Continuous Blood Sampling in Small Animal Positron Emission Tomography/Computed Tomography Enables the Measurement of the Arterial Input Function

Teresa Mann; Jens Kurth; Anne M&#246;ller; Joanna F&#246;rster; Brigitte Vollmar; Bernd  J. Krause; Andreas Wree; Jan Stenzel; Tobias Lindner

doi:10.3791/59701

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Medicina

L'échantillonnage continu de sang dans la tomographie d'émission de positron de petit animal/tomographie calculée permet la mesure de la fonction d'entrée artérielle

Published: August 08, 2019

doi:

10.3791/59701

Teresa Mann¹, Jens Kurth², Anne Möller³, Joanna Förster³, Brigitte Vollmar⁴, Bernd J. Krause², Andreas Wree¹, Jan Stenzel*³, Tobias Lindner*³

¹Institute of Anatomy,Rostock University Medical Center, ²Department of Nuclear Medicine,Rostock University Medical Center, ³Core Facility Multimodal Small Animal Imaging,Rostock University Medical Center, ⁴Rudolf-Zenker-Institute for Experimental Surgery,Rostock University Medical Center

Summary

Ici, un protocole pour l’échantillonnage continu de sang pendant la formation image de PET/CT des rats pour mesurer la fonction d’entrée artérielle (AIF) est décrit. Le cathétérisation, l’étalonnage et la configuration du système et l’analyse des données de la radioactivité sanguine sont démontrés. Les données générées fournissent des paramètres d’entrée pour la modélisation biocinétique ultérieure.

Abstract

Pour l’analyse quantitative et la modélisation bio-cinétique des données de tomographie/tomographie calculée par émission de positons (TEP/TC), la détermination de la concentration temporelle de temps-activité du sang également connue sous le nom de fonction d’entrée artérielle (AIF) est un point clé, particulièrement pour la caractérisation des modèles de maladies animales et l’introduction de radiotraceurs nouvellement développés. La connaissance de la disponibilité des radiotraceurs dans le sang aide à interpréter les données dérivées de la TEP/CT sur l’activité tissulaire. À cette fin, il est conseillé de mesurer le FRA lors de l’imagerie TEP/CT pendant l’imagerie TEP/CT. Contrairement à l’échantillonnage manuel du sang et aux approches dérivées de l’image, l’échantillonnage continu du sang en ligne présente plusieurs avantages. Outre la perte de sang réduite au minimum, il ya une meilleure résolution et une précision supérieure pour la mesure de l’activité sanguine. Cependant, le principal inconvénient de l’échantillonnage sanguin en ligne est la préparation coûteuse et longue pour cathétér les vaisseaux fémoraux de l’animal. Ici, nous décrivons un flux de travail facile et complet pour le cathétérisation et l’échantillonnage continu de sang pendant l’imagerie de PET/CT de petit animal et l’avons comparé à l’échantillonnage manuel de sang et à une approche image-dérivée. À l’aide de ce flux de travail hautement standardisé, la détermination de l’AIF de fluorodeoxyglucose ([¹⁸F]FDG) est démontrée. En outre, cette procédure peut être appliquée à n’importe quel radiotraceur en combinaison avec différents modèles animaux pour créer une connaissance fondamentale des caractéristiques cinétiques et modèles de traceur. Cela permet une évaluation plus précise du comportement des produits pharmaceutiques, à la fois pour les approches diagnostiques et thérapeutiques dans la recherche préclinique des maladies oncologiques, neurodégénératives et myocardiques.

Introduction

La tomographie par émission de positrons/tomographie calculée (TEP/TC) est une technologie d’imagerie nucléaire qui permet de visualiser les processus métaboliques dans l’organisme après l’injection d’un ligand étiqueté radioactif, également appelé traceur. Alors que le ligand est une molécule qui est impliquée dans une voie métabolique ou cible les protéines de surface cellulaire, l’étiquette radioactive est un radionucléide émettant du positron. Les rayons gamma sont indirectement émis par la désintégration du positron et permettent la détection de sa distribution dans l’organisme avec des détecteurs de TEP extracorporelles. De cette façon, différentes molécules cellulaires peuvent être ciblées : récepteurs et transporteurs de neurotransmetteurs, processus métaboliques comme la glycolyse ou des protéines mitochondriales comme la protéine translocator 18 kDa (TSPO) pour détecter les cellules gliales activées.

Dans la recherche préclinique, le TEP/CT est une méthode attrayante pour étudier les processus biochimiques d’une manière non-invasive in vivo, permettant ainsi des études longitudinales. Les données de TEP/CT appuient l’analyse des mécanismes de la maladie, l’évaluation des caractéristiques et de la pharmacocinétique des nouveaux médicaments et la validation des radiotraceurs actuels et nouveaux pour la recherche translationnelle.

Au cours des analyses PET/CT, trois états traceurs peuvent être définis (exemple du modèle de compartiment à 2 tissus) : Premièrement, le traceur circule dans le sang après son application (état 1; conc._[sang]). Deuxièmement, il pénètre dans le tissu par le lit capillaire et peut-il soit se déplacer librement dans l’espace extracellulaire ou est inspécifiquement lié à diverses structures cellulaires ou extracellulaires (état 2; conc._[unspec]). Troisièmement, le traceur peut être spécifiquement lié (avec ou sans piégeage métabolique) à sa molécule cible (état 3, conc._[spec]). Tous ces processus dynamiques entre les compartiments sont dans une certaine mesure bidirectionnels et les processus de diffusion sont décrits par des constantes de taux (K1, K2, K3 et k4). Bien que la concentration du traceur dans le sang (c.-à-d. l’état 1) soit appelée « Entrée », la concentration de traceurs liés de manière spécifique et spécifique (c.-à-d. état 2 et état 3) est appelée « Sortie » et peut être directement dérivée de l’image PET. Cette relation physiologique peut être affichée dans le modèle de compartiment à 2 tissus (figure 1).

