Summary

Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell zur Untersuchung der axonalen Hemmung und Regeneration

Published: May 05, 2020
doi:

Summary

Dieses Protokoll beschreibt einen reproduzierbaren Ansatz zur Gesichtsnervenchirurgie im Rattenmodell, einschließlich Beschreibungen verschiedener induzierbarer Verletzungsmuster.

Abstract

Dieses Protokoll beschreibt konsistente und reproduzierbare Methoden zur Untersuchung der axonalen Regeneration und Hemmung in einem Modell für Die Nervenverletzungen der Ratte. Der Gesichtsnerv kann über seine gesamte Länge, vom intrakraniellen Segment bis zu seinem extratemporalen Verlauf, manipuliert werden. Es gibt drei primäre Arten von Nervenverletzungen, die für die experimentelle Untersuchung von regenerativen Eigenschaften verwendet werden: Nervenzerkleinerung, Transektion und Nervenspalt. Die Bandbreite der möglichen Interventionen ist riesig, einschließlich chirurgischer Manipulation des Nervs, Lieferung von neuroaktiven Reagenzien oder Zellen, und entweder zentrale oder Endorgan-Manipulationen. Zu den Vorteilen dieses Modells für die Untersuchung der Nervenregeneration gehören Einfachheit, Reproduzierbarkeit, Konsistenz zwischen Denspezies, zuverlässige Überlebensraten der Ratte und eine erhöhte anatomische Größe im Vergleich zu murinen Modellen. Seine Einschränkungen beinhalten eine begrenztere genetische Manipulation im Vergleich zum Mausmodell und die regenerationsliche Fähigkeit der Ratte, so dass der Gesichtsnervenforscher die Zeitpunkte für die Genesung sorgfältig bewerten muss und ob Ergebnisse in höhere Tiere und Studien am Menschen übersetzt werden sollen. Das Rattenmodell für Gesichtsnervenverletzungen ermöglicht funktionelle, elektrophysiologische und histomorphometrische Parameter für die Interpretation und den Vergleich der Nervenregeneration. Damit bietet es ein enormes Potenzial, das Verständnis und die Behandlung der verheerenden Folgen von Gesichtsnervenverletzungen bei menschlichen Patienten zu fördern.

Introduction

Cranial-Nervenverletzungen im Kopf- und Nackenbereich können sekundär zu angeborenen, infektiösen, idiopathischen, iatrogenen, traumatischen, neurologischen, onkologischen oder systemischen Ätiologien1sein. Der Hirnnerv VII, oder der Gesichtsnerv, ist häufig betroffen. Die Inzidenz von Gesichtsnerven dysfunktion kann signifikant sein, da es betrifft 20 bis 30 pro 100.000 Menschen jedes Jahr2. Die wichtigsten motorischen Zweige des Gesichtsnervs sind die zeitlichen, zygomatischen, bukkalen, marginalen Unterkiefer- und Zervixzweige; Je nach beteiligtem Zweig können die Folgen orale Inkompetenz oder Trunkenheit, Hornhauttrockenheit, Gesichtsfeldverstopfung sekundär zu Ptosis, Dysarthrie oder Gesichtsasymmetrie2,,3. Langfristige Morbidität umfasst das Phänomen der Synkinese, oder unfreiwillige Bewegung einer Gesichtsmuskelgruppe, mit versuchter freiwilliger Kontraktion einer ausgeprägten Gesichtsmuskelgruppe. Okulare-orale Synkinese ist die häufigste der aberranten Regeneration als Fortsetzung der Gesichtsnervenverletzung und verursacht funktionelle Beeinträchtigung, Peinlichkeit, vermindertes Selbstwertgefühl und schlechte Lebensqualität3. Die Verletzung einzelner Zweige bestimmt die Funktionen, die selektiv kompromittiert werden.

