Summary

Modélisation de la tuberculose chez Mycobacterium marinum adultes infectés poisson zèbre

Published: October 08, 2018
doi:

Summary

Nous présentons ici un protocole à la tuberculose humaine de modèle dans un poisson-zèbre adulte à l’aide de son naturel pathogène Mycobacterium marinum. Extraits ADN et l’ARN des organes internes du poisson-zèbre infecté peuvent servir à révéler que le total mycobactériens charge dans le poisson et les réponses immunitaires de l’hôte avec le qPCR.

Abstract

Mycobacterium tuberculosis est actuellement la plus meurtrière pathogène humain causant des infections 10,4 millions et 1,7 millions de décès chaque année. L’exposition à cette bactérie provoque un spectre large de la maladie chez les humains, allant d’une infection stérilisée à une maladie mortelle activement progresse. La forme la plus courante est la tuberculose latente, qui est asymptomatique, mais a le potentiel pour réactiver en une maladie fulminante. Poisson zèbre adulte et son naturel pathogène Mycobacterium marinum ont récemment prouvé un modèle il y a lieu d’étudier le spectre large de la maladie de la tuberculose. Ce qui est important, latence spontanée et réactivation ainsi que des réponses immunitaires adaptatives dans le cadre des infections à mycobactéries peuvent être étudiées dans ce modèle. Dans cet article, nous décrivons des méthodes pour l’infection expérimentale de poisson-zèbre adulte, la collection des organes internes pour l’extraction des acides nucléiques pour la mesure des charges mycobactériennes et réponses immunitaires hôte par PCR quantitative. L’in-house-développé, M. marinum –essai de qPCR spécifique est plus sensible que les méthodes traditionnelles de placage car il détecte également les ADN des mycobactéries non-divisant, dormants ou morts récemment. Comme l’ADN et l’ARN sont extraites de la même personne, il est possible d’étudier les relations entre l’état du malade et l’expression génique hôte et du pathogène. Le modèle de poisson-zèbre adulte pour la tuberculose se présente donc comme un système hautement applicable non mammifères in vivo pour étudier les interactions hôte-pathogène.

Introduction

Poisson zèbre (Danio rerio) est un modèle animal largement utilisé dans la recherche biomédicale et c’est un modèle accepté pour la biologie des vertébrés commun. Le poisson-zèbre a été adapté à de nombreux domaines de recherche modélisation des maladies humaines et troubles allant du cancer1 et2 de la maladie cardiaque aux maladies infectieuses et immunologiques de plusieurs bactéries 3 et infections virales4 , 5. en outre, le développement ex utero des embryons de poisson-zèbre a rendu le poisson-zèbre un modèle populaire en biologie du développement6 et toxicologie7,8.

Dans de nombreux domaines de recherche, y compris la biologie de l’infection, les larves de poisson zèbre optiquement transparent sont couramment utilisés. Les premières cellules immunitaires apparaissent dans les 24 h après la fécondation (hpf), lorsque les macrophages primitifs sont détectés9. Les neutrophiles sont les cellules immunitaires prochaines à apparaître environ 33 hpf10. Les larves de poisson zèbre sont donc réalisables pour étudier les premiers stades de l’infection et le rôle de l’immunité innée en l’absence de cellules immunitaires adaptatives11. Cependant, le poisson-zèbre adult avec ses entièrement fonctionnelle du système immunitaire adaptatif fournit une couche supplémentaire de complexité pour les expériences d’infection. Les lymphocytes T peuvent être détectées autour de 3 jours après la fécondation,12, et les cellules B sont capables de produire des anticorps fonctionnels par 4 semaines après la fécondation13. Le poisson-zèbre adult a tous les principaux homologues du système immunitaire inné et adaptatif chez les mammifères. Les principales différences entre les immune systems de poissons et les humains sont trouvent dans les isotypes d’anticorps ainsi que dans l’anatomie des tissus lymphoïdes. Le poisson-zèbre a anticorps seulement trois classes14, alors que les humains ont cinq15. En l’absence de la moelle osseuse et les ganglions lymphatiques, les organes lymphoïdes primaires chez les poissons sont les reins et le thymus16 et la rate, le rein et l’intestin servent dans les organes lymphoïdes secondaires17. Malgré ces différences, avec son arsenal complet immunitaire des cellules innées et adaptatives, le poisson-zèbre adult est un modèle très applicable, facile à utiliser, non-mammifère pour les études sur les interactions hôte-pathogène.

