Summary

Método quirúrgico para la entrega de genes mediada por virus de la oreja del ratón Interior a través de la ventana de membrana Ronda

Published: March 16, 2015
doi:

Summary

The described post-auricular surgical approach allows rapid and direct delivery into the mouse cochlear scala tympani while minimizing blood loss and animal mortality. This method can be used for cochlear therapy using molecular, pharmacologic and viral delivery to postnatal mice through the round window membrane.

Abstract

La terapia génica, que se utiliza para lograr la recuperación funcional de la sordera neurosensorial, se compromete a conceder una mejor comprensión de los mecanismos moleculares y genéticos subyacentes que contribuyen a la pérdida de la audición. Introducción de vectores en el oído interno debe hacerse de una manera que distribuye ampliamente el agente a lo largo de la cóclea al tiempo que minimiza la lesión a las estructuras existentes. Este manuscrito describe un enfoque quirúrgico post-auricular que se puede utilizar para la terapia coclear ratón usando molecular, farmacológica, y la entrega viral a ratones día postnatal 10 y mayores a través de la membrana de la ventana redonda (RWM). Este abordaje quirúrgico permite una entrega rápida y directa en la rampa timpánica y reducir al mínimo la pérdida de sangre y evitar la mortalidad de los animales. Esta técnica implica un daño insignificante o no a las estructuras esenciales del oído medio e interno, así como los músculos del cuello, mientras su totalidad preservar la audición. Para demostrar la eficacia de esta técnica quirúrgica, el glutam vesicularcomió transportador 3 knockout (KO VGLUT3) los ratones se utilizará como un ejemplo de un modelo de ratón de la sordera congénita que recupera la audición después de la entrega de VGLUT3 al oído interno utilizando un virus adeno-asociado (AAV-1).

Introduction

La terapia génica durante mucho tiempo ha sido sugerido como un posible tratamiento para la pérdida auditiva genética, pero el éxito en esta área ha sido difícil de alcanzar 1. Hasta la fecha, las metodologías mediadas por virus han predominado por la capacidad teórica para dirigirse a tipos específicos de células dentro de la cóclea relativamente inaccesible. Ambos adenovirus (AV) y el virus adeno-asociado (AAV) se han utilizado para la entrega de genes coclear. AAV son ventajosos en la cóclea por un número de razones. Ellos son virus deficientes en la replicación y pueden transferir de manera eficiente moléculas transgénicos para diferentes tipos de células incluyendo neuronas, un objetivo importante para un número de causas de la pérdida de audición. Entrada AAV en la célula está mediada por receptores específicos 2; Por lo tanto, la elección de un serotipo particular, debe ser compatible con los tipos de células a ser transducidas. AAV puede transfectar eficazmente células ciliadas 3 e incorporar en el genoma del huésped, lo que resulta en una expresión estable y a largo plazo de la traproteína nsgenic y cambio fenotípico en la celda 4. Aunque no necesariamente ventajoso para aplicaciones de corto plazo, tales como la regeneración de células de pelo, expresión a largo plazo es muy importante para el rescate estable de defectos genéticos. Debido AAV no están asociados con ninguna enfermedad humana o infección y demuestran no ototoxicidad 5,6,7, son un candidato ideal para su uso en la terapia génica para formas heredadas de la pérdida de audición 8.

Transferencia de material genético exógeno en el oído interno de los mamíferos utilizando vectores virales se ha estudiado en la última década y se perfila como una técnica prometedora para el tratamiento de las formas tanto genéticas y adquiridas de la pérdida de 9 de la audición. La cóclea es potencialmente una diana ideal para la terapia génica por varias razones: 1) su volumen pequeño requiere una cantidad limitada de que el virus sea necesario; 2) su relativo aislamiento de otros efectos secundarios límites del sistema de órganos; y 3) sus cámaras llenas de líquido facilitan viralentrega en todo el laberinto 10, 11,12,13,14, 15.

Los modelos de ratón de la sordera congénita permiten el uso de muchos métodos de estudio para monitorear el desarrollo del oído interno de una manera sistemática, replicable. Mientras que el pequeño tamaño de cochleae ratón no presenta cierta dificultad quirúrgica, el ratón sirve como un modelo extremadamente importante en el estudio de la pérdida auditiva genética, con varias ventajas sobre otras especies experimentales 16. Los modelos de ratón permiten la evaluación de una serie de características a través de análisis de ligamiento genético, colección de observaciones morfológicas detalladas, y la simulación de escenarios patógenos; Como tales, son buenos candidatos para la terapia génica mediada por virus. Extensos estudios genéticos en ratones combinados con los avances tecnológicos han hecho posible la generación de ratones modificados genéticamente de forma reproducible a través de laboratorios de 17,18, 19, 20,21. Furthermore, existen numerosos modelos para ambos adquiridas y heredadas de la audición fenotipos de pérdida en ratones, lo que permite a rigurosas pruebas en este modelo animal 22, 23,24. Por lo tanto, la corrección de la audición mediante la terapia génica mediada por virus en un modelo de ratón es un primer paso apropiado en la búsqueda de una cura para la enfermedad humana.