Figure 1 : Le modèle compartimenté à deux tissus. Les conditions physiologiques des trois états traceurs différents et les processus dynamiques entre eux sont affichés. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Dans le cas idéal, le conc._[spec] est proportionnel à la concentration de sa molécule cible. Toutefois, la production de la mesure PET/CT est la somme de conc._[spec] et conc._[unspec]. Pour déterminer le conc._[spec] dans la région d’intérêt, en parallèle, le conc._[unspec] d’une région de référence dépourvue de la protéine/voie cible est déterminé. En utilisant des équations mathématiques appropriées, on peut maintenant calculer conc._[spec], le plus souvent en utilisant le modèle de compartiment (une approche de modélisation bio-cinétique). Cependant, dans de nombreux cas, une telle région de référence dépourvue de la protéine cible n’est pas disponible¹^,². Dans ces cas, le conc._[sang] peut être utilisé pour déterminer conc._[spec]. Puisque le conc._[sang] varie en raison de l’effacement différent de foie et de rein, de l’excrétion, du flux sanguin, de la pénétration différente de barrière hémato-encéphalique et des facteurs liés à la maladie^3,l’étalon-or actuel est de mesurer le conc._{[ en} parallèle à la TEP/TDM par prélèvement sanguin continu. Cela donne la fonction d’entrée artérielle (AIF), qui est définie comme conc._[sang] au fil du temps⁴. Il est à noter que l’échantillonnage continu du sang est considéré comme techniquement très difficile, en particulier chez les petits animaux comme les rats ou les souris⁵.

Ici, nous fournissons un protocole facile et pratique pour échantillonner continuellement le sang des rats par l’intermédiaire d’un shunt artériovenous (a-v) entre la veine fémorale et l’artère. Couplé à un système de détecteur-pompe disponible dans le commerce, nous sommes en mesure de générer un aIF continu en temps réel lors de la dynamique [¹⁸F]fluorodeoxyglucose ([¹⁸F]FDG)-PET/CT scans chez les rats et l’a comparé à des approches alternatives. La formation image de PET/CT a été exécutée dans les rats dawley mâles de sprague à un âge de 4 mois avec un poids moyen de 462 g – 33 g (déviation moyenne et standard) utilisant un balayage de PET/CT de multimodality.

Étant donné qu’une grande variété d’appareils est utilisé au cours de la série de mesures (étalonneur de dose, échantillonneur de sang en ligne, TEP/CT et compteur de puits), une procédure de contrôle de la qualité appelée étalonnage croisé est nécessaire pour vérifier l’exactitude quantitative de tous les systèmes et pour compenser les différences. L’étalonnage croisé dans le contexte de l’échantillonnage sanguin en ligne signifie que le taux de comptage d’une concentration d’activité donnée mesurée dans des images corrigées de TEP peut être converti en concentration mesurée avec le système twilite pour la même concentration. Par conséquent, une procédure d’étalonnage croisé entre le TEP/CT, le système d’échantillonnage de sang et le compteur de puits a été établie.

Cette méthodologie hautement standardisée fournit une approche puissante pour quantifier les processus métaboliques et cellulaires dans la recherche préclinique sur les petits animaux et constitue un moyen élégant d’améliorer la fiabilité et la reproductibilité du SIA. L’AIF peut ensuite être utilisé pour quantifier le traceur spécifiquement lié dans les tissus dans les données précliniques TEP/CT à l’aide de la modélisation biocinétique.

