Summary

Método electrofisiológico para grabaciones de abrazadera de voltaje de células enteras<em> Drosophila</em> Fotorreceptores

Published: June 13, 2017
doi:

Summary

Las grabaciones de células enteras de los fotorreceptores de Drosophila melanogaster permiten medir las colisiones oscuras espontáneas, los baches cuánticos, las respuestas macroscópicas a la luz y las relaciones tensión-corriente bajo diversas condiciones. En combinación con las herramientas de manipulación genética de D. melanogaster , este método permite el estudio de la vía omnipresente de señalización de los inositol-lípidos y su objetivo, el canal TRP.

Abstract

Las grabaciones de tensión de células enteras de los fotorreceptores de Drosophila melanogaster han revolucionado el campo de la transducción visual de invertebrados, permitiendo el uso de la genética molecular de D. melanogaster para estudiar los canales de señalización de inositol-lípidos y Potencial de Receptor Transitorio (TRP) al nivel de una sola molécula. Un puñado de laboratorios han dominado esta poderosa técnica, que permite el análisis de las respuestas fisiológicas a la luz bajo condiciones altamente controladas. Esta técnica permite el control sobre los medios intracelulares y extracelulares; La tensión de la membrana; Y la rápida aplicación de compuestos farmacológicos, tales como una variedad de indicadores iónicos o de pH, a los medios intracelulares y extracelulares. Con una relación señal / ruido excepcionalmente alta, este método permite medir las corrientes unitarias oscuras espontáneas y inducidas por la luz ( es decir, espontáneas y cuánticas) y las corrientes inducidas por la luz (LIC) macroscópicas del sinGle D. melanogaster fotorreceptores. Este protocolo describe, con gran detalle, todos los pasos clave necesarios para llevar a cabo esta técnica, que incluye grabaciones electrofisiológicas y ópticas. Se describe el procedimiento de disección de retina de la mosca para el logro de ommatidia aislada ex vivo intacta y viable en la cámara de baño. También se detallan los equipos necesarios para realizar mediciones de células enteras y de fluorescencia. Finalmente, se explican las dificultades en el uso de esta delicada preparación durante experimentos prolongados.

Introduction

Los extensos estudios genéticos de la mosca de la fruta, Drosophila melanogaster ( D. melanogaster) , iniciada hace más de 100 años, han establecido la mosca de D. melanogaster como un modelo experimental extremadamente útil para la disección genética de procesos biológicos complejos. La metodología descrita a continuación combina el poder acumulado de la genética molecular de D. melanogaster con la alta relación señal / ruido de las grabaciones de parches de parche de células enteras. Esta combinación permite estudiar la fototransducción de D. melanogaster como modelo de señalización de inositol-lípidos y regulación y activación de canales de TRP, tanto en el medio nativo como en la mayor resolución de moléculas individuales.

La aplicación del método de registro de células enteras a los fotorreceptores de D. melanogaster ha revolucionado el estudio de la fototransducción de invertebrados. Este método fue desarrollado por Hardie 1 e indepPor Ranganathan y colegas hace 2 ~ 26 años y fue diseñado para explotar las herramientas de manipulación genética extensa de D. melanogaster y utilizarlos para descubrir los mecanismos de la fototransducción y la señalización de inositol-lípidos. Al principio, esta técnica sufría una rápida reducción de la sensibilidad a la luz y un bajo rendimiento de ommatidia durante el proceso de disección, lo que impidió realizar estudios cuantitativos detallados. Más tarde, la adición de ATP y NAD a la pipeta de parche aumentó dramáticamente la idoneidad de la preparación para grabaciones cuantitativas prolongadas. Posteriormente, se realizó una caracterización extensiva del mecanismo de transducción de señal a nivel molecular.