Hemos demostrado previamente que los ratones transgénicos que carecen de glutamato vesicular transportador 3 (VGLUT3) nacen sordos debido a la falta de liberación de glutamato en la sinapsis cinta IHC 25. Debido a que esta mutación no conduce a una degeneración primaria de las células ciliadas sensoriales, estos ratones mutantes son potencialmente un excelente modelo en el que para probar la terapia génica coclear para la pérdida de audición congénita.

Hasta la fecha, un número de técnicas de administración virales para la terapia génica coclear se han descrito, incluyendo la difusión membrana de la ventana redonda, la inyección de membrana de la ventana redonda, y la entrega a través de una cocleostomía. Hay potenteventajas ial y desventajas de cada uno de estos enfoques 9.

Aquí mostramos un método quirúrgico para la entrega de genes mediada por virus en el oído interno VGLUT3 KO ratón a través de la membrana de la ventana redonda (RWM). El método de inyección de RWM post-auricular es mínimamente invasiva con la preservación audiencia excelente, y es relativamente rápido. Como hemos publicado anteriormente, en un esfuerzo para restaurar la audición en este modelo de ratón, un vector de AAV1 que lleva el gen VGLUT3 (AAV1-VGLUT3) se introdujo en la cóclea de estos ratones sordos en el día postnatal 12 (P! @), Resultando en la restauración de la audición 26. Audición en los ratones KO VGLUT3 se verificó por la respuesta del tronco encefálico (ABR), mientras que la expresión de proteínas transgén se verificó mediante inmunofluorescencia (IF). Por tanto, esta metodología demuestra que la terapia génica mediada por virus-puede corregir un defecto genético que de otro modo resulta en sordera.

Protocol

NOTA: Todos los procedimientos y manejo de los animales cumplido con las pautas de ética NIH y los requisitos del protocolo aprobado del Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de California en San Francisco. 1. Preparación del Animal de Cirugía Llevar a cabo procedimientos quirúrgicos en un espacio dedicado limpio. Autoclave todos los instrumentos quirúrgicos, esterilizar con un esterilizador de vidrio de grano antes de la cirugía. NOTA: …

Representative Results

Para verificar las características técnicas y utilidad del enfoque post-auricular para la terapia molecular coclear, AAV1-VGLUT3, AAV1-GFP y AAV2-GFP se entregaron en ratones P10-12 oído interno a través de la RWM. Este enfoque demuestra con éxito la expresión del transgén dentro de las células ciliadas internas (IHC) (VGLUT3 Figura 1 y Figura 2 GFP y GFP Figura 3A), las células ciliadas externas (OHC) (GFP Figura 2) y células de soporte (GFP …

Discussion

En este trabajo, se describe en detalle una técnica que se puede utilizar para la terapia génica coclear, con el objetivo de restaurar o rescatar la función auditiva normal que se ve comprometida por un defecto genético. Como es típicamente atraumática, este enfoque es seguro para la transferencia de genes coclear u otras terapias moleculares potenciales 30. Se han descrito otros enfoques para la terapia coclear, incluyendo un enfoque ventral 24, cocleostomía 31,32 y el saco endol…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work is supported by an R21 grant from the National Institutes of Health and by a grant from Hearing Research, Incorporated.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Ketamine Butler Schein
Xylazine AnaSed
Acepromazine Provided by UCSF LARC
Carprofen analgesia Provided by UCSF LARC
Betadine Betadine Puredue Pharma
dexamethasone ophthalmic ointment (TobraDex) Alcon
Heating pad Braintree scientific, inc.
25G needle BD 305127
Borosilicate capillary pipette World precision instruments, inc. 1B100F-4
Suture PDS*plus Antibacterial Ethicon PDP149
Tissue glue (Vetcode) Butler Schein 31477
Rabbit Anti-GFP antibody Invitrogen A11122
Dissecting microscope      Leica MZ95
Flaming/ Brown Micropipette      Sutter Instrument Co
Puller Model P-97  
TDT BioSig III System                 Tucker-Davis Technologies