Le poisson-zèbre a dernièrement été créé comme un modèle possible d’étudier la tuberculose18,19,20,21,22. La tuberculose est une maladie aéroportée causée par Mycobacterium tuberculosis. Selon l’Organisation mondiale de la santé, la tuberculose due à1,7 million de décès en 2016 et est la principale cause de décès par un pathogène unique dans le monde entier23. Souris24,25, les lapins26 et les primates non humains,27 sont que des modèles l’animal plus connu dans la recherche de la tuberculose mais chaque visage leurs limites. Le modèle primate non humain de M. tuberculosis infection ressemble à la maladie humaine plus étroitement, mais à l’aide de ce modèle est limité en raison de considérations éthiques graves. Autres modèles animaux sont entravés par la spécificité de l’hôte de M. tuberculosis qui influe sur la pathologie de la maladie. Probablement le plus gros problème dans la modélisation de la tuberculose est la gamme large des résultats infection et la maladie dans la maladie humaine : la tuberculose est une maladie très hétérogène, allant de la stérilisation immunité aux infections latentes, active et réactivées28 , qui peut être difficile à reproduire et à modeler de façon expérimentale.

Mycobacterium marinum est un proche parent de M. tuberculosis avec protéines orthologues ~ 3 000 avec 85 % d’acides aminés identité29. M. marinum infecte naturellement le poisson-zèbre, produisant des granulomes, les maîtres mots de la tuberculose, dans ses organes internes19,30. Contrairement à d’autres modèles animaux utilisés en recherche de la tuberculose, zebrafish produit beaucoup de progéniture, il nécessite seulement un espace limité et surtout, il est neurophysiologically le modèle de la tuberculose vertébrés moins avancé disponible. En outre, l’infection de M. marinum provoque une infection latente, une maladie active ou même stérilisation des infections à mycobactéries chez le poisson zèbre adulte, étroitement imitant le spectre des issues des maladies de la tuberculose humaine19, 31 , 32. nous décrivons ici les méthodes pour le modèle de la tuberculose expérimentale du poisson-zèbre adulte en injectant M. marinum dans la cavité abdominale et à l’aide de la PCR quantitative pour mesurer les charges mycobactériennes et les réponses immunitaires de poisson-zèbre échantillons de tissus.

Protocol

Toutes les expériences de poisson-zèbre ont été approuvés par le Conseil d’expérimentation animale en Finlande (ESAVI/8245/04.10.07/2015). Méthodes sont exécutées conformément à la Loi (497/2013) et le décret gouvernemental (564/2013) sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques ou éducatives en Finlande. 1. mise en culture de Mycobacterium marinum Remarque : Comme Mycobacterium marinum est un agent pathogène susceptible …

Representative Results

L’agent pathogène du poisson naturel Mycobacterium marinum infecte les organes internes du poisson-zèbre et produit une infection systémique avec granulomes visibles sur le plan histologique,19. Poisson zèbre adulte sont infectés par M. marinum par injection intrapéritonéale. L’ADN et l’ARN sont extraits, et la charge mycobactérienne est mesurée par quantitative polymerase chain reaction (qPCR) en utilisant l’ADN comme modèle. Le…