Protocol

Toutes les manipulations et expériences sur les animaux ont été approuvées par le Comité national de recherche sur les animaux du Mecklembourg-Poméranie occidentale (LALLF M-V/7221.3-1.1-004/18, approbation: 03.04.2018). Les expériences ont été réalisées conformément aux Lignes directrices de l’ARRIVE. REMARQUE : Les animaux ont été gardés dans des conditions standard (22 ‘2 ‘C, 12 h jour et nuit cycle) avec de l’eau et de la nourriture ad libitum. Tous les équipements nécessaires à la préparation du système de shunt, à la procédure d’exploitation et aux mesures réelles sont répertoriés dans le Tableau des matériaux. 1. Préparation et intervention chirurgicale pour le cathétérisation de l’animal Jeûnez l’animal pendant au moins 12 h avec un accès gratuit à l’eau. Pour l’anesthésie, placez le rat dans une chambre d’induction et remplissez-le continuellement avec un mélange d’oxygène/isoflurane. Pour l’utilisation d’initiation 2.5-3.5% isoflurane et pour l’entretien 1.5-3.0% (taux de flux de 1.2-1.5 L/min).REMARQUE : Le jeûne est nécessaire pour les études utilisant le traceur [18F]FDG, mais pas pour d’autres traceurs. Il est recommandé de mesurer les taux sanguins de glucose à l’aide de tirages manuels de sang décrits à la section 4 afin d’assurer des valeurs stables ou de corriger la modélisation cinétique. Placez le rat anesthésié en position dorsale sur un tapis chauffant, sous le microscope chirurgical et ajoutez de l’onguent vétérinaire sur ses yeux. Surveiller et maintenir la température corporelle du rat en permanence pendant l’expérience (37 à 0,5 oC) à l’égard d’une sonde rectale. Tapez les pattes du rat à la surface de travail pour tenir les jambes en position. Désinfecter le site d’opération à l’avance à l’œil d’un désinfectant muqueux et raser la jambe et l’entrejambe (côté opération) du rat. Terminer avec un nettoyage final avec le désinfectant. Faire une incision d’environ 20 mm à l’aide de forceps chirurgicaux et de ciseaux à l’aine du rat. Disséquer les couches fines de la peau et exposer la veine fémorale, l’artère et le nerf avec les micro forceps. Placez deux filaments fins sous chaque veine fémorale et artère. Sceller la veine et l’artère avec chaque filament distal et tenir sous tension avec une pince à bulldog.Utilisez les filaments de suture proximal pour faire pression sur le navire à l’aide des pinces à bulldog (sans noeud). Bloquer la veine avec une pince d’anévrisme proximal, mais 2-3 mm distal de la suture avec la pince bulldog. Utilisez des ciseaux cornéens pour faire une petite incision dans la veine (1/3 du diamètre) et enlever le sang qui fuit avec un échange de coton stérile. Dilate la veine avec un forceps terne et la tenir ouverte. Insérez le cathéter aiguisé (diamètre intérieur [ID] : 0,58 mm, diamètre externe [OD] : 0,96 mm) dans la veine et poussez-le dans une direction proximale, jusqu’à l’anévrisme. Ouvrez le clip d’anévrisme et poussez le cathéter plus loin dans la direction proximale (environ 2-3 cm), si le cathéter est placé à droite, le sang coulera dans le cathéter. Fixer le cathéter avec la suture proximale en faisant deux noeuds; si nécessaire, placez une suture supplémentaire autour de la veine et du cathéter. Vérifiez la fonctionnalité du cathéter en rinçant et en s’aspirant à l’utilisation d’une seringue à insuline (aiguille de 30 G) remplie de 100 l de solution saline héparinisée (50 unités/mL). Placez le cathéter dans l’artère en répétant les étapes 1.6 et 1.7. Lorsque les deux cathéters sont correctement placés, fermez la jambe avec des sutures et transportez l’animal jusqu’au PET/CT.REMARQUE : Soyez aussi prudent que possible avec les cathéters pendant le transport de l’animal, sinon le déplacement du cathéter pourrait se produire. 2. Configuration du système de shunt Figure 2 : Schéma de la configuration de mesure. (A) Dessin schématique de la configuration de mesure. (B) Photo du système de shunt connecté avec le détecteur de twilite, la pompe péristétique et différents types de connecteurs. Le cours temporel de la radioactivité dans le sang d’un rat est détecté tandis que l’animal (1) est scanné dans le PET/CT (2). Par conséquent, le cathéter artériel (a) et veineux (b) est relié au système de pompe détecteur par l’intermédiaire de pièces d’adaptateur (connecteur orange, connecteur bleu et connecteur vert). Le sang artériel est ensuite pompé du cathéter artériel par le détecteur (3) à une pompe péristtaltique (4) et de nouveau dans le corps par le cathéter veineux. Une valve à trois voies (7) est intégrée dans le système de tube pour effectuer l’injection de traceur, les tirages manuels de sang et le rinçant. Une pièce En (8) est assemblée pour injecter de l’activité. Le détecteur est connecté à un ordinateur pour visualiser, calibrer et corriger les données sanguines continues. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Couper 6 parties du tube en polyéthylène (FBPT) (ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm) avec une longueur de c ‘735 mm; e 100 mm; f 171 mm, g 875 mm; h 90 mm et i 75 mm (Figure 2). Couper 8 parties des tubes de pompe en silicone (noir/noir/noir, ID: 0,76 mm, OD: 2,48 mm) d’une longueur d’environ 20 mm. Connexions de réduction de place (de 2,5 mm à 1,5 mm DI) aux deux extrémités du tube de pompe en silicone d (jaune/bleu/jaune, ID : 1,52 mm, OD : 3,20 mm). Placez une partie préparée de 20 mm des tubes de silicone (noir/noir/noir) à l’autre extrémité des connecteurs de réduction utilisés (voir le connecteur bleu dans la figure 2). Placez la partie c préparée du FBPT dans le connecteur bleu assemblé à l’une des extrémités du tube de pompe en silicone d (jaune/bleu/jaune) et la partie préparée e du FBPT dans le bleu de connecteur assemblé sur le l’autre extrémité. Placez une partie préparée de 20 mm des tubes de silicone (noir/noir/noir) sur les extrémités de deux T-pièces 5 et 6 (tube T-connector ID: 1.5 mm; voir connecteur vert dans la figure 2). Connectez l’extrémité libre de la partie e du FBPT sur le côté gauche du connecteur vert assemblé (5) et placez la partie préparée f du FBPT du côté opposé du connecteur vert (5). Placez l’extrémité libre de la partie f du FBPT sur le côté gauche du vert connecteur assemblé (6) et placez la partie g préparée du FBPT du côté opposé du connecteur vert (6). Ajouter la partie h préparée du FBPT à l’extrémité libre du connecteur vert assemblé (5) et la partie i préparée du FBPT à l’extrémité libre du vert connecteur assemblé (6). Connectez un combi-stopper à une aiguille hypodermique (G 23 x 1 1/4’/0,60 mm x 30 mm) et ajoutez-le à une valve à trois voies. Placez la soupape à trois voies préparée avec l’aiguille à l’extrémité libre de la partie h du FBPT. Connectez un combi-stopper à une aiguille hypodermique et placez l’aiguille à l’extrémité libre de la partie i du FBPT.REMARQUE : Avant de commencer l’échantillonnage sanguin en ligne, voir la section 5. Mettez les extrémités libres de la partie c et g du FBPT dans un bécher de 100 ml rempli de 20 ml de solution saline héparinisée (50 unités/mL). Démarrer la pompe péristatique avec un débit de 1,52 ml/min afin que le système de shunt soit complètement rempli de la solution saline physiologique. Ensuite, mettre trois pinces à ciseaux aux extrémités de la partie c et g et au milieu de la partie i du FBPT. Relâchez les pinces à ciseaux de la partie c et g du FBPT. Connectez le cathéter artériel a à l’extrémité libre de la partie c du FBPT et connectez le cathéter veineux b à l’extrémité libre de la partie g du FBPT (voir connecteur orange à la figure 2). 3. Acquisition et reconstruction d’images Placez l’animal en position tête sur la palette du lit de la navette (70 mm). Contrôlez la respiration du rat et maintenez la température corporelle à 37 à 0,5 oC à l’aide d’un coussin chauffant et d’une sonde rectale tout au long de l’acquisition de l’image. Déplacez le lit de la navette vers la position de lit allongée pour l’injection (pré-acquisition) et connectez les cathéters insérés au système de shunt. Maintenir l’animal sous anesthésie avec de l’isoflurane (2,5% d’isoflurane en oxygène, débit de 1,2 à 1,5 L/min) via un cône nasal. Démarrer la pompe péristatique avec un débit de 1,52 ml/min pour remplir le système de shunt avec le sang de l’animal. Déplacez le lit de la navette vers le centre du champ de vision de l’anneau de détection de TEP et démarrez le système d’échantillonnage sanguin en ligne (voir la section 5). Démarrer le flux de travail PET/CT à l’aide de paramètres décrits à la section 3.5 après 60 s et ensuite injecter une dose d’environ 22 MBq [18F]FDG dans un volume d’environ 0,5 à 0,1 ml par voie intraveineuse par l’intermédiaire de la pièce T. Rincer la pièce T avec environ 150 l de solution saline héparinisée par la suite. Acquérir un TEP dynamique de plus de 60 min et une tomodensitométrie à la fin de l’imagerie TEP. Pour l’acquisition d’émissions de TEP, définir 3600 s (60 min) dans l’option d’acquisition par le temps. Sélectionnez Le F-18 comme isotope d’étude et utilisez 350 à 650 keV comme niveau d’énergie et 3 438 ns comme fenêtre de chronométrage. Pour l’acquisition de CT, sélectionnez l’atténuation de l’option d’acquisition. Dans le champ des paramètres de projection, choisissez 120 projection s’agit d’une rotation totalede moitié. Pour le champ de vision (FOV) et les paramètres de résolution, sélectionnez faible comme grossissement et 4 x 4 comme liaison avec 275 mm de longueur de balayage axiale et 3328 px comme taille de CCD transaxial. Dans le champ des paramètres d’exposition, définir 500 ‘A pour le courant, 80 kV pour la tension et 180 ms pour le temps d’exposition. Pour l’histogramme d’émission de PET, définiz une série de 20 images (6 x 10 s, 8 x 30 s, 5 x 300 s et 1 x 1800 s) comme cadragedynamique. Sélectionnez soustraire comme retards. Choisissez dans le champ de réglages avancés 128 que la largeur de sinogramme, 3 comme envergure, 79 comme différence d’anneau et correction de temps mort. Pour la reconstruction PET, utilisez la maximisation des attentes de sous-ensembles commandés en deux dimensions (2D-OSEM) avec un sinogrammede diffusion, d’application et d’enregistrement de la diffusion, 4 itération et Fourier pour le rebinning comme algorithmede reconstruction. Sélectionnez 128 x 128 comme taille de matrice et utilisez 1 comme zoom d’image, tous comme cadres et tous comme segments. 4. Procédure d’échantillonnage manuel du sang Effectuer un échantillonnage manuel du sang 30 s, 60 s, 90 s, 600 s et 1800 s après le début de l’acquisition d’imagerie.REMARQUE : Il est fortement recommandé d’augmenter le nombre de prises de sang manueles, surtout dans la première minute suivant l’injection de traceurs. Par conséquent, le volume de l’échantillon de sang doit être réduit à 20-30 L par échantillon6. Ouvrez la première valve à trois voies et collectez 100 l de sang artériel dans une collecte de sang capillaire EDTA tube 30 s après injection traceur. Répétez l’opération pour les autres points de temps. Déterminez le poids du tube vide et du tube rempli de sang. Mesurer l’activité (compte/unité temporelle) du sang entier pendant 180 s dans un compteur de puits, qui est ensuite recensé pour obtenir des données en kBq/mL. Enregistrez l’heure de début de la contre-mesure du puits. Calculez l’activité du sang entier pour chaque point de temps de l’échantillonnage manuel de sang dans kBq/mL, appliquez la correction de carie et transférez les données dans une courbe d’activité de temps. 5. Procédure de l’échantillonnage sanguin en ligne Placez le tube dans le détecteur à l’aide du guide du tube. Démarrer le logiciel de prélèvement de sang (p. ex. PSAMPLE) et ouvrir l’interface d’acquisition. Assurez-vous que l’ordinateur de la configuration d’échantillonnage de sang en ligne et de la TEP / CT est synchronisé dans le temps. Appuyez sur le bouton de démarrage exactement 60 s avant que le traceur est injecté pour acquérir suffisamment de données pour la correction de fond. Enregistrez les données brutes via le bouton enregistrer dans la base de données PMOD après la mesure. Pour la correction et l’étalonnage des données sanguines en ligne, passez à l’interface de correction. Activez la correction de désintégration et sélectionnez 18 F. Définissez l’heure de début de l’acquisition d’image et activez le bouton moyen pour effectuer la correction de fond. Activer l’étalonnage et le type dans le facteur d’étalonnage précédemment déterminé (voir la section 7.1). Enregistrez les données sanguines corrigées et calibrées à l’aide du bouton Save TAC et choisissez le fichier blood.crv. Ce fichier peut alors être chargé comme courbe d’entrée de sang entier dans l’outil de modélisation cinétique et la modélisation cinétique peut être effectuée. Découpler les cathéters du système de shunt extra corporel. Détachez l’animal du scanner PET/CT et euthanasiez-le avec du pentobarbital.REMARQUE : Dans cette expérience, les animaux ont été euthanasiés après les mesures pendant que les cerveaux ont été employés pour des analyses in vitro dans la conception expérimentale. Avec cette configuration, les mesures répétées dans les études longitudinales sont également implémentables7. Utilisez un système de tube complètement nouveau pour le prochain animal. 