Actualmente, la fototransducción de D. melanogaster es uno de los pocos sistemas en los que la señalización de fosfoinositidos y los canales de TRP pueden estudiarse ex vivo en resolución de molécula única. Esto hace que la fototransducción de D. melanogaster y el yoThodology desarrollado para estudiar este mecanismo un sistema modelo altamente sensible. Este protocolo describe cómo disecar la retina de D. melanogaster y separar mecánicamente la ommatidia aislada de las células del pigmento circundante (glia). Esto permite la formación de un giga-sello y una abrazadera de parche de células enteras en los cuerpos de las células fotorreceptoras. Afortunadamente, la mayoría de las proteínas de señalización están confinadas al rhabdomere y no difunden. Además, hay un buffer de Ca 2+ inmóvil llamado calphotin, localizado entre el compartimiento que señala y el cuerpo celular 3 , 4 , y un nivel alto de la expresión del intercambiador de Na + / Ca 2+ (CalX) en el microvilli. En conjunto, el confinamiento de proteínas al rhabdomere, el tampón de calphotin y la alta expresión del CalX permiten registros de células enteras relativamente prolongados ( es decir, hasta 20 minutos), sin la pérdida de componentes esencialesDel proceso de fototransducción y manteniendo al mismo tiempo una alta sensibilidad a la luz. El siguiente protocolo describe cómo obtener ommatidia aislada y realizar grabaciones de células enteras que parecen preservar las propiedades nativas de la cascada de fototransducción. Se realizaron experimentos de parches de parche de células enteras en cucaracha disociada ( Periplaneta americana ) 6 y grillo ( Gryllus bimaculatus ) 7 ommatidia de manera similar a la descrita para D. melanogaster . Además, se realizaron experimentos de fijación de parche en fotorreceptores disociados del almeja de archivo ( Lima scabra ) y vieira ( Pecten irradians ) de una manera ligeramente diferente a la realizada en D. melanogaster , permitiendo tanto mediciones de células enteras 8 como monocanales 9 . Aquí se describen los principales logros obtenidos en D. melanogaster utilizando esta técnica. La discusión iIncluye la descripción de algunos escollos y limitaciones de esta técnica.

