Summary

VirWaTest, une méthode de point d'utilisation pour la détection des virus dans les échantillons d'eau

Published: May 11, 2019
doi:

Summary

Nous présentons ici VirWaTest, qui est une méthode simple, abordable et portable pour la concentration et la détection des virus à partir d’échantillons d’eau au point d’utilisation.

Abstract

Les virus excrétés par les humains et les animaux peuvent contaminer les sources d’eau et présenter un risque pour la santé humaine lorsque cette eau est utilisée pour boire, irriguer, laver, etc. L’indicateur classique des bactéries fécales ne vérifie pas toujours la présence d’agents pathogènes viraux, de sorte que la détection des agents pathogènes viraux et des indicateurs viraux est pertinente afin d’adopter des mesures d’atténuation des risques, en particulier dans les scénarios humanitaires et dans les zones où les flambées virales d’origine hydrique sont fréquentes.

À l’heure actuelle, plusieurs tests commerciaux permettant la quantification des bactéries indicateurs fécales (FIB) sont disponibles pour des tests au point d’utilisation. Cependant, de tels tests commerciaux ne sont pas disponibles pour la détection des virus. La détection des virus dans les échantillons d’eau de l’environnement nécessite de concentrer plusieurs litres en plus petits volumes. De plus, une fois concentrés, la détection des virus repose sur des méthodes telles que l’extraction de l’acide nucléique et la détection moléculaire (p. ex., les essais en chaîne de polymérase (PCR] des génomes viraux).

La méthode décrite ici permet la concentration de virus à partir d’échantillons d’eau de 10 L, ainsi que l’extraction d’acides nucléiques viraux au point d’utilisation, avec un équipement simple et portable. Cela permet de tester des échantillons d’eau au point d’utilisation de plusieurs virus et est utile dans les scénarios humanitaires, ainsi que dans n’importe quel contexte où un laboratoire équipé n’est pas disponible. Alternativement, la méthode permet de concentrer les virus présents dans les échantillons d’eau et l’expédition du concentré à un laboratoire à température ambiante pour une analyse plus approfondie.

Introduction

Pendant les premières phases de toute urgence humanitaire, l’accès à l’approvisionnement en eau potable, à l’assainissement et à l’hygiène est essentiel à la survie des personnes touchées. Par conséquent, la surveillance de la qualité de l’eau est une priorité pour prévenir les flambées d’origine hydrique. Il est bien connu que l’eau contaminée est souvent à l’origine de maladies, mais il est souvent difficile de déterminer les sources d’éclosions virales telles que le virus de l’hépatite E (VHE), même avec la disponibilité de méthodes de laboratoire conventionnelles. Le contrôle de la qualité de l’eau est basé sur la quantification de FIB1,2,3,4. Cependant, il a été largement documenté qu’il n’y a aucune corrélation entre l’absence de FIB et la présence d’agents pathogènes d’origine hydrique virale tels que le rotavirus (RoV), le norovirus (NoV), ou le VHE5,6. Ainsi, l’utilisation des critères de qualité de l’eau basés sur la FIB pourrait entraîner une sous-estimation des risques associés à la présence d’agents pathogènes viraux d’origine hydrique. La surveillance de virus indicateurs, tels que les adénovirus humains (HAdV), ou d’agents pathogènes spécifiques serait utile pour définir l’exposition aux agents pathogènes viraux et identifier la source potentielle de l’infection humaine7,8, 9,10 et en validant l’efficacité des mesures d’assainissement11.

Jusqu’à présent, la détection des virus dans ces scénarios reposait sur un personnel qualifié et une logistique complexe. VirWaTest (virwatest.org) vise le développement d’une méthode simple, abordable et portable pour la concentration et la détection subséquente des virus à partir d’échantillons d’eau au point d’utilisation.

La concentration du virus est basée sur le principe de la flocculation organique de 10 Échantillons d’eau L, par lequel les virus sont récupérés en plus petits volumes12,13. Les flocs sont recueillis et ajoutés à un tampon qui lyse les virus et empêche les acides nucléiques de se dégrader lorsqu’ils sont stockés à température ambiante pendant au plus 2 semaines.