6. Fonction d’entrée dérivée d’image Ouvrez l’outil Fuse it sur PMOD. Chargez l’image PET comme entrée et le CT comme référence. Cliquez déjà assorti. Ouvrez l’outil voxel d’intérêt (VOI). Placez le curseur dans l’aorte ascendante dans le CT. Cliquez sur VOI sphérique prédéfini. Définir un rayon d’exactement 0,7 mm. Extraire les informations d’activité temporelle avec le bouton statistique VOI et copier les valeurs moyennes au presse-papiers. 7. Procédure d’étalonnage croisé du système twilite, PET/CT et compteur de puits Twilite-PET/CT-calibrageREMARQUE : Le flux de travail présenté pour l’étalonnage de la twilite est en partie basé sur les procédures décrites dans le manuel de référence du module PSAMPLE de PMOD.Remplissez une seringue avec environ 100 MBq de [18F]FDG. Mesurez l’activité exacte AF à l’égard d’un étalonneur à dose calibré et documentez-le avec la date et l’heure de la mesure et le volume de la seringue complète. Le temps enregistré est le point de référence pour toutes les corrections de pourriture à effectuer. Remplir un bécher de 500 ml d’eau du robinet. Le volume exact est déterminé par la méthode de pesage. Mesurer le poids me du bécher vide à l’aide d’une échelle de précision appropriée et calibrée (au moins la classe II de précision). Remplir le bécher avec l’eau du robinet et mesurer le poids mf du bécher complet. Calculer le volume Vb du bécher en utilisant la différence de la masse et la densité de l’eau du robinet (r -0,998 g/mL à 20 oC) : Injecter le [18F]FDG dans le bécher rempli et remplir la seringue vide à son volume d’origine avec de l’eau du robinet inactive et mesurer l’activité AE de la seringue remplie dans le caler de dose. La concentration d’activité cb de la solution dans le bécher est donnée par , qui devrait être d’environ 200 kBq/mL. Remplissez un tube conique de centrifugeuse de 50 ml avec la solution du bécher (éviter les grosses bulles d’air) et placez-le au centre dans le champ de vision du scanner PET/CT. Remplissez un cathéter identique au type utilisé dans l’expérience d’imagerie TEP/CT et placez-le dans le guide tube du système de twilite. Remplissez le cathéter avec la solution traceur du bécher à l’aide de la pompe péristatique. Commencez la mesure de la courbe d’activité temporelle telle que décrite à la section 5, en utilisant le même paramètre pour le temps d’intégration, et en rebinning comme dans l’expérience, sans un guide cathéter à l’intérieur de la tête de mesure. Cette étape assure l’acquisition de suffisamment de données pour une correction de fond appropriée. Après 2 min, sans arrêter l’acquisition de données du système de twilite, placez le guide de cathéter avec le tube rempli dans la tête de mesure, et continuez l’acquisition de données pendant environ 5 min. Démarrer une acquisition de 10 min PET du tube conique de centrifugeuse de 50 ml en parallèle suivie d’une acquisition cT standard pour la correction d’atténuation. Reconstruire une image PET statique du tube conique centrifugeur de 50 ml à l’aide du même algorithme de reconstruction de TEP et des paramètres décrits dans la section 3. Utilisez un outil d’imagerie post-traitement (p. ex. PVIEW) et placez un VOI cylindrique couvrant environ 70 % du volume à l’intérieur des images PET reconstruites du tube conique de centrifugeuse de 50 ml. Extraire la concentration d’activité moyenne cPET dans kBq/mL dans le VOI. Retournez au logiciel de l’échantillonneur de sang et utilisez le mode d’étalonnage pour corriger le TAC acquis pour la pourriture, la fraction de ramification et l’arrière-plan. Ajoutez toutes les informations nécessaires pour le nucléide, la concentration d’activité et l’heure de début de l’acquisition de TEP. En interne, le logiciel extrait le taux de comptage mesuré avec le système de twilite (CRtwilite) et calcule le facteur d’étalonnage croisé pour le TEP et le système twilite (CFPET/twilite) :REMARQUE : Il est important que le même isotope soit utilisé pour les expériences d’étalonnage et de TEP/CT, car la fraction de ramification varie entre les différents isotopes, ce qui est corrigé dans le processus de reconstruction du TEP. Cette procédure doit être répétée régulièrement en termes de contrôle de la qualité, si des composants importants du système sont modifiés (p. ex. tubes, paramètres d’acquisition et de reconstruction) et après des travaux de réparation. Étalonnage du contre-puits PET/CT Pour calculer le facteur d’étalonnage CFbien-contrer du compteur de puits, utilisez la même solution d’activité qui a été produite dans le bécher pour l’étalonnage du système twilite. Attendez environ 6 h pour permettre la réduction de l’activité spécifique par la décomposition afin de minimiser les effets de temps mort du détecteur de scintillation du compteur de puits. Couvercle du bécher pour éviter l’évaporation. Calculez le décalage horaire exact jusqu’au point de référence et déterminez la concentration d’activité réelle cb(t) de la solution du bécher en corrigeant la concentration d’activité d’origine. Pipette a prédéfini des volumes (échantillonV)qui sont identiques au volume des échantillons de sang mesurés dans les expériences (p. ex., 200 l), du bécher en cinq tubes de verrouillage sécuritaire. Mesurer l’activité de chacun des cinq tubes avec le compteur de puits pendant 180 s.REMARQUE : Si le coefficient de variation pour une seule mesure est supérieur à 1 %, le temps de mesure devrait être augmenté. Enregistrez le taux de comptage mesuré en nombres par minute [cpm] pour chaque tube et l’heure de début de la mesure. Effectuer une correction de désintégration. Calculer le facteur d’étalonnage CFbien-contrer pour chaque mesure en divisant le taux de décomposition corrigé CRbien-contrer du compteur de puits par la concentration d’activité corrigée de décomposition du bécher cbeaker (t): Moyenne des cinq facteurs d’étalonnage pour obtenir le facteur d’étalonnage moyen.

