Summary

Модель WinCF - недорогой и увлекательный микрокосм слизистой бронхиолы для изучения микробиологии легких

Published: May 08, 2017
doi:

Summary

Слизь, закупоренная воздухоносами пациентов с муковисцидозом (CF), является идеальной средой для развития микробных патогенов. В рукописи описан новый метод изучения микробиома легкого CF в среде, которая имитирует, где они вызывают заболевание, и как изменения химических условий могут стимулировать микробную динамику.

Abstract

Многие хронические заболевания дыхательных путей в результате закупорки слизи из дыхательных путей. Лёгкий человек с муковисцидозом является примерным случаем, когда их слизистые пробками бронхиол создают благоприятную среду обитания для микробной колонизации. Различные патогенные микроорганизмы процветают в этой среде взаимодействующего друг с другом и движущие многими из симптомов, связанных с болезнью CF. Как и любой микробного сообщества, химические условия их обитания оказывают значительное влияние на структуру и динамику сообщества. Например, различные микроорганизмы процветают в различных уровнях кислорода или других концентраций растворенного вещества. Это также верно и в CF легких, где концентрация кислорода, как полагают, диск сообщества физиологию и структуру. Методы, описанные здесь, предназначены для имитации среды легкой и расти патогенных образом более похожи на то, из чего они вызывают заболевание. Манипулирование химического окружения этих микробов затем используется для изучения того, как в КемиИнтенсивность инфекций легкого определяет ее микробную экологию. Метод, называемый системой WinCF, основан на искусственной среде мокроты и узких капиллярных трубках, предназначенных для обеспечения градиента кислорода, подобного тому, который существует в слизистых бронхиолах. Манипулирование химическими условиями, такими как рН среды мокроты или давлением антибиотиков, позволяет визуализировать микробиологические различия в этих образцах с использованием цветных индикаторов, наблюдать за образованием газа или биопленки или экстрагировать и секвенировать содержание нуклеиновых кислот в каждом образце.

Introduction

Описано в этой рукописи метод называют систему WinCF 1. Общая цель WinCF заключается в создании экспериментальной установки, способную моделировать среду слизи заполненных бронхиол легкихов. Это позволит для послушной системы для изучения микробных возбудителей заболеваний легких с гиперсекреции слизи фенотипа в том числе муковисцидоз (CF), хроническая обструктивная болезнь легких (ХОБЛ), астма и другие. Процедура была разработана специально для изучения CF, который характеризуется мутациями , которые вызывают выделения легких , чтобы стать толстыми и трудно очистить, в конце концов заполнение бронхиолы и другие небольшие проходов со слизью 2. Такие закупорки в легких не препятствуют газообмена , потому что вдыхаемый воздух больше не в состоянии достигнуть многих альвеол , а также обеспечивают среду обитания для бактериальной колонизации 3, 4. Невозможность предотвратить рост микробов вЧрезмерная легкая слизь в конечном итоге приводит к развитию сложных хронических инфекций дыхательных путей. Эти сообщества содержат множество организмов, включая вирусы, грибы и бактерии, такие как Pseudomonas aeruginosa , все взаимодействующие друг с другом 5 , 6 , 7 , 8 . Считается, что активность микробиома легкого МВ участвует во вспышках симптомов, называемых обострениями легких 1 , 9 , 10 , 11 . WinCF позволяет изучать поведение микробного сообщества вокруг этих обострений и в настоящее время расширяется, чтобы выступать в качестве базовой экспериментальной системы для изучения микробной экологии легких. Традиционно обострения изучались путем прямого анализа проб, взятых из легких. Много смешающих факторов делают прямой анализ микробного behavior в легкой сложном, с системой WinCF, многие из этих факторов удаляются и поведение микробиома легких может быть изучено более непосредственно, что позволяет более тонкого анализ бактериальной активности в слизи пробок бронхиолы.