Die klinische Behandlung von Gesichtsnervenverletzungen ist nicht gut standardisiert und bedarf weiterer Forschung, um die Ergebnisse zu verbessern. Steroide können akute Schwellung des Gesichtsnervs lindern, während Botox für die befristeung synkinetischer Bewegungen nützlich ist; aber, die primären rekonstruktiven Optionen in der Bewaffnung des Praktikers beinhalten chirurgische Intervention durch Nervenreparatur, Substitution oder Reanimation3,4,5,6. Je nach Art der erlittenen Gesichtsnervenverletzung kann der Gesichtsnervenchirurg eine Reihe von Optionen nutzen. Für eine einfache Transektion ist Nervenreanastomose nützlich, während die Reparatur von Kabeltransplantaten besser für einen Nervendefekt geeignet ist; für eine Wiederherstellung der Funktion kann der Chirurg entweder statische oder dynamische Gesichtsreanimationsverfahren wählen. In vielen Fällen von Gesichtsnervenverletzungen und anschließender Reparatur, auch in den Händen erfahrener Gesichtsnervenchirurgen, führt das beste Ergebnis immer noch zu anhaltender Gesichtsasymmetrie und funktionellem Kompromiss7.

Diese suboptimalen Ergebnisse haben umfangreiche Forschung über die Regeneration der Gesichtsnerven angespornt. Zu den allgemeinen Themen von Interesse gehören die Perfektionierung und Innovierung von Nervenreparaturtechniken, die Bestimmung der Wirkung verschiedener Nervenregenerationsfaktoren und die Bewertung des Potenzials spezifischer neuronaler Inhibitoren zur Bekämpfung des langfristigen Ergebnisses der Synkinese8,9,10,11. Während In-vitro-Modelle verwendet werden können, um einige Merkmale von Wachstums- oder Hemmfaktoren zu bewerten, lässt sich eine echte translationale Forschung zu diesem Thema am besten über übersetzbare Tiermodelle ablesen.

Die Entscheidung, welches Tiermodell verwendet werden soll, kann eine Herausforderung sein, da Forscher sowohl große Tiere wie Schafe als auch Kleintiermodelle wie Mäuse12,13verwendet haben. Während große Tiermodelle eine ideale anatomische Visualisierung bieten, erfordert ihre Verwendung spezielle Ausrüstung und Personal, das nicht leicht oder leicht verfügbar ist. Darüber hinaus könnte die Durchführung einer Studie zum Nachweis der Wirkung sehr kostenprohibitiv sein und möglicherweise nicht im Durchführbarkeitsbereich vieler wissenschaftlicher Zentren liegen. So wird das Kleintiermodell am häufigsten genutzt. Das Mausmodell kann für die Bewertung einer Reihe von Ergebnissen im Zusammenhang mit Gesichtsnervenchirurgie verwendet werden; Die begrenzte Länge des Nervs kann jedoch die Fähigkeit des Wissenschaftlers einschränken, bestimmte Muster zu modellieren, wie z. B. eine Verletzung mit großen Lücken14.

So hat sich der Ratte murin Prototyp als Arbeitspferd-Modell, durch das der Wissenschaftler innovative chirurgische Verfahren durchführen oder hemmende oder wachstumsfördernde Faktoren nutzen und die Wirkung über eine breite Palette von Ergebnisparametern bewerten kann. Die Anatomie der Ratte im Gesichtsnerv wird vorhersehbar und leicht reproduzierbar angegangen. Seine größere Skala, im Vergleich zum Mausmodell, ermöglicht die Modellierung einer breiten Palette von chirurgischen Defekten, von einfachen Transektion bis 5 mm Lücken15,16. Dies ermöglicht ferner die Anwendung komplexer Eingriffe an der Defektstelle, einschließlich der topischen Platzierung von Faktor, intraneuralen Injektionen des Faktors und der Platzierung von Isograften oder Brücken17,18,19,20,21,22,23.

Die gefügige Natur der Ratte, ihre zuverlässige Anatomie und ihre Neigung zur effektiven Nervenregeneration ermöglicht die Sammlung vieler Ergebnismaßnahmen als Reaktion auf die oben genannten chirurgischen Muster der Verletzung24. Über das Rattenmodell ist der Gesichtsnervenforscher in der Lage, elektrophysiologische Reaktionen auf Verletzungen, Nerven- und Muskelhistologische Ergebnisse über Immunhistochemie, funktionelle Ergebnisse über die Verfolgung des Vibrissalpads und die Beurteilung des Augenverschlusses sowie mikro- und makroskopische Veränderungen mittels fluoreszierender oder konfokaler Mikroskopie, unter anderem11,22,23,25,26,27,28,29, zu bewerten. So wird das folgende Protokoll einen chirurgischen Ansatz für den Gesichtsnerv der Ratte und die Verletzungsmuster skizzieren, die induziert werden können.