Riferimenti

  1. Jero, J., et al. Cochlear gene delivery through an intact round window membrane in mouse. Hum. Gene Ther. 12 (5), 539-548 (2001).
  2. Nam, H. J., et al. Structure of adeno-associated virus serotype 8, a gene therapy vector. J. Virol. 81 (22), 12260-12271 (2007).
  3. Ryan, A. F., Mullen, L. M., Doherty, J. K. Cellular targeting for cochlear gene therapy. Adv Otorhinolaryngol. 66, 99-115 (2009).
  4. Xia, L., Yin, S., Wang, J. Inner ear gene trasfection in neonatal mice using adeno-associate viral vwctor: a comparison of two approaches. PLoS One. 7 (8), e43218 (2012).
  5. Husseman, J., Raphael, Y. Gene therapy in the inner ear using adenovirus vectors. AdvOtorhinolaryngol. 66, 37-51 (2009).
  6. Ballana, E., et al. Efficient and specific transduction of cochlear supporting cells by adeno-associated virus serotype 5. Neurosci. Lett. 442 (2), 134-139 (2008).
  7. Praetorius, M., et al. Adenoviral vectors for improved gene delivery to the inner ear. Hear. Re. 248 (1-2), 31-38 (2009).
  8. Kay, M. A., Glorioso, C. G., Naldini, L. Viral vectors for gene therapy: the art of turning infectious agents into vehicles of therapeutics. Nature Medicine. 7 (1), 33-40 (2001).
  9. Kesser, B. W., Lalwani, A. K., Ryan, A. F. Gene Therapy and Stem Cell Transplantation: Strategies for Hearing Restoration. Adv Otorhinolaryngol. 66, 64-86 (2009).
  10. Cooper, L. B., et al. AAV-mediated delivery of the caspase inhibitor XIAP protects against cisplatin ototoxicity. Otol. Neurotol. 27 (4), 484-490 (2006).
  11. Gratton, M. A., Salvi, R. J., Kamen, B. A., Saunders, S. S. Interaction of cisplatin and noise on the peripheral auditory system. Hear. Res. 50 (1-2), 211-223 (1990).
  12. Lalwani, A. K., Walsh, B. J., Reilly, P. G., Muzyczka, N., Mhatre, A. N. Development of in vivo gene therapy for hearing disorders: introduction of adeno-associated virus into the cochlea of the guinea pig. Gene Ther. 3 (7), 588-592 (1996).
  13. Kesser, B. W., Hashisaki, G. T., Holt, J. R. Gene Transfer in Human Vestibular Epithelia and the Prospects for Inner Ear Gene Therapy. Laryngoscope. 118 (5), 821-831 (2008).
  14. Izumikawa, M., et al. Auditory hair cell replacement and hearing improvement by Atoh1 gene therapy in deaf mammals. Nat. Med. 11 (3), 271-276 (2005).
  15. Praetorius, M., et al. Adenovector-mediated hair cell regeneration is affected. Acta Otolaryngol. 130 (2), 215-222 (2009).
  16. Friedman, L. M., Dror, A. A., Avraham, K. B. Mouse models to study inner ear development and hereditary hearing loss. Int. J. Dev. Biol. 51 (6-7), 609-631 (2007).
  17. Chang, E. H., Van Camp, G., Smith, R. J. The role of connexins in human disease. Ear Hear. 24 (4), 314-323 (2003).
  18. Cohen-Salmon, M., et al. Targeted ablation of connexin26 in the inner ear epithelial gap junction network causes hearing impairment and cell death. Curr. Biol. 12 (13), 1106-1111 (2002).
  19. Nickel, R., Forge, A. Gap junctions and connexins in the inner ear: their roles in homeostasis and deafness. Curr. Opin. Otolaryngol. Head Neck Surg. 16 (5), 452-457 (2008).
  20. Lv, P., Wei, D., Yamoah, E. N. Kv7-type channel currents in spiral ganglion neurons: involvement in sensorineural hearing loss. J. Biol. Chem. 285 (45), 34699-34707 (2010).
  21. Leibovici, M., Safieddine, S., Petit, C. Mouse models for human hereditary deafness. Curr. Top. Dev. Biol. 84, 385-429 (2008).
  22. Dror, A. A., Avraham, K. B. Hearing loss: mechanisms revealed by genetics and cell biology. Annu. Rev. Genet. 43, 411-437 (2009).
  23. Richardson, G. P., de Monvel, J. B., Petit, C. How the genetics of deafness illuminates auditory physiology. Annu. Rev. Physiol. 73, 311-334 (2011).
  24. Jero, J., Tseng, C. J., Mhatre, A. N., Lalwani, A. K. A surgical approach appropriate for targeted cochlear gene therapy in the mouse. Hearing Research. 151 (1-2), 106-114 (2001).