Protocol

1. Preparación del reactivo NOTA: Prepare todas las soluciones de acuerdo con las instrucciones de las Tablas 1-4 . Llenar una jeringa de 10 ml con solución extracelular (ES o ES-0Ca 2+ , según se requiera, ver tabla 1 ) y mantenerla en hielo. Prepare un vial de Trituration Solution (TS, ver Tabla 2 , es decir, ES o ES-0Ca 2+ + FBS y sacarosa) y guárdelo en hielo. Preparar suficiente ES para el experimento y mantener esto en hielo hasta que sea necesario. NOTA: No se requiere perfusión continua del baño, por lo que el volumen de ES no necesita ser más de unas pocas docenas de mL. Utilizando un filtro de PVDF de 22 μm, cargue la solución intracelular (ver Tabla 3 o Tabla 4 ) en una jeringuilla de 1 ml con una punta alargada de relleno de electrodo. Mantenga esto en hielo. 2. Configuración general de las herramientas de disección <p class="Jove_content" fo: keep-together.within-page = "1"> Figura 1: Herramientas y dispositivos necesarios para realizar la preparación aislada de Ommatidia. Las imágenes muestran los diversos dispositivos necesarios para crear la preparación de ommatidia aislada, como se describe en el protocolo detallado anterior. Dos vasos de precipitados, uno llenado de agua ( A ) y el otro lleno de etanol ( B ) para limpiar las pipetas de trituración ( D ), que están conectadas a la tubería ( C ). Las herramientas de disección son: 2 pares de pinzas finas y 1 par de pinzas gruesas ( F ) y una cuchara de retina ( E ). Con el fin de preparar el scooper de retina, se presiona una aguja de microdisección ( H ) entre dos herramientas de torno que actúan como un vicio ( G ) para aplanar la parte superior de la aguja ( I ). Entonces está conectado a un pi alargado Ece de metal con pegamento ( J ) y montado sobre un soporte de aguja ( E ). Cuchilla de la hoja de afeitar y soporte: Romper y montar una pequeña viruta triangular de una cuchilla de afeitar usando un sostenedor de la hoja de afeitar ( K ). El área de trabajo de disección está compuesta por una fuente de luz binocular ( L ) y una fuente de luz roja fría (( M), ) con dos guías de luz ( N ). Se colocan a ambos lados del binocular las herramientas de disección, incluyendo las pinzas ( F ), la retina scooper ( E ), los vasos ( A y B ), una linterna con filtro rojo ( Q ) y delicados limpiaparabrisas ( R ). También se colocan en la mesa un cubo de hielo con el ES, el FBS-ES, las jeringas de solución intracelular, la placa de Petri de 60 mm ( S ) y el soporte de electrodo ( P ). Los electrodos de registro se extraen con un extractor horizontal ( T ).E.com/files/ftp_upload/55627/55627fig1large.jpg "target =" _ blank "> Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Construir una cuchara de retina para aislar la retina. Insertar el punto (1-4 mm) de una aguja de micro disección (aguja entomológica, 12 mm de longitud, 0.1 mm de diámetro) entre las dos mordazas del tornillo y aplanarlo golpeando con un martillo pequeño. Montar la aguja aplastada en un soporte de aguja microdisectable (vea la Tabla de Materiales ). Usando un par de pinzas, curve el extremo aplanado de la aguja para formar un gancho con una curvatura de ~ 2,5 mm. Crear pipetas de trituración para la separación ommatidia. Colocar un capilar de vidrio de 1,2 x 0,68 mm (OD x ID) sobre una llama abierta y pulirlo con fuego para reducir su apertura. Mida el tamaño de la abertura capilar bajo un microscopio. Ordenar las pipetas de trituración ommatidial creadas en seveN grupos según el tamaño de sus aberturas ( es decir, 0,2-0,5 mm). Almacenarlos en recipientes apropiados separados ( por ejemplo , tubos de ensayo). Llenar un vaso pequeño con agua destilada doble (DDW) y otro vaso pequeño con etanol al 70%. Cubrir cada vaso con una lámina de parafina. Punch un pequeño agujero en la hoja de la película de parafina que cubre el vaso de precipitados DDW (véase la figura 1A ). Punch siete agujeros pequeños en la hoja de la película de parafina que cubre el vaso de etanol y el número de los agujeros de 0 a 6 (ver la figura 1B ). Coloque una pipeta de trituración ommatidial de cada grupo de tamaño en cada agujero de la película de parafina, de manera que la pipeta con la abertura más grande se encuentre en el 0º agujero y la pipeta con la abertura más pequeña se encuentre en el 