Protocol

Alle Interventionen wurden in strikter Übereinstimmung mit den Richtlinien der National Institutes of Health (NIH) durchgeführt. Das experimentelle Protokoll wurde vor der Umsetzung vom Institutional Animal Care & Use Committee (IACUC) der University of Michigan genehmigt. Zehn Wochen alte erwachsene weibliche Sprague-Dawley Ratten wurden verwendet. 1. Vor dem operativen Tag Stellen Sie vor dem Operationstag einen angemessenen Vorrat an sterilisierten chirurgischen Instrumenten, sc…

Representative Results

Nach dem ersten chirurgischen Eingriff gibt es zwei Haupttypen von Ergebnismessungen: serielle Messungen im lebenden Tier und Messungen, die ein Opfer des Tieres erfordern. Beispiele für serielle Messungen sind elektrophysiologische Assays, wie eine zusammengesetzte Muskelwirkungspotentialmessung30, Bewertungen der Gesichtsmuskelbewegung mittels laserunterstützter oder Videografie bedeutet9, oder sogar repetitive Live-Bildgebung des Nachwa…

Discussion

Das Modell der Gesichtsnervenverletzung der Ratte hat sich aufgrund seiner chirurgischen Zugänglichkeit, seines Verzweigungsmusters und seiner physiologischen Bedeutung27,29,33,34,35,36als das vielseitigste System für die Bewertung neurotropher Faktoren herauskristallisiert. Die Kombination von Videodemonstration und Anwend…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

S.A.A. wird von der American Academy of Facial Plastic and Reconstructive Surgery Leslie Bernstein Grants Program finanziert.

Materials

1.8% isoflurane VetOne 13985-030-40
11-0 nylon microsutures AROSuture TK-117038
4-0 monocryl suture VWR 75982-084
Buprenorphine SR ZooPharm MIF 900-006
Carprofen Sigma-Aldrich MFCD00079028
Chlorhexidine VWR IC19135805
Jeweler forceps VWR 21909-458
Micro Weitlaner retractor VWR 82030-146
Micro-scissors VWR 100492-348
Mini tenotomy scissors VWR 89023-522
Number 15 scalpel blade VWR 102097-834
Operating microscope Leica
Petrolatum eye gel Pharmaderm B002LUWBEK
Sterile water VWR 89125-834
Tissue adhesive Vetbond, 3M NC9259532
Water conductor pad Aqua Relief System ARS2000B