Система WinCF обеспечивает способ расти и анализировать бактерии таким образом, что эффективно имитирует среду легких. Традиционные методы выращивания бактерий легкой часто вовлеченные образцы культивирования на традиционных чашках с агаром. Эти методы оставляют образцы открытыми для атмосферного кислорода, пренебрегая для учета гипоксических и часто бескислородных условий в бронхиолах легких , подключенных со слизью 12, 13. Культивирование на агаре в аэробных условиях не что иное, как среды CF легких и может ввести в заблуждение врачей и исследователей относительно поведения патогенов, которые они пытаются лечить. Кроме того, питательные вещества, доступные для бактерий на чашкахОтличаются от имеющихся в фактической мокроте, которая учитывается в WinCF за счет использования искусственной мокроты (ASM). Как показывают культуры Pseudomonas у Sriramulu et al. 14 , ASM включает в себя определенный набор компонентов, который имитирует ресурсы, доступные для микробов мокроты, а также повторяет физическую консистенцию мокроты. Поскольку у больного легкого есть специфический микробиома, изучение таких микроорганизмов в идеале должно происходить и в специфических условиях легкого.

Система WinCF позволяет быстро анализировать и легко манипулировать условиями эксперимента, чтобы наблюдать микробные изменения, похожие на то, как они происходят в фактическом бронхиоле легких. Эта методика позволяет инокулировать несметное число родственных типов образцов, включая мокроту, слюну, другие секреты тела и чистые или смешанные бактериальные культуры. Характер экспериментальной установки позволяет сразу визуально интерпретироватьмикробное поведение сообщества и предназначено для того, чтобы легко наносить вниз по течению от множества микробиологических и omics процедур. Такие исследования имеют важное значение, потому что бактериальные изменения состава сообщества на основе физико-химических условий окружающей их среды. С WinCF химических условий в средствах массовой информации можно манипулировать, чтобы проанализировать влияние на бактериальной активности. Так, например, кислотность в средствах массовой информации может быть изменена перед посевом с образцом. После инкубации бактериальной активности в каждой из этих условий можно непосредственно сравнивать, и могут быть сделаны выводы о том, как бактерии в этих образцах мокроты ведут в ответ на изменения рН. Здесь мы опишем порядок применения системы WinCF и примеры того, как химия СМИ можно манипулировать, чтобы изучить воздействие на микробиомом легких.

Protocol

1. Подготовка запасов для искусственного мокроты СМИ Создание 5% раствора муцин. Добавить 1,0 г обезвоженного желудка свиньи муцин до 20 мл деионизированной воды. Автоклав полученного раствора. Примечание: муцин стерилизация разрушит присущую структуру; другие способы стерилиз?…

Representative Results

Микробиологический рост через различные химические условия, индуцируемые в пробах с резко в некоторых случаях и более тонко в других варьировался. Многие изменения активности были визуально в природе, будучи очевидным, как только инкубационный период закончился. В п…

Discussion

Микробиологический состав легкого с CF содержит большое разнообразие организмов, но условия в легких , вероятно , оказывают значительное влияние на то , что виды микробов могут выжить и процветать 13, 15. Конкретные механизмы, с помощью которых эти условия и?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы хотели бы отметить Vertex Pharmaceuticals и Премию за инновации в области кистозного фиброза для финансирования Р. Куинна и NIH / NIAID для финансирования гранта 1 U01 AI124316-01, подхода системной биологии к лечению мультирезистентных патогенов. Мы также хотели бы поблагодарить Департамент механической и аэрокосмической инженерии UCSD за курс обучения старшему инженерному делу в области машиностроения для содействия сотрудничеству с инженерными аспектами этой работы.