Representative Results

La configuration du système de shunt est affichée dans la figure 2. Les résultats représentatifs des données d’échantillonnage continu du sang par rapport aux données manuelles d’échantillonnage du sang chez trois rats de type sauvage sur une période de 30 min sont présentés à la figure 3A,C. Au début de l’échantillonnage sanguin continu, un pic initial (maximum de concentration en radioactivité) peut être observé à 5 s après l’injection de traceurs. Ensuite, l’activité dans le sang diminue rapidement et atteint un plateau à environ 15 min. Dans les données manuelles d’échantillonnage du sang, le pic détecté est plus petit et le plateau n’est pas facile à définir (Figure 3A,C). La comparaison de l’échantillonnage sanguin continu aux données dérivées de l’image est affichée dans la figure 3B,D. Dans les données dérivées de l’image, le pic et le point de départ du plateau sont clairement visibles, néanmoins le maximum du pic est plus petit par rapport aux données continues d’échantillonnage du sang pour tous les animaux (Figure 3B,D). Un résultat sous-optimal de l’échantillonnage continu de sang avec notre configuration est montré dans la figure 3E,F. Au début de l’échantillonnage sanguin continu, aucune acquisition de données dans les 3,5 premières minutes n’a été possible en raison de la coagulation du sang. En déconnectant le système de tube à l’orange de connecteur et flottant avec la solution saline héparinisée, le flux dans le système de tube a été redémarré et la mesure a continué. Un pic peut être vu à environ 4 min, ce qui n’enregistre pas le maximum de radioactivité dans le sang (Figure 3E,F). L’échantillonnage manuel du sang (figure3E) et les analyses dérivées d’images (figure 3F) étaient encore possibles et comparables aux résultats corrects. Figure 3 : Résultats représentatifs de l’échantillonnage sanguin continu par rapport à l’échantillonnage manuel de sang. Les fonctions d’entrée artérielle typiques dérivées de l’échantillonnage sanguin continu par rapport à l’échantillonnage manuel du sang (colonne gauche) et à l’échantillonnage continu du sang par rapport à l’approche dérivée de l’image (colonne droite) sont montrées. Les panneaux A-D démontrent les résultats de la mise en œuvre correcte du protocole chez deux animaux différents. Les panneaux E et F illustrent un résultat sous-optimal de la mesure. Toutes les données présentées ont été corrigées pour le facteur d’étalonnage croisé et l’arrière-plan. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Discussion

Les résultats présentés sont extraits d’un projet à plus grande échelle sur l’activité neuronale dans un modèle animal transgénique de la maladie de Huntington par rapport aux rats de type sauvage. Au total, 30 rats transgéniques et de type sauvage ont été cathéterisés et des prélèvements sanguins manuels et en ligne en parallèle à [¹⁸F]FDG-PET/CT ont été effectués. Trois AIF s de rats sauvages sont montrés ici pour démontrer l’éventail des résultats possibles du protocole. Les résultats du projet complet sur les changements de l’activité neuronale dans un modèle animal de la maladie de Huntington seront publiés ailleurs.