Riferimenti

  1. Chan, J. Y. K., Byrne, P. J. Management of facial paralysis in the 21st century. Facial Plastic Surgery. 27 (4), 346-357 (2011).
  2. Razfar, A., Lee, M. K., Massry, G. G., Azizzadeh, B. Facial Paralysis Reconstruction. Otolaryngologic Clinics of North America. 49 (2), 459-473 (2016).
  3. Couch, S. M., Chundury, R. V., Holds, J. B. Subjective and objective outcome measures in the treatment of facial nerve synkinesis with onabotulinumtoxinA (Botox). Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 30 (3), 246-250 (2014).
  4. Wei, L. A., Diels, J., Lucarelli, M. J. Treating buccinator with botulinum toxin in patients with facial synkinesis: A previously overlooked target. Ophthalmic Plastic and Reconstructive Surgery. 32 (2), 138-141 (2016).
  5. Cooper, L., Lui, M., Nduka, C. Botulinum toxin treatment for facial palsy: A review. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 70 (6), 833-841 (2017).
  6. Choi, K. H., et al. Botulinum toxin injection of both sides of the face to treat post-paralytic facial synkinesis. Journal of Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery. 66 (8), 1058-1063 (2013).
  7. Yang, X. N., et al. Peripheral nerve repair with epimysium conduit. Biomaterials. 34 (22), 5606-5616 (2013).
  8. Banks, C. A., et al. Long-term functional recovery after facial nerve transection and repair in the rat. Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (3), 210-216 (2015).
  9. Hadlock, T. A., Kowaleski, J., Lo, D., MacKinnon, S. E., Heaton, J. T. Rodent facial nerve recovery after selected lesions and repair techniques. Plastic and Reconstructive Surgery. 125 (1), 99-109 (2010).
  10. Hadlock, T., et al. The effect of electrical and mechanical stimulation on the regenerating rodent facial nerve. Laryngoscope. 120 (6), 1094-1102 (2009).
  11. Hadlock, T., et al. Functional assessments of the rodent facial nerve: A synkinesis model. Laryngoscope. 118 (10), 1744-1749 (2008).
  12. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Neurological Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  13. Wanner, R., et al. Functional and Molecular Characterization of a Novel Traumatic Peripheral Nerve–Muscle Injury Model. NeuroMolecular Medicine. 19 (2-3), 357-374 (2017).
  14. Olmstead, D. N., et al. Facial nerve axotomy in mice: A model to study motoneuron response to injury. Journal of Visualized Experiments. (96), e52382 (2015).
  15. Maeda, T., Hori, S., Sasaki, S., Maruo, S. Effects of tension at the site of coaptation on recovery of sciatic nerve function after neurorrhaphy: Evaluation by walking-track measurement, electrophysiology, histomorphometry, and electron probe X-ray microanalysis. Microsurgery. 19 (4), 200-207 (1999).
  16. Zhang, F., Inserra, M., Richards, L., Terris, D. J., Lineaweaver, W. C. Quantification of nerve tension after nerve repair: Correlations with nerve defects and nerve regeneration. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (6), 445-451 (2001).
  17. Macfarlane, B. V., Wright, A., Benson, H. A. E. Reversible blockade of retrograde axonal transport in the rat sciatic nerve by vincristine. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 49 (1), 97-101 (1997).
  18. Stromberg, B. V., Vlastou, C., Earle, A. S. Effect of nerve graft polarity on nerve regeneration and function. Journal of Hand Surgery. 4 (5), 444-445 (1979).
  19. Sotereanos, D. G., et al. Reversing nerve-graft polarity in a rat model: The effect on function. Journal of Reconstructive Microsurgery. 8 (4), 303-307 (1992).
  20. Whitlock, E. L., et al. Ropivacaine-induced peripheral nerve injection injury in the rodent model. Anesthesia and Analgesia. 111 (1), 214-220 (2010).
  21. Lloyd, B. M., et al. Use of motor nerve material in peripheral nerve repair with conduits. Microsurgery. 27 (2), 138-145 (2007).
  22. Kawamura, D. H., et al. Regeneration through nerve isografts is independent of nerve geometry. Journal of Reconstructive Microsurgery. 21 (4), 243-249 (2005).
  23. Brenner, M. J., et al. Repair of motor nerve gaps with sensory nerve inhibits regeneration in rats. Laryngoscope. 116 (9), 1685-1692 (2006).
  24. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  25. Heaton, J. T., et al. A system for studying facial nerve function in rats through simultaneous bilateral monitoring of eyelid and whisker movements. Journal of Neuroscience Methods. 171 (2), 197-206 (2008).
  26. Magill, C. K., Moore, A. M., Borschel, G. H., Mackinnon, S. E. A new model for facial nerve research: The novel transgenic Thy1-GFP rat. Archives of Facial Plastic Surgery. 12 (5), 315-320 (2010).
  27. Guntinas-Lichius, O., et al. Factors limiting motor recovery after facial nerve transection in the rat: Combined structural and functional analyses. European Journal of Neuroscience. 21 (2), 391-402 (2005).
  28. Skouras, E., et al. Manual stimulation, but not acute electrical stimulation prior to reconstructive surgery, improves functional recovery after facial nerve injury in rats. Restorative Neurology and Neuroscience. 27 (3), 237-251 (2009).