6º agujero. Conecte una punta de pipeta de 200 μL de plástico a un tubo de polietileno de 35 cm de largo, 1,57 x 1,14 mm (OD x ID). ConexiónT el otro extremo de la tubería a una de las pipetas de trituración ommatidial con la abertura más grande ( es decir 0,46 – 0,5 mm), asegurándose de que el extremo puntiagudo de la pipeta de trituración no esté mirando hacia el tubo. Prepare pipetas de registro de células enteras tirando de las pipetas de pinza de remiendo de un filamento de borosilicato de 1 x 0,58 mm (OD x ID) que contenga capilares de vidrio. NOTA: La resistencia de las pipetas debe ser de 8-15 MΩ cuando se usa solución intracelular basada en gluconato de potasio (IS1). Puede utilizarse cualquier extractor de pipeta de parche adecuado (por ejemplo, véase la Tabla de Materiales ). El pulido de fuego no es necesario. Prepare una cámara de grabación (vea la Figura 2 ) fijando un cubreobjetos (ver la Tabla de Materiales ) al fondo de la cámara del baño usando parafina fundida o grasa de silicona de alto vacío. Utilice cualquier cámara casera o comercial adecuada que permita el acceso de los electrodos y la perfusión. Monte el baño en el escenario de un microscopio invertido. Coloque el tubo del sistema de perfusión, el sistema de succión y la tierra ( es decir , el hilo Ag-AgCl / pellet) en el baño (vea la Tabla de Materiales y la Figura 2 ). Coloque dos pares de pinzas # 5 finas ( Figura 1 ) en la superficie de trabajo para su uso durante la disección de la retina y los pasos de aislamiento ommatidia. 3. D. melanogaster Criando Levante D. Melanogaster vuela a una baja densidad de población ( es decir, ~ 20 moscas en una botella de 6 onzas) en botellas que contengan harina de maíz estándar a 19-24 ° C. NOTA: Es preferible trabajar con moscas oscuras adaptadas. Para mantener una alta sensibilidad a la luz, reducir la diversidad y evitar la degeneración de la retina en las moscas mutantes. Detrás de las moscas en la oscuridad durante al menos 24 h antes del experimento. NOTA: Las moscas utilizadas para los experimentos deben(<2 h) y todavía suave, pálido, mostrar el meconio. ommatidia también se puede preparar fácilmente a partir de pupas, aunque su sensibilidad la luz es entonces fuertemente dependiente edad 10 años. 4. disección retina aislamiento ommatidia: opción 1 nota: realice todos los pasos siguientes bajo microscopio zoom estereoscópico usando una amplificación adecuada para ver correctamente preparación (ver figura ). coloque cuatro gotas es-0ca 2+ gota solución ts en placa petri 60 mm que ha dado vuelta. pinzas ásperas, coger un recién cerrado (<2 h después eclosión) volar por sus alas o cuerpo. este punto, procedimientos rápidamente iluminación color rojo tenue 20 ± ° c. mientras sigue agarrando mosca con las rugosas, utilice primer par finas separar cabeza del submela primera . disecar mitad lo largo plano sagital segundo pinzas. asegúrese que, al final paso, ambos ojos estén intactos. transferir segunda otra tercera finas, quitar mayor cantidad tejido alrededor ojo como sea posible no cause daño retina. agarrar firmemente borde córnea sacar cuchara. completar dejará vacía e intacta, separada intacta. enjuague pipeta trituración conectada tubería ddw llene pequeña cuarta gota. paso debe realizarse cada vez use nueva separadora retirem vaso etanol (la llena coincidir está sumergida retina). aspirar suavemente boca extraer aislada pipeta. tenga mucho cuidado burbujas aire ts. 4.6-4.10 ojo. limpie toallitas delicadas, dejando sólo conteniendo ambas petri. añadir seis más parte superior retinas otras reemplace abertura menor diámetro. describe 4.8, utilizando llenar expirar repetidamente comenzar separación despojada células pigmento toda omma aisladotidia son visibles caída ts, ya medida progresa proceso aislamiento, hace menos translúcida. transfiera restantes próxima anterior (que contiene aislada) cámara baño. repita 4.12-4.14 lograr máxima aislada. espere aproximadamente min permitir hunda fondo sistema perfusión, inicie flujo ca2 + 1,5 esté completamente solución, abajo hacia arriba, suelo sumergido solución. continúe lavando baño 4-5x. 5. 2 estereoscópico, ampliadecuada adecuadamente chip porta-cuchilla. romper montar pequeño triangular hoja afeitar portacuchillas ( prepare plato >