La méthode décrite ici permet un échantillonnage sanguin continu rapide et précis dans une grande cohorte et fournit un AIF sans espace pour la modélisation cinétique des données dynamiques DE TEP/CT chez les petits animaux. Une circulation sanguine externe est générée pour détecter l’activité temporelle réelle dans le sang des animaux; par conséquent, une perte de sang est évitée. L’intervention chirurgicale est basée sur Jespersen et coll.⁸ et a été modifiée pour répondre aux besoins d’échantillonnage de sang artériel pendant les mesures tep/TDM. Le système de shunt a été validé par Weber et coll.⁹. Avec la configuration utilisée ici, un volume sanguin externe d’environ 1,1 ml est en cours d’exécution à travers le système de détecteur-pompe. Un rat âgé de 4 mois a un volume sanguin total d’environ 30 ml. Le diamètre de la veine fémorale et de l’artère est d’environ 0,45-0,6 mm¹⁰ et doit être un peu amidonné pour insérer le cathéter utilisé.

L’AIF peut également être mesuré par collecte manuelle sporadique de sang ou être reconstruit à partir des premiers moments des images PET elle-même (dérivée de l’image). Les deux approches ont été exécutées avec les données présentées ici et comparées à l’échantillonnage continu de sang.

Par rapport à l’échantillonnage manuel de sang, avec l’échantillonnage de sang en ligne une résolution temporelle plus élevée notable (ici : 1800 points de données par 30 min) devient possible. Les prélèvements manuels de sang (ici : 5 points de données par 30 min) sont limités au volume sanguin présent chez le petit animal, car ces échantillons ne sont pas réinjectés dans la circulation de l’animal. En outre, un intervalle maximum de 10-15 s est techniquement implémentable et des informations importantes pour la modélisation cinétique est manquée. Cela peut également être vu dans les données présentées, comme une différence dans le maximum détecté d’échantillonnage sanguin continu et manuel est évident (Figure 3A,C,E). Avec l’échantillonnage de sang en ligne, le pic détecté était plus élevé qu’avec la fonction d’entrée dérivée de l’image de l’aorte^{ascendante 11} (Figure 3B,D,F). La fonction d’entrée dérivée de l’image est limitée à la résolution spatiale des scanners PET, ce qui entraîne des effets de volume partiel¹² et est affectée par les délais reconstruits.

Un avantage général de cette procédure continue d’échantillonnage du sang est que le traceur peut être appliqué par l’intermédiaire du cathéter, qui est moins sujet à la perturbation que l’injection par la veine latérale de queue. Gardez à l’esprit que le traceur doit être appliqué dans un volume modéré pour empêcher le traceur de rester au début du système de tube. Pour s’assurer qu’aucune activité ne reste dans le volume mort de la pièce En, elle est rincée avec une solution saline héparinisée par la suite. En outre, l’utilisation d’une pompe à perfusion est conseillée car elle permet l’ajustement de la vitesse de l’injection de traceur et peut contribuer à l’acquisition plus coordonnée du pic de radioactivité maximum avec l’échantillonnage manuel de sang¹³.

Il y a quelques difficultés possibles qui pourraient se produire pendant le traitement de protocole et peuvent être manipulées par le dépannage suivant. Une position sous-optimale des cathéters peut conduire à une exécution incomplète du protocole, donc s’assurer qu’ils sont fixés avec précision avec la suture proximale et que le cathéter est poussé 2-3 cm proximal dans le récipient. En outre, l’adhésif à la fibrine peut être utilisé. Aussi la formation de thrombi peut obstruer les cathéters. Cela peut être géré en augmentant la concentration d’héparine et le rinçage ultérieur des cathéters ou du système de tube. Un tel résultat sous-optimal dû au colmatage des cathéters est indiqué dans les résultats, le pic maximum est manqué (Figure 3E). Un autre point critique concernant la protection et le bien-être des animaux est la durée du flux sanguin extracorporel. Il est donc suggéré de réduire la longueur du système de tube à un minimum.

Lors de l’échantillonnage sanguin, trois corrections du FIA résultant doivent être prises en compte. Tout d’abord, la correction du plasma. Les traceurs équilibrent entre le plasma et les cellules sanguines, principalement les érythrocytes. Selon la vitesse à laquelle ces processus de diffusion sont, le traceur disponible est principalement présent dans le plasma. Pour certains traceurs, le rapport du plasma au sang entier doit être pris en considération, comme les plus lipophiles. Dans ces cas, l’activité plasmatique doit être déterminée. Si [¹⁸F]FDG est utilisé, il n’est pas nécessaire de centrifier le sang pour déterminer l’activité plasmatique, car il équilibre très rapidement entre le plasma et les globules rouges et la disponibilité de [¹⁸F]FDG dans le plasma est similaire à celle dans le sang entier. Deuxièmement, correction des métabolites. Beaucoup de traceurs sont métabolisés dans le sang entier et certains de ces métabolites sont encore étiquetés radioactivement¹⁴. Cette fraction est présente dans le SIA, mais n’est pas disponible pour l’apport tissulaire. Pour certains traceurs, les métabolites doivent être déterminés dans le sang entier ou le plasma et l’AIF doit être corrigé. Troisièmement, correction de dispersion. La dispersion est causée par plusieurs facteurs, y compris a) le décalage horaire systématique entre les heures d’arrivée du traceur dans le tissu par rapport au site d’échantillonnage périphérique (correction des retards) et b) et le frottis de la forme de l’AIF, comme le transport traceur dans le système de tube est influencé par son décalage de premier ordre (PT₁) cinétique. Plusieurs corrections basées sur la déconvolution ont été proposées, principalement basées sur le modèle d’Iida et coll.¹⁵, mais la plupart d’entre elles sont sensibles au bruit. Une méthode de correction qui contourne la déconvolution et est donc moins sujetteau bruit a été proposée par Munk et al.16 . Les mesures nécessaires pour estimer les paramètres de correction doivent être effectuées pour chaque combinaison de tubes et de traceurs utilisés. La correction de dispersion doit être faite avant la correction de délai de temps¹⁷. Cependant, principalement les processus de perfusion de tissu rapide sont affectés par la dispersion et il a également été démontré, que pour la modélisation de [¹⁸F]FDG études une correction de dispersion n’est pas absolument nécessaire¹⁸. Par conséquent, dans les exemples présentés, la correction de dispersion du SIA n’a pas été appliquée.