Discussion

Nous décrivons ici une application qPCR pour mesurer les charges mycobactériennes de l’ADN extrait de tissus de poisson-zèbre adultes infectés expérimentalement. Cette application est issue des amorces conçues autour de la 16 s-23 s rRNA espaceur interne transcrit séquence40. La charge totale de mycobactéries dans un échantillon de poisson est estimée à l’aide d’une courbe d’étalonnage préparée à partir d’ADN extrait un nombre connu de mycobactéries cultivées et en suppo…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par le finlandais culturel Fondation (H.L.), Tampere tuberculose Foundation (H.L., L.-M.V., M.M.H., député), Fondation de l’Association finlandaise de lutte contre la tuberculose (Suomen Tuberkuloosin Vastustamisyhdistyksen Säätiö) (Chambre des lords, M.M.H., député), Sigrid Jusélius Foundation (M.P), Emil Aaltonen Foundation (M.M.H.), Jane et Aatos Erkko Foundation (M.P) et Académie de Finlande (M.P). Leena Mäkinen, Hanna-Leena Piippo et Jenna Ilomäki sont reconnus pour leur assistance technique. Les auteurs reconnaissent le laboratoire de poisson-zèbre de Tampere pour leur service.

Materials

Mycobacterium marinum American Type Culture Collection ATCC 927
Middlebrock 7H10 agar BD, Thermo Fisher Scientific 11799042
Middlebrock OADC enrichment BD, Thermo Fisher Scientific 11718173
Middlebrock 7H9 medium BD, Thermo Fisher Scientific 11753473
Middlebrock ADC enrichment BD, Thermo Fisher Scientific 11718173
Tween 80 Sigma-Aldrich P1754
Glycerol Sigma-Aldrich G5516-500ML
GENESYS20 Spectrophotometer Thermo Fisher Scientific
Phosphate buffered saline tablets (PBS) Sigma-Aldrich P4417-50TAB
Phenol red Sigma-Aldrich P3532
27G needle Henke Sass Wolf 4710004020
1 ml syringe Henke Sass Wolf 4010.200V0
Omnican 100 30G insulin needle Braun 9151133
3-aminobenzoic acid ethyl ester (pH 7.0) Sigma-Aldrich A5040
1.5 ml homogenization tube Qiagen 13119-1000
2.8 mm ceramic beads Qiagen 13114-325
Ethanol, ETAX Aa Altia
2-propanol Sigma-Aldrich 278475
Chloroform VWR 22711.290
Guanidine thiocyanate Sigma-Aldrich G9277 FW 118.2 g/mol
Sodium citrate Sigma-Aldrich 1613859 FW 294.1 g/mol
Tris (free base) Sigma-Aldrich TRIS-RO FW 121.14 g/mol
TRI reagent Molecular Research Center TR118 Guanidine thiocyanate-phenol solution
PowerLyzer24 homogenizator Qiagen
Sonicator m08 Finnsonic
Nanodrop 2000 Thermo Fisher Scientific
SENSIFAST No-ROX SYBR, Green Master Mix Bioline BIO-98005
qPCR 96-well plate BioRad HSP9601
Optically transparent film BioRad MSB1001
C1000 Thermal cycler with CFX96 real-time system BioRad
RNase AWAY Thermo Fisher Scientific 10666421 decontamination reagent eliminating RNases
DNase I Thermo Fisher Scientific EN0525
Reverse Transcription Master Mix Fluidigm 100-6298
SsoFast Eva Green master mix BioRad 172-5211