Representative Results

El método descrito ha permitido el registro preciso de las corrientes unitarias fundamentales que generan golpes cuánticos espontáneos y evocados por la luz, que suman para producir la respuesta macroscópica a la luz, en condiciones definidas. También permitió la comparación entre las moscas de tipo salvaje y mutantes que tienen defectos en las moléculas críticas de señalización ( Figuras 3 y 5 ) 14 , 15 , 16 , 17 , 18 . Además, la capacidad de medir el potencial de inversión en condiciones bi-iónicas reveló propiedades biofísicas fundamentales de TRP y TRP-como (TRPL) canales [ 18 , 19] . También permitió la medición de los efectos de las sustituciones de aminoácidos en la región de poros de TRP que modificó su Ca 2 +Permeabilidad 20 . La respuesta lumínica obtenida por las grabaciones de células enteras de pinzas de parche depende linealmente de la intensidad de la luz durante al menos 4 órdenes de magnitud. Esto no pudo ser resuelto mediante el uso de ERG y métodos de registro intracelular. Por consiguiente, una serie de respuestas a breves destellos de intensidad creciente y una gráfica de la función de respuesta de intensidad revelaron una linealidad estricta de la respuesta instantánea con una intensidad luminosa creciente. La linealidad estricta sostiene por lo menos varios cientos de pA, pero es discutible si a partir de entonces es la linealidad o control de la abrazadera que se rompe ( Figura 6 ). Estos resultados sugieren que las respuestas macroscópicas a la luz son una suma lineal de las respuestas unitarias a la luz ( es decir, golpes cuánticos). Se ha establecido bien mediante grabaciones de voltaje que la luz tenue estimulación indFluctuaciones de voltaje discretas ( es decir, golpes cuánticos) en la mayoría de las especies de invertebrados. Los golpes cuánticos de D. melanogaster resultan de la apertura concertada de ~ 15 canales TRP y ~ 2 canales TRPL en el pico de la protuberancia 18 . Cada bache es generado por la absorción de un solo fotón, mientras que la respuesta macroscópica a luces más intensas es la suma de estas respuestas elementales 14 , 21 . Los baches varían significativamente en latencia, tiempo y amplitud, incluso cuando las condiciones de estímulo son idénticas. La generación de topes es un proceso estocástico descrito por las estadísticas de Poisson, en el que cada fotón efectivamente absorbido provoca sólo una protuberancia. La relación single-bump de fotón único requiere que cada paso en la cascada incluya no sólo un eficiente mecanismo de activación, sino también un mecanismo de "apagado" igualmente eficaz. La ventaja funcional es la producción de unContador de fotones muy sensible con una respuesta transitoria rápida muy adecuada tanto a la sensibilidad como a la resolución temporal requerida por el sistema visual. El requisito de un mecanismo de apagado eficaz se revela cuando el fotopigmento activo ( es decir , metarhodopsina, M) o su objetivo, el Gq $ α $, falla en inactivarse y conduce a la producción continua de bultos mucho tiempo después de que se apaga la luz ( Figura 3 ) 15 , 22 , 23 , 24 . La protuberancia representa la actividad cooperativa de los canales TRP / TRPL en un microvillus. Como tal, cualquier hipótesis de activación de canal debería explicar también la activación cooperativa del canal. Recientemente, Hardie y sus colegas han demostrado que la luz evoca contracciones rápidas de los fotorreceptores, lo que sugiere que la sensibilidad a la luzLos canales e (TRP / TRPL) pueden ser cerrados mecánicamente 25 . Esta activación mecánica, junto con los protones observados liberados por PIP mediada por la hidrólisis PIP 2 , promover la apertura de los canales TRP / TRPL y explicar la naturaleza cooperativa de la producción de topes [ 26] . En la actualidad, los fotorreceptores de melanogaster de D. melanogaster son uno de los pocos sistemas en los que se pueden estudiar los canales de señalización de fosfoinositidos y TRP in vivo , lo que hace que la fototransducción de D. melanogaster y la metodología desarrollada para estudiar este mecanismo sean un sistema modelo muy valioso. Figura 3: Los mutantes inaC P209 e inaD P215 revelan la terminación de respuesta lenta de la respuesta macroscópica a la luz y de los solapamientos de un solo Quantum. ( A ) El aislado prema de ommatidiumCon una pipeta de parche llena de colorante Lucifer Yellow CH fluorescente (excitación: 430 nm, emisión: 540 nm) durante una grabación de células enteras. Obsérvese que el colorante fluorescente difundió y etiquetó un solo cuerpo de célula fotorreceptor y que los cuerpos de células fotorreceptoras se separan de sus axones alargados pero aún mantienen la viabilidad. Esta preparación es adecuada para grabaciones simultáneas de células enteras y experimentos de formación de imágenes. ( BD ) Paneles superiores: Respuesta de voltaje de células enteras a las luces débiles continuas (barra abierta) en WT, inaC P209 y inaD P215 . Se observa una terminación lenta de los baches en los mutantes inaC P209 e inaD P215 en relación con las moscas WT. La inserción de abajo muestra la forma ampliada de solapas. Paneles inferiores: La célula entera normalizada registró las respuestas macroscópicas a un pulso luminoso de 500 ms (1,5 x 10 5 fotones por s) del tipo salvaje anterior Y moscas mutantes. (EG) Paneles superiores: Respuestas de choque cuántico con voltaje de la célula entera a una luz breve (1 ms), provocando respuestas de un solo fotón en las moscas mutantes de tipo salvaje, arr2 3 y ninaC P235 . Obsérvese el tren de colisiones observado en las moscas mutantes arr2 3 y ninaC P235 en respuesta a una sola absorción de fotones. Paneles inferiores: El voltaje de la célula entera sujetó las respuestas normalizadas a un pulso luminoso de 500 ms (1,5 x 104 fotones / s) en los mutantes correspondientes. Obsérvese la terminación lenta de las respuestas macroscópicas observadas en arr2 3 Y ninaC P235 mutante moscas en relación con WT. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. D / 55627 / 55627fig.jpg "/> Figura 4: Celular Ca 2 + Dynamics Siguiendo la señal inducida Ca 2 + Influjo es afectado por Calphotin. Una serie de tiempo de fotorreceptor imágenes de tipo salvaje y Cpn 1% moscas que muestra la fluorescencia del Ca 2 + indicador durante la estimulación de luz. Las imágenes de intensidad bruta se representan mediante la codificación de falsos colores (barra = 10 μm, las puntas de flecha indican la pipeta). Figura reimpresa con permiso de Weiss et al. 4 . Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 5: Propiedades electrofisiológicas de los mutantes WT, trp y trpl. ( A ) Abrazadera de voltaje de la célula entera reco(Bum) en WT, trpl 302 y trp P343 moscas mutantes nulas. Se observan amplitudes altamente reducidas de trp P34 3 protuberancias. Recuadro: Se muestran los solos quánticos amplificados únicos de las moscas mutantes nulas de tipo salvaje y trp P343 . ( B ) Grabaciones de sujeción de voltaje de células enteras en respuesta a un impulso luminoso de 3 s de tipo salvaje y los mutantes correspondientes. Se observa la respuesta transitoria de estado estacionario del mutante trp P343 . Inserción: se muestran las respuestas de luz ampliada de WT y mutante trp P343. ( C ) Una familia de corrientes inducidas por la luz superpuestas de las cepas de mosca anteriores, obtenidas en respuesta a un impulso de luz de 20 ms, a intervalos de voltaje de 3 mV, medida alrededor del potencial de inversión (E rev ). ( D ) Un histograma que representa la media E rev de tipo salvaje y los diversos mutanTs Las barras de error son el SEM El potencial de inversión (E rev ) de WT está entre el positivo E rev de trpl 302 , que expresa sólo TRP, y el E rev del trp P343 mutante nulo, que expresa sólo TRPL. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 6: La respuesta del flash es estrictamente lineal con el aumento de la intensidad de la luz. Una serie de respuestas de corriente a breves destellos de aumento de la intensidad de luz y un gráfico de la dependencia de la amplitud de pico de la respuesta de luz sobre la intensidad creciente de luz breve parpadea. Esta relación revela una linealidad estricta entre la respuesta instantánea y el aumento de la intensidad luminosa. Esta estricta linealidadSe mantiene hasta por lo menos varios cientos de pA, con una intensidad de luz que abarca más de 4 órdenes de magnitud, mientras que es discutible si es la linealidad o el control de la abrazadera que se rompe a continuación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. PH 7,15 (ajustar con NaOH) Reactivo Concentración (mM) NaCl 120 KCl 5 MgCl $ ₂ $ 4 TES 10 Prolina 25 Alanina 5 Almacenar a -20 ° C. <td colspan= "2"> Nota: Esta solución es nominalmente libre de Ca2 + pero no tiene tampones de Ca2 + añadidos y por lo tanto tendrá aproximadamente 5 – 10 μM de traza de Ca2 + . Solución extracelular (ES) = ES-0Ca2 + con CaCl2 1,5 mM, preparada añadiendo CaCl2 a partir de una solución madre 0,5 o 1 M a ES-0Ca2 + . Tabla 1: Solución extracelular libre de Ca +2 (ES). Descripción química y las cantidades específicas requeridas para producir ES libre de Ca +2 . Reactivo Cantidad FBS 15 ml Sacarosa 1,5 g Se divide en alícuotas de 150 μL en viales de 1,5 ml y se almacena a -20ºC. 76; C. Solución de trituración (TS) Llenar 1 vial de 150 mL de la solución madre con 1.350 mL ES o ES-0Ca 2+ , para que coincida con la solución utilizada durante la disección. Tabla 2: Suero Bovino Fetal (FBS) + Sacarosa – Solución Stock. Descripción química y las cantidades específicas requeridas para producir suero bovino fetal (FBS) + solución de sacarosa – stock. PH 7,15 (ajustar con KOH) Reactivo Concentración (mM) Gluconato de potasio (Kglu) 140 MgCl $ ₂ $ 2 TES 10 La sal de magnesio ATP (MgATP) 4 GTP (Na _ { 2 } GTP) 0,4 Β-nicotinamida adenina dinucleótido hidrato (NAD) 1 Almacenar a -20 ° C. TABLA 3 Solución intracelular (IS1). Descripción química y las cantidades específicas requeridas para producir IS1, que se utiliza sobre todo para la respuesta de la intensidad y las medidas del choque del quántum. PH 7,15 (ajustar con CsOH) Reactivo Concentración (mM) CsCl 120 MgCl $ ₂ $ 2 TES 10 La sal de magnesio ATP (MgATP) 4 GTP (Na _ { 2 } GTP) 0,4 Β-nicotinamida adenina dinucleótido hidrato (NAD) 1 El cloruro de tetra-etil-amonio (TAE) 15 Almacenar a -20 ° C. Tabla 4: Solución intracelular (IS2). Descripción química y las cantidades específicas requeridas para producir la solución intracelular IS2, que se utiliza sobre todo para las medidas del potencial de inversión de la corriente inducida por la luz.

