimatica in due fasi19. Le meningi e la materia bianca vengono rimosse e i campioni cerebrali vengono tagliati in piccoli pezzi. I pezzi di tessuto subiscono la prima reazione enzimatica nel collagenae/DNase I per 75 min a 37 gradi centigradi, dopo un passo di separazione nel 20% di BSA. Il pellet viene raccolto e ulteriormente digerito in collagenae/dispase/DNase I per 50 min a 37 gradi centigradi. Questo passaggio è seguito dalla separazione dei microrecipient in un gradiente Percoll del 33% e ulteriormente lavato una volta. I microvasi sono semisudati su collagene IV/fibronectin a 35 mm piatti. La proliferazione dei periciti è favorita dal 10% di FCS e solfato gentamicin in DMEM per 10 giorni. In un altro approccio di digestione enzimatica in due fasi, Yamazaki e altri suggeriscono la maciazione del tessuto eccitato nel freddo DMEM20. Nella prima reazione enzimatica, i campioni vengono trattati con collagenae/DNase I per 75 min a 37 . Dopo un passo centrifugazione, il pellet viene nuovamente lavato una volta e una seconda reazione enzimatica viene avviata in collagenana / dispase per 60 min a 37 gradi centigradi. A seguito di una separazione in un solo passaggio, il pellet viene risospeso e centrifugato in una soluzione BSA del 22%. Infine, il pellet microvascolare viene risospeso e placcato in una piastra a 6 pozzetti. Per 5 cervelli di topo, 1 pozzetto di una piastra 6-bene può essere placcato. Per ottenere i periciti, le colture endoteliali vengono passate tre volte mentre sono mantenute nel mezzo II delle cellule endoteliali cerebrali dei topi (mBEC). Crouch e Doetsch20 suggeriscono il metodo di purificazione dei pericyti da parte del FACS. I campioni di tessuti della corteccia e della zona ventricolare-subventricolare del cervello del topo sono micro-sezionati e macinati accuratamente con un bisturi. Dopo l’incubazione dell’enzima collagenae/dispasi per 30 min a 37 , il tessuto digerito viene separato dalla mielina e dai detriti centrifugati in una soluzione 22% v/v Percoll. La sospensione cellulare viene poi incubata in anticorpi coniugati a fluorescente per l’analisi e lo smistamento della FACS. Le cellule ordinate sono placcate in pozzi rivestiti di collagene di 24 pozzetto. Si suggerisce che una corteccia produca abbastanza cellule per una placcatura in 1 pozzetto di 24 pozzetti.
Anche se produttivi, questi metodi sono dotati di diverse limitazioni, dall’utilizzo di un elevato numero di animali per l’isolamento di un singolo lotto a una quantità molto limitata di output.
Durante lo sviluppo di questo protocollo proposto, siamo riusciti a ottenere un’elevata produzione: 9 pozzi di una piastra 6-well da un solo 10 topi. A tal fine, la rimozione delle meningi assicura la rimozione di un passo di grandi vasi dal tessuto. La smerigliatrice di tessuto Dounce è più appropriata per i tessuti molli come il cervello. Garantisce inoltre la riduzione del campione con il pestello sciolto, l’omogeneizzazione con il pestello stretto e previene danni cellulari inutili. Uno dei principali obiettivi nei protocolli di coltura cellulare primaria è lo spreco minimo di tessuto e il recupero esteso della vascolatura cerebrale. Nel protocollo presentato, questo si ottiene con la centrifugazione ripetitiva del tessuto infuso dextran-BSA omogeneizzato. Un approccio di centrifugazione in tre fasi aiuta a recuperare grandi quantità di vascolarizzazione dall’omogenea tissutale. Questo fornisce un recupero 3 volte migliorato di micronavi. Dopo la separazione, la filtrazione è il passo essenziale successivo, che favorisce l’esclusione delle cellule muscolari lisce associate a grandi vasi. Come accennato prima è stata proposta una combinazione di diversi enzimi per la digestione enzimatica. Mentre DNase e collagenase/dispase vengono utilizzati per ridurre i grumi di cellule e isolare le singole cellule rispettivamente, è molto importante prevenire la morte cellulare in un ambiente così invasivo e questo è impedito dal TLCK, che aumenta quindi la resa finale. Inizialmente, il primo passaggio è permesso di far crescere un monostrato endoteliale, che in seguito supporta la crescita di periciti attaccati sull’unistrato. Poiché la sopravvivenza delle cellule endoteliali primarie si riduce al passaggio, aumenta la probabilità di recupero del pericito. Inoltre, questo protocollo utilizza un altro passaggio che assicura la prevenzione della contaminazione delle cellule endoteliali. Va notato che con un maggior numero di cellule da P2, la dipendenza da ulteriori passaggi delle cellule è ridotta. Inoltre, riduce la possibilità di crescita pericita essere superato da cellule muscolari lisce, che proliferano su un tasso molto più alto.