La méthode d’extraction de l’acide nucléique est basée sur l’utilisation de particules magnétiques auxquelles les acides nucléiques obtiennent adsorbed. Ils peuvent être transférés d’un tampon de lavage à un autre et enfin dans le tampon d’élution à l’aide d’une pipette magnétique à laquelle les particules se fixent. Les suspensions d’acide nucléique viral obtenues peuvent être expédiées à un laboratoire de référence où la détection peut être effectuée à l’aide de méthodes moléculaires basées sur pcR. Pour chaque extraction d’acide nucléique, deux quantités différentes sont testées pour exclure l’inhibition enzymatique provenant de l’échantillon. Alternativement, avec une disponibilité minimale de l’équipement, les tests PCR peuvent être exécutés au point d’utilisation. L’ensemble du processus est conçu pour être exécuté indépendamment d’une alimentation électrique (figure 1).

Un essai quantitatif de PCR pour détecter le HAdV, excrété par l’homme et trouvé dans des échantillons d’eaux usées en concentrations élevées, a été adapté pour être exécuté au point d’utilisation. Le VHA est utilisé comme indicateur viral fécal humain. Un PCR pour la quantification du bactériophage MS2 a également été adapté puisque MS2 est utilisé dans VirWaTest comme contrôle des processus. La méthode peut être personnalisée pour la détection de tout virus d’intérêt.

Après le développement, la méthode VirWaTest a été appliquée par les utilisateurs dans deux contextes différents en République d’Afrique centrale (RCA) et en Equateur, fournissant des commentaires sur l’application du protocole dans des situations réelles.

À notre connaissance, il s’agit de la première procédure qui permet la concentration et la détection des virus au point d’utilisation, indépendamment de toute alimentation électrique, de gros équipements et de conditions de congélation/refroidissement. Il est recommandé de prélever deux répliques de chaque échantillon d’eau afin d’obtenir des résultats robustes.

Protocol

1. Préparation et emballage REMARQUE : Les matériaux/équipements à emballés figurent dans le tableau 1. Utilisez des gants pour manipuler les réactifs nécessaires au contrôle des processus, les réactifs de concentration, les réactifs d’extraction d’acide nucléique et les réactifs de détection. Portez des lunettes de protection pour manipuler les réactifs requis pour l’extraction d’acide nucléique. Contrôle du processus Prép…

Representative Results

Développement de méthodes Cette procédure a été développée dans le Laboratoire des virus contaminants de l’eau et de l’alimentation avec la collaboration de GenIUL et d’Oxfam Intermon. Il se compose de trois étapes différentes. La première, la concentration virale de particules, est une adaptation d’une méthode de flocculation du lait écrémé précédemment décrite12,</…

Discussion

La méthode VirWaTest permet la concentration de virus et l’extraction d’acide nucléique à partir d’échantillons d’eau au point d’utilisation par des utilisateurs non expérimentés. Il s’agit d’un protocole abordable, rapide et simple. La concentration est basée sur le principe de la flocculation organique à l’aide de lait écrémé, par lequel le pH faible et les conditions de conductivité élevée font des protéines de lait écrémés agréger en flocs les virus adsorb à. Lorsque les flocs se sédimentent, il …

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

VirWaTest était un projet de recherche financé par le programme HIF (Fonds humanitaire d’innovation) de l’ELHRA (Améliorer l’apprentissage et la recherche pour l’aide humanitaire). Les auteurs reconnaissent les équipes wash qui ont gentiment collaboré à cette étude. L’analyse des échantillons en Equateur a été financée par Oxfam Equateur et Direccion de Investigaciones de la Universidad de las Americas (AMB. BRT.17.01). S. Bofill-Mas est boursier Serra-Hunter à l’Université de Barcelone.