Discussion

La aplicación de grabaciones de células enteras a los fotorreceptores de D. melanogaster permitió el descubrimiento y la elucidación funcional de nuevas proteínas de señalización, como los canales TRP 27 , 28 , 29 e INAD 30 , 31 , 32 de la proteína andamiaje. Desde la introducción inicial de esta técnica, permitió la resolución de preguntas básicas a largo plazo sobre el mecanismo iónico y la dependencia de voltaje de la respuesta de luz. Esto ocurrió debido a la capacidad conferida de controlar con precisión el voltaje de la membrana y la composición iónica extracelular e intracelular 19 , 28 .

Un obstáculo importante de la técnica de pinzamiento de remiendo en D. melanogaster ha sido la fragilidad de la aislada prema de ommatidiaracionar. Estudios detallados han revelado que la integridad de la maquinaria de fototransducción depende críticamente del suministro continuo de ATP, especialmente durante la exposición a la luz, lo que conduce a un gran consumo de ATP. Por desgracia, el rayado mecánico de las células de pigmento ( es decir, glia), que se requiere para alcanzar la membrana fotorreceptor con la pipeta patch, elimina la principal fuente de metabolitos necesarios para la producción de ATP [ 33] . La aplicación de ATP exógeno en la pipeta de registro sólo cumple parcialmente el requisito de grandes cantidades de ATP. Un corto suministro de ATP conduce a la activación espontánea de los canales TRP ya la disociación de la maquinaria de fototransducción de los canales activados por luz, causando un gran aumento de Ca 2 + celular y la abolición de la respuesta normal a la luz 34 , 35 . Esta secuencia de eventos no se debe al daño de laFotorreceptores por el procedimiento de disección, sino más bien al agotamiento celular de ATP. Para evitar que se produzca esta secuencia de eventos y para mantener las respuestas de luz normales, los fotorreceptores no deben ser expuestos a luces intensas, que consumen grandes cantidades de ATP. Además, NAD debe ser incluido en la pipeta de grabación, presumiblemente para facilitar la producción de ATP en las mitocondrias [ 18 , 36] . Para las mediciones de los baches espontáneos y cuánticos, la dificultad anterior es mínima porque sólo se utilizan luces débiles. En la práctica, se puede mantener una grabación estable de células enteras durante ~ 20-25 min, aunque existe una tendencia a que la cinética de respuesta se ralentice durante este periodo. Una sola preparación de ommatidia disociada puede permanecer viable hasta 2 h.

Una deficiencia adicional de la preparación de ommatidia aislada es la inaccesibilidad de los microvellosidades, lo que se traduce en la inaccesibilidad del TRP yTRPL a la pipeta de grabación, evitando las grabaciones de un solo canal. Utilizando un método que desarrollaron, Bacigalupo y sus colegas lograron registrar directamente la actividad de un solo canal del rhabdomere 37 . Sin embargo, esta actividad de canal difiere de la de los canales TRPL heterólogamente expresado en células de cultivo de tejidos [ 38] y de la actividad del canal TRP derivados de análisis de ruido de disparo obtenido de ommatidia aislados [ 34] . Presumiblemente, el procedimiento de disección dañó en gran medida las células fotorreceptoras cuando se usa este método.