Riferimenti

  1. Zhao, S., Huang, J., Ye, J. A fresh look at zebrafish from the perspective of cancer research. Journal of Experimental & Clinical Cancer Research. 34, 80 (2015).
  2. Bournele, D., Beis, D. Zebrafish models of cardiovascular disease. Heart failure reviews. 21 (6), 803-813 (2016).
  3. Torraca, V., Mostowy, S. Zebrafish Infection: From Pathogenesis to Cell Biology. Trends in cell biology. 28 (2), 143-156 (2018).
  4. Varela, M., Figueras, A., Novoa, B. Modelling viral infections using zebrafish: Innate immune response and antiviral research. Antiviral Research. 139, 59-68 (2017).
  5. Goody, M. F., Sullivan, C., Kim, C. H. Studying the immune response to human viral infections using zebrafish. Developmental and comparative immunology. 46 (1), 84-95 (2014).
  6. Thisse, C., Zon, L. I. Organogenesis–heart and blood formation from the zebrafish point of view. Science. 295 (5554), 457-462 (2002).
  7. Eimon, P. M., Rubinstein, A. L. The use of in vivo zebrafish assays in drug toxicity screening. Expert Opinion on Drug Metabolism & Toxicology. 5 (4), 393-401 (2009).
  8. Sukardi, H., Chng, H. T., Chan, E. C. Y., Gong, Z., Lam, S. H. Zebrafish for drug toxicity screening: bridging the in vitro cell-based models and in vivo mammalian models. Expert Opinion on Drug Metabolism & Toxicology. 7 (5), 579-589 (2011).
  9. Wittamer, V., Bertrand, J. Y., Gutschow, P. W., Traver, D. Characterization of the mononuclear phagocyte system in zebrafish. Blood. 117 (26), 7126-7135 (2011).
  10. Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Neutrophils in host defense: new insights from zebrafish. Journal of leukocyte biology. 98 (4), 523-537 (2015).
  11. Yoshida, N., Frickel, E., Mostowy, S. Macrophage-Microbe interactions: Lessons from the Zebrafish Model. Frontiers in Immunology. 8, 1703 (2017).
  12. Langenau, D. M., et al. In vivo tracking of T cell development, ablation, and engraftment in transgenic zebrafish. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (19), 7369-7374 (2004).
  13. Lewis, K. L., Del Cid, N., Traver, D. Perspectives on antigen presenting cells in zebrafish. Developmental and comparative immunology. 46 (1), 63-73 (2014).
  14. Hu, Y., Xiang, L., Shao, J. Identification and characterization of a novel immunoglobulin Z isotype in zebrafish: Implications for a distinct B cell receptor in lower vertebrates. Molecular immunology. 47 (4), 738-746 (2010).
  15. Danilova, N., Bussmann, J., Jekosch, K., Steiner, L. A. The immunoglobulin heavy-chain locus in zebrafish: identification and expression of a previously unknown isotype, immunoglobulin Z. Nature immunology. 6 (3), 295-302 (2005).
  16. Zapata, A., Diez, B., Cejalvo, T., Frias, C. G., Cortes, A. Ontogeny of the immune system of fish. Fish & shellfish. 20 (2), 126-136 (2006).
  17. Traver, D., Paw, B. H., Poss, K. D., Penberthy, W. T., Lin, S., Zon, L. I. Transplantation and in vivo imaging of multilineage engraftment in zebrafish bloodless mutants. Nature immunology. 4 (12), 1238-1246 (2003).
  18. Hammaren, M. M., et al. Adequate Th2-Type Response Associates with Restricted Bacterial Growth in Latent Mycobacterial Infection of Zebrafish. Plos Pathogens. 10 (6), e1004190 (2014).
  19. Parikka, M., et al. Mycobacterium marinum Causes a Latent Infection that Can Be Reactivated by Gamma Irradiation in Adult Zebrafish. PLoS Pathog. 8 (9), 1-14 (2012).
  20. Tobin, D. M., et al. Host Genotype-Specific Therapies Can Optimize the Inflammatory Response to Mycobacterial Infections. Cell. 148 (3), 434-446 (2012).
  21. Lesley, R., Ramakrishnan, L. Insights into early mycobacterial pathogenesis from the zebrafish. Current opinion in microbiology. 11 (3), 277-283 (2008).
  22. Berg, R. D., Ramakrishnan, L. Insights into tuberculosis from the zebrafish model. Trends in molecular medicine. 18 (12), 689-690 (2012).
  23. Ordonez, A. A., et al. Mouse model of pulmonary cavitary tuberculosis and expression of matrix metalloproteinase-9. Disease Models & Mechanisms. 9 (7), 779-788 (2016).