Materials

5x HOT FIREPol Probe qPCR Mix Plus (ROX) Solis BioDyne 08-14-00001 Includes Solis Biodyne's 5x HOT FIREPol Probe qPCR Mix Plus (qPCR Mix), 50 Reactions
8-Microtube Strips with Caps dD Biolab 840637 Low Profile, Thin Walls, Adapted for Quantitative and Qualitative PCR
Aquagenx CBT E. coli Kit Aquagenx, LLC ECCBT10 10 Tests per Kit
Batteries and Power Adapters for Magnetic Stirrer GenIUL 900011674 Includes 12V car power adapter
Bucket Support GenIUL 900011648 Aluminium support
Bucket, 10 L Cater4You 10LTR Polypropilene, Tamperproof, Clear color
Centrifuge Tube, 50 mL LabBox CTSP-E50-050 Polypropylene, Sterile, Graduated, With Skirt
Citric Acid 1-Hydrate, 500 g PanReac AppliChem 1410181211 Pure, Pharma Grade, 1 Kilogram
Clear PET Bottle LabBox FPET-500-088 Clear Color, PET, Cap Not Included
Difco Skim Milk, 500 g Becton Dickinson 232100 Dehydrated
DNA/RNA Shield, 250 mL Zymo Research R1100-250 DNA/RNA Preservation Medium, 250 mL
Easy9 Pipette Controller LabBox EAS9-001-001 0.3 μm filter, Pipettes from 0.1 to 100 mL, Autoclavable silicone pipette holder
Eppendorf Tube, 0.5 mL Eppendorf 0030121023 Polypropilene, Safe-Lock
Eppendorf Tube, 2 mL Eppendorf 0030120094 Polypropilene, Safe-Lock
Eppendorf Tube, 5 mL dD Biolab 999542 Polypropylene, Sterile, Graduated
Ethanol 96% V/V, 1 L Panreac AppliChem 361085-1611 For UV, IR  and HPLC
Laboratory Tweezers LabBox FORS-007-002 Thin, Curved End, L= 120 mm
Magnetic Stirrer GenIUL 900017000 Battery-powered
Marker dD Biolab 929203 Black, Extra fine Tip, Water Resistant, Fast Drying, For Plastic and Glassware
Micro Rota-Rack for Microtubes dD Biolab 37782 4 Modules, L x W x H= 208 x 100 x 100 mm
Mini8 Real-Time PCR Cycler Coyote Biosciences, China Mini-8 Portable, Works with 12V Power Supplies or External Batteries, Two channels, Capacity for 8 Tubes
NucliSens Lysis Buffer Biomerieux 200292 Reagents for up to 48 Isolations, Store at Ambient Temperature
Open Tip Serological Pipette, 10 mL Deltalab 900136N Sterile, Individually Wrapped (Paper/Plastic)
PE Screw Cap PP28 LabBox TP28-004-020 For PET Bottles
pH Indicator Strip LabBox WSPH-001-001 Range pH 2.8 to pH 4.4, 50 Strips per Pack
Plastic Test Tube Quimikals 300913 Includes Cap
Polyethylene Pasteur Pipette LabBox PIPP-003-500 Graduated, 7 mL Overall Volume, Non-Sterile
Polypropylene Screw Flask With Screw Cap, 150 mL Deltalab 409726 Screw cap, Sterile, graduated up to 100 mL
Polypropylene Screw Flask With Screw Cap, 60 mL Deltalab 409526G Screw cap, Sterile, Graduated up to 50 mL
Powder Powder Detergent Regular Powder Soap for washing clothes
Power Cables for Magnetic Stirrer GenIUL 900011692 Connection between batteries and magnetic stirrers
QuickPick Magnetic Tool BioNobile 24001 Hand-held tool for magnetic particles
QuickPick Tips in Box BioNobile 24296 RNase-Free, Autoclaved, 96 Units
QuickPick XL gDNA Magnetic Particles BioNobile SN51100 3.2 mL
Sea Salts Sigma-Aldrich S9883-500G An artificial salt mixture closely resembling the composition of the dissolved salts of ocean water
Silicone Tubing LabBox SILT-006-005 Roll of 5 Meters, Inner  ø x Outer  ø= 6 x 10 mm
Sodium Hydroxide Pellets, 98.5 – 100.5% VWR Chemicals 28244295 Pellets, 1 Kg
Solar Rotary Platform SOL-EXPERT Group 70020 Acrylic Plate, 10 RPM, Supports up to 300 Grams
SOLIScript 1-step Probe Kit Solis BioDyne 08-57-00250 Includes Solis Biodyne's 5x One-Step Probe Mix (qPCR Mix) and 40x One-Step SOLIScript Mix (Reverse Transcriptase Enzyme), 250 Reactions
SPEEDTOOLS RNA Virus Extraction Kit BioTools 21.141-4197 Includes BioTools's BAW Buffer (Washing Buffer 1), BAV3 Buffer (Washing Buffer 2 and 3) and BRE Buffer (Elution Buffer).
SpinBar Octhaedral Stirring Magnet dD Biolab 045926 Pivot Ring, L x  ø = 38 x 8 mm, Blue
Tape-End Serological Pipette, 10 mL Deltalab PN10E1 Sterile, Individually Wrapped (Paper/Plastic)
Tape-End Serological Pipette, 50 mL Deltalab 900043 Sterile, Individually Wrapped (Paper/Plastic)
Termi-DNA-Tor – Nucleic Acid Remover BioTools 22001-4291 Remover of nucleic acids, bacteria, fungi and mycoplasma from material and surfaces, 450 mL
Water Molecular Biology Reagent, 1L Sigma-Aldrich W4502-1L Nuclease and Protease Free, 0.1 μm Filtered
Whirl-Pak Bag, 540 mL Deltalab 200361 Stable bottom
Zip Lock Plain Bag LabBox BZIP-080-100 Polyethylene, L x W= 120 x 80 mm