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

La parte experimental de esta investigación fue apoyada por donaciones de la Fundación Nacional de Ciencias Bi-Israel (a BM e IL), la Fundación de Ciencia de Israel (ISF), la Deutsch-Israelische Projektkooperation (DIP) (a BM) y la Biotechnology Y el Consejo de Investigación en Ciencias Biológicas (BBSRC Grant números: BB / M007006 / 1 y BB / D007585 / 1) a RCH

Materials

10 ml syringe
5 ml syringe
1 ml syringe with elongated tip
Petri dish 60 mm
Silicone dissection dish/block Dow Corning Sylguard 184 Silicone Elastomer Kit Throughly mix both components, pour into mould and cure for 2 hours at 60ᵒC
Syringe filters Millex 22 µm PVDF filter 
Capillaries (for omatidia separation) Glass, 1.2 x 0.68 mm (~7.5 cm each)
Polyethylene Tubing Becton Dickinson 1.57 x 1.14 mm (35 cm)
 2 small beakers 50 ml or less
2 paraffin film sheets Parafilm M ~5 x 5 cm
Bath chamber home made
Cover slips 22 x 22 mm No. 0
Paraplast Plus Sigma Paraffin – polyisobutylene mixture To glue the coverslip onto the bottom of the bath chamber
Ground Warner Instruments  64-1288 Hybrid Assembly Ag-AgCl Wire Assembly
Headless micro dissection needle Entomology, 12 mm
Micro dissecting needle holder
Vise
2 fine tweezers + 1 rough tweezers Dumont #5, Biology  0.05 x 0.02 mm, length 110 mm, Inox
Stereoscopic zoom Microscope  Nikon SMZ-2B
Cold light source Schott KL1500 LCD
Filter (Color) for cold light source Schott RG620
Delicate wipers Kimtech Kimwipes
Electrode holder Warner Instruments QSW-T10P Q series Holders compatible with Axon amplifiers, straight body style
Silver Wire Warner Instruments 0.25 mm diameter, needs to be chloridized
Micromanipulator Sutter Instruments MP 85 Huxley-Wall Style Micromanipulator
Faraday cage home made Electromagnetic noise shielding and black front curtain
Anti-vibration Table Newport VW-3036-OPT-01
Osilloscope GW GOS-622G
Perfusion system Warner Instruments VC-8P Pinch valve control system
Perfusion valve controller Scientific instruments BPS-8
Suction system
Amplifier Molecular Device Axopatch-1D
Head-stage Molecular Device CV – 4 Gain: x 1/100
A/D converter Molecular Device Digidata 1440A
Clampex Molecular Device 10 software
pCLAMP Molecular Device 10 software
Light source (Xenon Arc lamp) Sutter Instruments Lambda LS
Light detector home made phototransistor
Filter wheel and shutter controller Sutter Instruments Lambda 10-2 with a Uniblitz shutter
Filters (Natural density filter) Chroma 6,5,4,3,2,1,0.5,0.3
Filter (Color) Schott OG590, Edge filter
Xenon Flash Lamp system Dr. Rapp OptoElecftronic JML-C2
Light guide Quartz 
Pulse generator AMPI Master 8
Microscope Olympus IX71, Inverted
Red illumination filter (Microscope) RG630 / RG645 ø45mm
Microscope objective Olympus X60/0.9 UplanFL N air or X60/1.25 UplanFI oil
CCD Camera Andor iXon DU885K
NIS Element  Nikon AR software
Ca+2 indicator Invitrogen Calcium green 5N
Excitation & emission filters and dichroic mirror Chroma 19002 – AT – GFP/FITC Longpass set
Vertical pipette puller Narishige  Model PP83 Use either vertical or horizontal puller, as preferred.
Horizontal pipette puller Sutter Instrument  Model P-1000 Flaming/Brown Micropipette Puller
Filament Sutter Instrument 3 mm trough or square box
Capillaries Harvard Apparatus borosilicate glass capillaries 1 x 0.58 mm

Riferimenti

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Citazione di questo articolo
Katz, B., Gutorov, R., Rhodes-Mordov, E., Hardie, R. C., Minke, B. Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors. J. Vis. Exp. (124), e55627, doi:10.3791/55627 (2017).

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