Materials

Color-Coded Capillary Tubes Fisher Scientific 22-260943
Cha-seal Tube Sealing Compound Kimble-Chase 43510
Mucin from porcine stomach Sigma M1778
Ferritin, cationized from horse spleen Sigma F7879
Salmon sperm DNA Sodium salt (sonified) AppliChem Panreac A2159
MEM Nonessential Amino Acids Corning cellgro 25-025-CI
MEM Amino Acids Cellgro 25-030-CI
Egg Yolk Emulsion, 50% Dalynn Biologicals VE30-100
Potassium Chloride Fisher Scientific P2157500
Sodium Chloride Fisher Scientific S271500
15mL centriguge tubes with Printed Graduations and Flat Caps VWR 89039-666
50mL centrifuge tubes with Printed Graduations and Flat Caps VWR 89039-656
1.5mL microcentrifuge tubes Corning MCT-150-R
2.0mL microcentrifuge tubes Corning MCT-200-C

Riferimenti

  1. Quinn, R. A., et al. A Winogradsky-based culture system shows an association between microbial fermentation and cystic fibrosis exacerbation. ISME J . 9, 1024-1038 (2015).
  2. Quinton, P. M. Cystic fibrosis: impaired bicarbonate secretion and mucoviscidosis. Lancet. 372 (9636), 415-417 (2008).
  3. Harrison, F. Microbial ecology of the cystic fibrosis lung. Microbiology. 153 (Pt 4), 917-923 (2007).
  4. Caverly, L. J., Zhao, J., LiPuma, J. J. Cystic fibrosis lung microbiome: Opportunities to reconsider management of airway infection. Pediatr pulmonol. 50, S31-S38 (2015).
  5. Blainey, P. C., Milla, C. E., Cornfield, D. N., Quake, S. R. Quantitative analysis of the human airway microbial ecology reveals a pervasive signature for cystic fibrosis. Sci Transl Med. 4 (153), 153ra130 (2012).
  6. Willner, D., et al. Spatial distribution of microbial communities in the cystic fibrosis lung. ISME J. 6 (2), 471-474 (2012).
  7. Delhaes, L., et al. The airway microbiota in cystic fibrosis: a complex fungal and bacterial community–implications for therapeutic management. PloS one. 7 (4), e36313 (2012).
  8. Rogers, G. B., et al. D. Bacterial diversity in cases of lung infection in cystic fibrosis patients: 16S ribosomal DNA (rDNA) length heterogeneity PCR and 16S rDNA terminal restriction fragment length polymorphism profiling. J clin microbiol. 41 (8), 3548-3558 (2003).
  9. Stenbit, A. E., Flume, P. A. Pulmonary exacerbations in cystic fibrosis. Curr Opin Pulm Med. 17 (6), 442-447 (2011).
  10. Twomey, K. B., et al. Microbiota and metabolite profiling reveal specific alterations in bacterial community structure and environment in the cystic fibrosis airway during exacerbation. PloS one. 8 (12), e82432 (2013).
  11. Carmody, L. A., et al. Changes in cystic fibrosis airway microbiota at pulmonary exacerbation. Ann. Am. Thorac. Soc. 10 (3), 179-187 (2013).
  12. Worlitzsch, D., et al. Effects of reduced mucus oxygen concentration in airway Pseudomonas infections of cystic fibrosis patients. J. Clin. Invest. 109 (3), 317-325 (2002).
  13. Cowley, E. S., Kopf, S. H., LaRiviere, A., Ziebis, W., Newman, D. K. Pediatric Cystic Fibrosis Sputum Can Be Chemically Dynamic, Anoxic, and Extremely Reduced Due to Hydrogen Sulfide Formation. mBio. 6 (4), e00767-e00715 (2015).
  14. Sriramulu, D. D., Lünsdorf, H., Lam, J. S., Römling, U. Microcolony formation: a novel biofilm model of Pseudomonas aeruginosa for the cystic fibrosis lung. J. Med. Microbiol. 54 (Pt 7), 667-676 (2005).
  15. Quinn, R. A., et al. Biogeochemical forces shape the composition and physiology of polymicrobial communities in the cystic fibrosis lung. mBio. 5 (2), (2014).
check_url/it/55532?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Comstock, W. J., Huh, E., Weekes, R., Watson, C., Xu, T., Dorrestein, P. C., Quinn, R. A. The WinCF Model – An Inexpensive and Tractable Microcosm of a Mucus Plugged Bronchiole to Study the Microbiology of Lung Infections. J. Vis. Exp. (123), e55532, doi:10.3791/55532 (2017).

View Video