Riferimenti

  1. The Sphere Project. . The Sphere Project: Humanitarian Charter and Minimum Standards in Humanitarian Response. , (2011).
  2. Bartram, J., et al. . Water Safety Plan Manual:Step-by-step risk management for drinking-water suppliers. , (2009).
  3. World Health Organization. . Guidelines for Drinking-water Quality. , (2011).
  4. World Health Organization. . 25 Years Progress on Sanitation and Drinking Water. , (2015).
  5. Girones, R., et al. Molecular detection of pathogens in water – The pros and cons of molecular techniques. Water Research. 44 (15), 4325-4339 (2010).
  6. Rodriguez-Manzano, J., et al. Standard and new fecal indicators and pathogens in sewage treatment plants, microbiological parameters for improving the control of reclaimed water. Water Science and Technology. 66 (12), 2517-2523 (2012).
  7. Puig, M., et al. Detection of adenoviruses and enteroviruses in polluted waters by nested PCR amplification. Applied and Environmental Microbiology. 60 (8), 2963-2970 (1994).
  8. Carter, M. J. Enterically infecting viruses: Pathogenicity, transmission and significance for food and waterborne infection. Journal of Applied Microbiology. 98 (6), 1354-1380 (2005).
  9. Bofill-Mas, S., Pina, S., Girones, R. Documenting the epidemiologic patterns of polyomaviruses in human populations by studying their presence in urban sewage. Applied and Environmental Microbiology. 66 (1), 238-245 (2000).
  10. Bofill-Mas, S., et al. Quantification and stability of human adenoviruses and polyomavirus JCPyV in wastewater matrices. Applied and Environmental Microbiology. 72 (12), 7894-7896 (2006).
  11. Rames, E., Roiko, A., Stratton, H., Macdonald, J. Technical aspects of using human adenovirus as a viral water quality indicator. Water Research. 96, 308-326 (2016).
  12. Calgua, B., et al. Development and application of a one-step low cost procedure to concentrate viruses from seawater samples. Journal of Virological Methods. 153 (2), 79-83 (2008).
  13. Bofill-Mas, S., et al. Cost-effective method for microbial source tracking using specific human and animal viruses. Journal of Visualized Experiments. 58, 5-9 (2011).
  14. International Organization for Standardization. . ISO 10705-1:1995: Water quality – Detection and enumeration of bacteriophages – Part 1: Enumeration of F-specific RNA bacteriophages. , (1995).
  15. Hernroth, B. E., Conden-Hansson, A. C., Rehnstam-Holm, A. S., Girones, R., Allard, A. K. Environmental factors influencing human viral pathogens and their potential indicator organisms in the blue mussel, Mytilus edulis: the first Scandinavian report. Applied and Environmental Microbiology. 68 (9), 4523-4533 (2002).
  16. Pecson, B. M., Martin, L. V., Kohn, T. Quantitative PCR for determining the infectivity of bacteriophage MS2 upon inactivation by heat, UV-B radiation, and singlet oxygen: Advantages and limitations of an enzymatic treatment to reduce false-positive results. Applied and Environmental Microbiology. 75 (17), 5544-5554 (2009).
  17. Calgua, B., Barardi, C. R. M., Bofill-Mas, S., Rodriguez-Manzano, J., Girones, R. Detection and quantitation of infectious human adenoviruses and JC polyomaviruses in water by immunofluorescence assay. Journal of Virological Methods. 171 (1), 1-7 (2011).
  18. Bofill-Mas, S., et al. Cost-effective method for microbial source tracking using specific human and animal viruses. Journal of Visualized Experiments. (58), e2820 (2011).
  19. Gonzales-Gustavson, E., et al. Characterization of the efficiency and uncertainty of skimmed milk flocculation for the simultaneous concentration and quantification of water-borne viruses, bacteria and protozoa. Journal of Microbiological Methods. 134, 46-53 (2017).

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Citazione di questo articolo
Aguado, D., Fores, E., Guerrero-Latorre, L., Rusiñol, M., Martínez-Puchol, S., Codony, F., Girones, R., Bofill-Mas, S. VirWaTest, A Point-of-Use Method for the Detection of Viruses in Water Samples. J. Vis. Exp. (147), e59463, doi:10.3791/59463 (2019).

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