  25. Seal, R. P., et al. Sensorineural deafness and seizures in mice lacking vesicular glutamate transporter 3. Neuron. 57 (2), 263-275 (2008).
  26. Akil, O., et al. Restoration of hearing in the VGLUT3 knockout mouse using virally mediated gene therapy. Neuron. 75 (2), 283-293 (2012).
  27. Akil, O., et al. Progressive deafness and altered cochlear innervation in knock-out mice lacking prosaposin. J. Neurosci. 26 (5), 13076-13088 (2006).
  28. Fremeau, R. T., et al. Vesicular glutamate transporters 1 and 2 target to functionally distinct synaptic release sites. Science. 304 (5678), 1815-1819 (2004).
  29. Akil, O., Lustig, L. R. Mouse Cochlear Whole Mount Immunofluorescence. Bio-protocol. , (2013).
  30. Kho, S. T., Pettis, R. M., Mhatre, A. N., Lalwani, A. K. Cochlea microinjection and its effects upon auditory function in guinea pig. Eur Arch Otorhinolaryngol. 257 (9), 469-472 (2000).
  31. Iizuka, T., et al. Noninvasive in vivo delivery of transgene via adeno-associated virus into supporting cells of the neonatal mouse cochlea. Hum. Gene Ther. 19 (4), 384-390 (2008).
  32. Kilpatrick, L. A., et al. Adeno-associated virus-mediated gene delivery into the scala media of the normal and deafened adult mouse ear. Gene Ther. 18 (6), 569-578 (2011).
  33. Yamasoba, T., Yagi, M., Roessler, B. J., Miller, J. M., Raphael, Y. Inner Ear Transgene Expressionafter Adenoviral Vector Inoculation in the Endolymphatic Sac Hum. Gene Ther. 10 (5), 769-774 (1999).
  34. Praetorius, M., Baker, K., Weich, C. M., Plinkert, P. K., Staecker, H. Hearing preservation after inner ear gene therapy: the effect of vector and surgical approach. ORL J. Otorhinolaryngol. Relat. Spec. 65 (4), 211-214 (2003).
  35. Carvalho, G. J., Lalwani, A. K. The effect of cochleaostomy and intracochlear infusion on auditory brain stem response threshold in the guinea pig. Am. J. Otol. 20 (1), 87-90 (1999).
  36. Kawamoto, K., Oh, S. H., Kanzaki, S., Brown, N., Raphael, Y. The Functional and Structural Outcome of Inner Ear Gene Transfer via the Vestibular and Cochlear Fluids in Mice. Mol. Ther. 4 (6), 575-585 (2001).
  37. Lalwani, A. K., Han, J. J., Walsh, B. J., Zolotukhin, S., Muzyczka, N., Mhatre, A. N. Green fluorescent protein as a reporter for gene transfer studies in the cochlea. Hear Res. 114 (1-2), 139-147 (1997).
  38. Lalwani, A. K., et al. Long-term in vivo cochlear transgene expression mediated by recombinant adeno-associated virus. Gene Ther. 5 (2), 277-281 (1998).
  39. Raphael, Y., Frisancho, J. C., Roessler, B. J. Adenoviral-mediated gene transfer into guinea pig cochlear cells in vivo. Neurosci. Lett. 207 (2), 137-141 (1996).
  40. Weiss, M. A., Frisancho, J. C., Roessler, B. J., Raphael, Y. Viral mediated gene transfer in the cochlea. Int. J. Dev. Neurosci. 15 (4=5), 577-583 (1997).
  41. Pettis, R. M., Han, J. J., Mhatre, A. N., Lalwani, A. K. Intracochlear infusion of recombinant adeno associated virus: Analysis of its dissemination to near and distant tissues. Assoc. Res. Otolaryngol. Abstr. 21, 673 (1998).
  42. Konish, i. M., Kawamoto, K., Izumikawa, M., Kuriyama, H., Yamashita, T. Gene transfer into guinea pig cochlea using adeno-associated virus vectors. J. Gene Med. 10 (6), 610-618 (2008).
  43. Kaplitt, M. G., et al. Long-term gene expression and phenotypic correction using adeno-associated virus vectors in the mammalian brain. Nature Genetics. 8 (2), 148-154 (1994).

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Citazione di questo articolo
Akil, O., Rouse, S. L., Chan, D. K., Lustig, L. R. Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane. J. Vis. Exp. (97), e52187, doi:10.3791/52187 (2015).

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