  24. Kramnik, I., Beamer, G. Mouse models of human TB pathology: roles in the analysis of necrosis and the development of host-directed therapies. Seminars in Immunopathology. 38 (2), 221-237 (2016).
  25. Manabe, Y. C., et al. The aerosol rabbit model of TB latency, reactivation and immune reconstitution inflammatory syndrome. Tuberculosis. 88 (3), 187-196 (2008).
  26. Pena, J. C., Ho, W. Monkey Models of Tuberculosis: Lessons Learned. Infection and immunity. 83 (3), 852-862 (2015).
  27. Cadena, A. M., Fortune, S. M., Flynn, J. L. Heterogeneity in tuberculosis. Nature Reviews Immunology. 17 (11), 691-702 (2017).
  28. Stinear, T. P., et al. Insights from the complete genome sequence of Mycobacterium marinum on the evolution of Mycobacterium tuberculosis. Genome research. 18 (5), 729-741 (2008).
  29. Swaim, L. E., Connolly, L. E., Volkman, H. E., Humbert, O., Born, D. E., Ramakrishnan, L. Mycobacterium marinum infection of adult zebrafish causes caseating granulomatous tuberculosis and is moderated by adaptive immunity. Infection and immunity. 74 (11), 6108-6117 (2006).
  30. Myllymaki, H., Bauerlein, C. A., Ramet, M. The Zebrafish Breathes new Life into the Study of Tuberculosis. Frontiers in Immunology. 7, 196 (2016).
  31. Luukinen, H., et al. Priming of Innate Antimycobacterial Immunity by Heat-killed Listeria monocytogenes Induces Sterilizing Response in Adult Zebrafish Tuberculosis Model. Disease Models and Mechanisms. 11, (2018).
  32. Sar, A. M., Abdallah, A. M., Sparrius, M., Reinders, E., Vandenbroucke-Grauls, C., Bitter, W. Mycobacterium marinum strains can be divided into two distinct types based on genetic diversity and virulence. Infection and immunity. 72 (11), 6306-6312 (2004).
  33. Madigan, M., Martinko, J. . Brock Biology of Microorganisms. , (2016).
  34. Nüsslein-Volhard, C., Dahm, R. . Zebrafish:a practical approach. , (2002).
  35. Vanhauwaert, S., et al. Expressed Repeat Elements Improve RT-qPCR Normalization across a Wide Range of Zebrafish Gene Expression Studies. Plos One. 9 (10), e109091 (2014).
  36. Hammaren, M. M., et al. Adequate Th2-Type Response Associates with Restricted Bacterial Growth in Latent Mycobacterial Infection of Zebrafish. Plos Pathogens. 10 (6), e1004190 (2014).
  37. Oksanen, K. E., et al. An adult zebrafish model for preclinical tuberculosis vaccine development. Vaccine. 31 (45), 5202-5209 (2013).
  38. Roth, A., Fischer, M., Hamid, M. E., Michalke, S., Ludwig, W., Mauch, H. Differentiation of phylogenetically related slowly growing mycobacteria based on 16S-23S rRNA gene internal transcribed spacer sequences. Journal of clinical microbiology. 36 (1), 139-147 (1998).
  39. Rajararna, M. V. S., Ni, B., Dodd, C. E., Schlesinger, L. S. Macrophage immunoregulatory pathways in tuberculosis. Seminars in immunology. 26 (6), 471-485 (2014).
  40. Vynnycky, E., Fine, P. The natural history of tuberculosis: the implications of age-dependent risks of disease and the role of reinfection. Epidemiology and infection. 119 (2), 183-201 (1997).
  41. Cobat, A., et al. Two loci control tuberculin skin test reactivity in an area hyperendemic for tuberculosis. Journal of Experimental Medicine. 206 (12), 2583-2591 (2009).
  42. Delogu, G., Goletti, D. The Spectrum of Tuberculosis Infection: New Perspectives in the Era of Biologics. Journal of Rheumatology. 41, 11-16 (2014).
  43. Abel, L., et al. Genetics of human susceptibility to active and latent tuberculosis: present knowledge and future perspectives. Lancet Infectious Diseases. 18 (3), E75 (2018).
  44. Guryev, V., et al. Genetic variation in the zebrafish. Genome research. 16 (4), 491-497 (2006).
  45. Brown, K. H., et al. Extensive genetic diversity and substructuring among zebrafish strains revealed through copy number variant analysis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (2), 529-534 (2012).

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Citazione di questo articolo
Luukinen, H., Hammarén, M. M., Vanha-aho, L., Parikka, M. Modeling Tuberculosis in Mycobacterium marinum Infected Adult Zebrafish. J. Vis. Exp. (140), e58299, doi:10.3791/58299 (2018).

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