  29. Bischoff, A., et al. Manual stimulation of the orbicularis oculi muscle improves eyelid closure after facial nerve injury in adult rats. Muscle and Nerve. 39 (2), 197-205 (2009).
  30. Schulz, A., Walther, C., Morrison, H., Bauer, R. In vivo electrophysiological measurements on mouse sciatic nerves. Journal of Visualized Experiments. (86), e51181 (2014).
  31. Placheta, E., et al. Macroscopic in vivo imaging of facial nerve regeneration in Thy1-GFP rats. JAMA Facial Plastic Surgery. 17 (1), 8-15 (2015).
  32. Moore, A. M., et al. A transgenic rat expressing green fluorescent protein (GFP) in peripheral nerves provides a new hindlimb model for the study of nerve injury and regeneration. Journal of Neuroscience Methods. 204 (1), 19-27 (2012).
  33. Grosheva, M., et al. Early and continued manual stimulation is required for long-term recovery after facial nerve injury. Muscle and Nerve. 57 (1), 100-106 (2018).
  34. Grosheva, M., et al. Comparison of trophic factors’ expression between paralyzed and recovering muscles after facial nerve injury. A quantitative analysis in time course. Experimental Neurology. 279, 137-148 (2016).
  35. Grosheva, M., et al. Local stabilization of microtubule assembly improves recovery of facial nerve function after repair. Experimental Neurology. 209 (1), 131-144 (2008).
  36. Angelov, D. N., et al. Mechanical stimulation of paralyzed vibrissal muscles following facial nerve injury in adult rat promotes full recovery of whisking. Neurobiology of Disease. 26 (1), 229-242 (2007).
  37. Tomov, T. L., et al. An example of neural plasticity evoked by putative behavioral demand and early use of vibrissal hairs after facial nerve transection. Experimental Neurology. 178 (2), 207-218 (2002).
  38. Streppel, M., et al. Focal application of neutralizing antibodies to soluble neurotrophic factors reduces collateral axonal branching after peripheral nerve lesion. European Journal of Neuroscience. 15 (8), 1327-1342 (2002).
  39. Peeva, G. P., et al. Improved outcome of facial nerve repair in rats is associated with enhanced regenerative response of motoneurons and augmented neocortical plasticity. European Journal of Neuroscience. 24 (8), 2152-2162 (2006).
  40. Pavlov, S. P., et al. Manually-stimulated recovery of motor function after facial nerve injury requires intact sensory input. Experimental Neurology. 211 (1), 292-300 (2008).
  41. Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Experimental Neurology. 172 (1), 70-80 (2001).
  42. Guntinas-Lichius, O., Angelov, D. N., Stennert, E., Neiss, W. F. Delayed hypoglossal-facial nerve suture after predegeneration of the peripheral facial nerve stump improves the innervation of mimetic musculature by hypoglossal motoneurons. Journal of Comparative Neurology. 387 (2), 234-242 (1997).
  43. Sinis, N., et al. Electrical stimulation of paralyzed vibrissal muscles reduces endplate reinnervation and does not promote motor recovery after facial nerve repair in rats. Annals of Anatomy. 191 (4), 356-370 (2009).
  44. Kiryakova, S., et al. Recovery of whisking function promoted by manual stimulation of the vibrissal muscles after facial nerve injury requires insulin-like growth factor 1 (IGF-1). Experimental Neurology. 222 (2), 226-234 (2010).
  45. Banati, R. B., et al. Early and rapid de novo synthesis of Alzheimer βA4-Amyloid precursor protein (APP) in activated microglia. Glia. 9 (3), 199-210 (1993).
  46. Blinzinger, K., Kreutzberg, G. Displacement of synaptic terminals from regenerating motoneurons by microglial cells. Zeitschrift für Zellforschung und Mikroskopische Anatomie. 85 (2), 145-157 (1968).
  47. Rieske, E., et al. Microglia and microglia-derived brain macrophages in culture: generation from axotomized rat facial nuclei, identification and characterization in vitro. Brain Research. 492 (1-2), 1-14 (1989).
  48. Matsumoto, K., et al. Peripheral nerve regeneration across an 80-mm gap bridged by a polyglycolic acid (PGA)-collagen tube filled with laminin-coated collagen fibers: A histological and electrophysiological evaluation of regenerated nerves. Brain Research. 868 (2), 315-328 (2000).
  49. Mattsson, P., Janson, A. M., Aldskogius, H., Svensson, M. Nimodipine promotes regeneration and functional recovery after intracranial facial nerve crush. Journal of Comparative Neurology. 437 (1), 106-117 (2001).
  50. Yian, C. H., Paniello, R. C., Gershon Spector, J. Inhibition of motor nerve regeneration in a rabbit facial nerve model. Laryngoscope. 111 (5), 786-791 (2001).
  51. Angelov, D. N., et al. Nimodipine accelerates axonal sprouting after surgical repair of rat facial nerve. Journal of Neuroscience. 16 (3), 1041-1048 (1996).

Play Video

Citazione di questo articolo
Ali, S. A., Stebbins, A. W., Hanks, J. E., Kupfer, R. A., Hogikyan, N. D., Feldman, E. L., Brenner, M. J. Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration. J. Vis. Exp. (159), e59224, doi:10.3791/59224 (2020).

View Video