Un étalonnage approprié de l’étalonneur de dose sur place et son contrôle régulier de la qualité est une condition préalable pour le type de procédures d’étalonnage croisé présentée ici. Toutefois, si l’activité administrée à l’animal est mesurée avec le même étalonneur de dose, toute déviation dans l’exactitude sera annulée, à condition que l’écart soit constant et que la procédure complète d’étalonnage croisé ait été suivie, y compris corrections spécifiques aux nucléures (p. ex., pour des demi-vies variables ou un rapport de branchement différent). En utilisant une telle procédure d’étalonnage pour harmoniser les systèmes de TEP/CT utilisés dans les soins de santé et la recherche humaine, une précision d’au moins 5-10% pourrait être atteinte¹⁹^,²⁰.

Les AIF calibrés et corrigés générés par la mise en œuvre réussie de ce protocole permettent de quantifier les données TEP/CT pour la caractérisation des modèles de maladies animales, l’essai de nouvelles options thérapeutiques, l’établissement de nouveaux traceurs et le transfert de traceurs existants dans une autre espèce. Apparemment, l’échantillonnage continu de sang dans [¹⁸]FDG-PET/CT chez les rats fournit l’information la plus fiable pour le calcul de l’entrée dans la modélisation bio-cinétique. En tenant compte du métabolisme individuel, en particulier le dégagement du foie, une évaluation plus précise des effets pathologiques ou thérapeutiques pertinents est possible. Grâce à ce protocole pratique, une plus grande efficacité de l’analyse préclinique des données TEP/CT est facilement implémentable.

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient Susann Lehmann, Iloana Klamfuet et Petra Wolff pour le logement et les soins aux animaux et Matthias Wyss pour leur soutien lors de la mise en place du système d’échantillonnage du sang en ligne. Le petit animal PET/CT a été financé par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (INST 2268/6-1 FUGG).

Materials

Sugery for arteriovenous shunt
anesthesia station	Groppler
aneurysm clips	Aesculap	FT190T	5 mm, closing force 70 g
bulldog clamp	Aesculap		35 mm
dissectiong scissors BC165	Aesculap	490-866	dull, for skin preparation
heating mat
insulin syringe	Braun		30G
needle holder	medicon	11.62.18	micro surgical
pliers for aneurysm clips	Aesculap	FT 470T	Yasargil
portex fine bore polythene tubing	Smith Medical	800/100/200	ID 0.58 mm, OD 0.96 mm; PE50 equivalent tubing
surgical microscope with camera	Leica		M50 + MC120 HD
suture filaments 6.0			6.0, polypropylene
suture filaments 3.0			3.0, absorbable, braided
two anatomical forceps	Hammacher Soling	HSC601-11	micro surgery, 45°
vascular or corneal scissors	Geuder	G19605	micro surgery scissors
PET/CT imaging
dose calibrator ISOMED 2010	nivia instruments GmbH		for tracer portioning
Inveon PET/CT	Siemens
tracer (e.g. 18F-FDG)
manuel bloodsampling
capillary blood collection EDTA tube	KABE Labortechnik GmbH		GK 150 EDTA 200 µl
test tubes	SARSTEDT		5 ml, 75 x 12 mm, PS
well counter CAPTUS 700t	Capintec		manuel measurement of blood activity
automatic blood sampling
BD Venflon TM pro safety shielded IV catheter; 18 G (1.3 mm x 32 mm)	BD	3932269	luer connections (to fit in t-connections)
bloodsampler twilite two	swisstrace GmbH
combi stopper	Braun	4495101
heparin			50U/ml for tube flushing before the experiment and aspiration during catheter surgery
hypodermic needle			G23 x 1 1/4" / 0.6 x 30 mm
microprocessor controlled tubing pump	Ismatec/Cole-Parmer	ISM596	12 rollers, 2 channels
PSAMPLE modul of PMOD	PMOD
reduction connectors	Ismatec/Cole-Parmer	ISM569A	from ID 2.5 mm to ID 1.5 mm
silicone pump tubes	Ismatec/Cole-Parmer	070535-17-ND /SC0065N	for roller pump (yellow/blue/yellow ID 1.52 mm, WT 0.84 mm, OD 3.2 mm)
silicone pump tubes – adapter tubing	Ismatec/Cole-Parmer	SC 0107	black/black/black ID 0.76 mm, WT 0.86 mm, OD: 2.48 mm
t-piece or t-connections	Ismatec/Cole-Parmer	ISM 693A	ID 2.5 mm

Riferimenti

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Citazione di questo articolo

Mann, T., Kurth, J., Möller, A., Förster, J., Vollmar, B., Krause, B. J., Wree, A., Stenzel, J., Lindner, T. Continuous Blood Sampling in Small Animal Positron Emission Tomography/Computed Tomography Enables the Measurement of the Arterial Input Function. J. Vis. Exp. (150), e59701, doi:10.3791/59701 (2019).