Al fine di ottenere una maggiore uscita, ci sono diversi passaggi che sono critici e devono essere eseguiti con precisione per quanto riguarda la temperatura e il tempo. La miscelazione di tessuto omogeneo in BSA-dextran dovrebbe essere veloce. La dissociazione del pellet dopo le fasi di centrifugazione dovrebbe essere rapida per prevenire la morte delle cellule. Inoltre, 33 min di digestione ezimatica dovrebbe essere fatto con precisione e cura. Una delle limitazioni per questo protocollo è la durata di 7-8 giorni che unilayer endoteliale è permesso di crescere e facilitare ulteriormente la crescita dei periciti. Evidentemente, l’isolamento dei microvessels è btter, la crescita di unilayer è più veloce, e quindi ci sono un aumento del numero di periciti. Si raccomanda di non utilizzare meno di 10 topi in ogni estrazione per garantire un numero adeguato di frazioni microvascolari per sostenere ulteriormente la crescita dei periciti. Se i punti di cui sopra sono seguiti con attenzione, la densità cellulare desiderata per la coltura di pericyti cerebrale può essere facilmente raggiunta.
I modelli in vitro forniscono una piattaforma fattibile per lo sviluppo di modelli derivati per ottenere maggiori informazioni sulla rilevanza patofisiologica e la comunicazione tra le altre cellule della NVU durante i disturbi neurologici. I periciti isolati possono essere incorporati in una coltura bicellulare (con cellule endoteliali o gliali) e nella coltura tricellulare (cellule endoteliali e gliali). Lo sviluppo di questi modelli non è stato discusso in questa sede. Per concludere, questo protocollo fornisce un approccio per l’isolamento delle cellule primarie con una maggiore produzione e una migliore piattaforma per la ricerca in vitro relativa alla biologia dei periciti cerebrali.
The authors have nothing to disclose.
LT e FG sono stati concessi da Agence Nationale de la Recherche (ANR, ANR-15-JPWG-0010) nell’ambito del programma congiunto dell’UE – Neurodegenerative Disease Research (JPND) per il progetto SNOWBALL.
Amino acids BME | Sigma | B-6766 | Store at 4 °C. |
Basal DMEM media | Invitrogen | 316000083 | Store at 4 °C. |
Basic fibroblast growth factor | Sigma | F-0291 | Store at -20 °C. |
BSA | Sigma | A-8412 | Store at 4 °C. |
Collagenase dispase | Sigma | 10269638001 | Prepare a 10x stock solution in sterile PBS-CMF. Filter the solution with a 0.22 μm syringe filter and store at -20 °C. Note: For the enzyme digestion step of the protocol, for every set of 10 mice for extraction, 300 µL of 10x collagenase dispase is required. |
Dextran | Sigma | 31398 | |
DNase I | Sigma | 11284932001 | Prepare a 1000X stock solution by dissolving 100 mg in 10 ml sterile water and store at -20°C. |
Gelatin | Sigma | G-2500 | Prepare the working coating by making a 0.2% gelatin solution in sterile PBS-CMF (8 g/L NaCl, 0.2 g/L KCl, 0.2 g/L KH2PO4, 2.86 g/L NaHPO4 (12 H2O), pH 7.4). Autoclave the solution for minimum 20 minutes at 120 °C and store at room temperature. Culture dishes to be coated for at least 4 hours at 4 °C. |
Gentamycin | Biochrom AG | A-2712 | Store at 4 °C. |
Glutamine | Merck | I.00289 | Store at -20 °C. |
HBSS | Sigma | H-8264 | Store at 4 °C. |
HEPES | Sigma | H-0887 | Store at 4 °C. |
Matrigel | BD Biocoat | 354230 | Prepare a working coating solution of Matrigel by diluting stock in cold DMEM at 1:48 ratio with its final concentration to be 85 µg/cm2. Cell culture dishes should be coated at least for 1 hour at room temperature. |
Pericyte Medium-mouse | Sciencell research laboratories | 1231 | Store at 4 °C. |
Tosyl Lysin Chloromethyl Ketone | Sigma | T-7254 | Prepare a 1000X stock solution in WBA by dissolving 16 mg in 10.88 mL of WBA to make a 4 mM solution and store at 4 °C. |
Vitamins | Sigma | B-6891 | Store at -20 °C. |
Equipment Requirements | |||
Filtration tools | Sefar, Nylon mesh, 60-micron porosity | ||
Laboratory equipment | Swing bucket rotor centrifuge | ||
Water bath with agitator | |||
Laminar Flow Hood : BSL2 | |||
Glassware (all components to be heat sterilized) | Dounce Tissue Grinder With Glass Pestle | ||
Pestle I: 0.0035 – 0.0065 inches | |||
Pestle II: 0.0010 – 0.0030 inches | |||
Vacuum filter assembly with coarse porosity fritted glass filter support base | |||
Surgical dissection tools (all components to be heat sterilized) | Forceps, scissors, Bunsen burner, cotton swabs, gauge |