JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biologia

Оценка Виды-конкретный вклад в черепно-лицевой развития Использование Перепела-утки химер

Published: May 31, 2014
doi:
10.3791/51534
,
1Department of Orthopaedic Surgery,University of California at San Francisco

Summary

Эта статья описывает способ генерировать химерных эмбрионов, которые предназначены для проверки по конкретным видам вкладов нервного гребня и / или других тканей к черепно-лицевого развития.

Abstract

Поколение химерных эмбрионов является широко распространенной и мощный подход к изучению клеточных судьбы, ткани взаимодействия и видоспецифичные вклад в гистологических и морфологических развития эмбрионов позвоночных. В частности, использование химерных эмбрионов установил важность нервного гребня в направлении на конкретные виды морфологию черепно-лицевой комплекса. Метод, описанный здесь использует два вида птиц, утки и перепела, с удивительно разной черепно-лицевой морфологии. Этот метод значительно облегчает исследование молекулярной и клеточной регуляции видоспецифичного рисунком в черепно-лицевой комплекса. Эксперименты в перепелиных и утиных химерных эмбрионов уже показал нервного гребня опосредованного тканей взаимодействия и клеточно-автономным поведения, которые регулируют видоспецифических шаблон в черепно-лицевой скелет, мускулатуру и кожного покрова. Большое разнообразие нейронных производных гребня предполагает значительный потенциалдля будущих применений перепела-утки химерных системы к пониманию развития позвоночных, болезни и эволюцию.

Introduction

Скелет лица развивается из роста и слияния нескольких процессов лица, которые состоят из нервного гребня и мезодермального мезенхимы окружении эктодермального и энтодермальных эпителиальных слоях 1-11. Морфогенетические события, произошедшие в каждом процессе, регулируются различными взаимодействиями сигнализации между мезенхимы и прилегающих эпителия 12-16. Изменения в этих сигнальных взаимодействий и / или их нижестоящих эффекторов способствовать фенотипов заболевания, а также могут иметь отношение к эволюции черепно-лицевой скелет 17, 18. Поэтому выяснение сроков и характера ткани взаимодействий имеет большой потенциал для увеличения нашего понимания развития и эволюционной биологии лицевого скелета.

Использование химерных эмбрионов для исследования тканей взаимодействия имеет долгую историю в биологии развития. Этот подход был впервые Гансом Spemann и его лабораториикоторый обнаружил эмбриональных "организаторы" путем пересадки тканей между эмбрионов разных видов амфибий. Спеманн был мастером микро-хирургических методов, чьи руки навыков были дополнены его развития специализированных инструментов, в частности, пипетки Спеманн. Виктор Гамбургер был аспирантом в лаборатории Ганса Spemann во Фрайбурге в 1920, который является, когда были выполнены оригинальные эксперименты по пересадке, которые привели к Нобелевской премии Шпемана. Когда Гамбургер переехал в Университете Вашингтона в Сент-Луисе в 1935 году, он подробно процесс создания микропипетки Спеманн в его Руководстве по экспериментальной эмбриологии 19. Дрю Noden не был аспирантом в лаборатории Гамбургера Вашингтонского университета до 1972 года. После переезда в Университете Массачусетса, Амхерст, а затем в университете Корнелла, Noden продолжал изготовления и использования Спеманн микропипетки за его хирургические трансплантации, связанных с перепелиным-куриных химер. &# 160;. Несмотря на то, аспирант, один из авторов (Rich Schneider) подготовленных с Дрю Noden в Корнельском с 1995 по 1998 Следующий протокол для принятия микропипетки Спеманн основана на описаниях, написанных Гамбургер и Noden, и включает в себя последующие изменения, внесенные Шнайдер.

Использование перепела-куриных химер для изучения черепно-лицевого развития и особенно для понимания вклада клеток нервного гребня был впервые Noden и Ле Douarin в начале 1970-х, отзывы в Ле Douarin др. 20. Этот подход был широко принята во многих исследованиях и многочисленными другими исследователями 1, 4, 5, 21-38. Эквивалентные темпы роста и морфологии перепелов и кур сделать пересадки в них идеально подходит для изучения клеточных судеб и рода трассировки. Тем не менее, из-за сходства между перепелов и кур, морфологические изменения индuced по донорских клеток трудно расшифровать. Напротив, другие птиц химерные системы включили домашней утки, как способ изучения механизмов, которые делают эмбрионы анатомически отличается 39-50. В частности, перепела-утка химерные система предлагает множество преимуществ для взыскательных эффекты донора на хосте, и наоборот. Во-первых, перепелиные и утиные эмбрионы отличаются по размеру тела и формы, что обеспечивает прямой путь для изучения-доноры или размещения с механизмы формирования структур путем анализа для дифференциальных доменов экспрессии генов (рис. 1 А и В). Во-вторых, перепелиные и утиные эмбрионы имеют значительно различные скорости созревания, с перепелиное инкубационное в 17 дней и утка штриховкой на 28 дней. Пересаживают нервного гребня сохраняет свою внутреннюю скорость созревания в принимающей среде, и, таким образом, идентификация временных изменений в экспрессии генов, ткани взаимодействий, гистогенеза и морфогенеза можно51-57. Наконец, анти-перепела ядерное антитело (Q ¢ PN) позволяет доноров и принимающих сотовые взносы, чтобы быть постоянно отличаются друг от друга, признав белок, который экспрессируется повсеместно в перепелиных клетках, но отсутствует от утиных клеток.

Protocol

1. Подготовьте вольфрама Иглы Вырежьте вольфрама стержень в половине используя кусачки, чтобы стержень не гнется. Заправьте стержень через коническим концом 5 3/4 в боросиликатного стекла пипетки Пастера. Оставляя примерно 3/4 в часть стержня, торчащие из стекла, придерживаться стержень в пипетки с небольшим борта "клея-расплава" (HMA), который является клей-карандаш используется для клеевой пистолет. НМА следует быстро плавится в пламени спирта, стараясь не сжечь клей и генерировать черный дым. Используя пару щипцов, не согнуть кончик вольфрамового стержня (около 1/4 от верхнего конца), пока угол в 45 ° достигается. Держа пипетку Пастера, разместить около 1/8 дюйма из кончика вольфрамового стержня в пламя пропановой горелки. Держите кончик устойчивый и строго перпендикулярно к пламени. Вытащите иглу из пламени момент крошечный оранжевый пятнышко tungsдесять улетает иглы. 2. Подготовьте Спеманн Пипетки Использование горелку, нагрейте узкий конец пипетки Пастера, пока стекло вскоре за конусом не начнет таять. Удалить из пламени и вытащить кончик до пипетка не становится опечатаны. Убедитесь, что остается часть конической части, которая имеет наружный диаметр примерно 0,7-1,0 мм. Перерыв запечатанный конец от примерно 4 см от конуса. Прикрепите около 2 футов (60 см) резиновой трубки с широким (открытой) конца пипетки. Удар на другом конце резиновой трубки для того, чтобы воздух не может проходить через конической части пипетки Пастера. Использование пропан топлива цилиндр с прикрепленным факела пламени карандаш, нагревают овальную область на одной стороне пипетки чуть ниже начала конуса. Подайте воздух очень мягко и постоянно через резиновую трубку с небольшим количеством давления (примерно Величина давления нужно было сказать о начале Letteг "Р" на уровне разговора). Когда стекло становится мягким на одной стороне и начинает пряжки наружу, быстро удалить пипетку от пламени и удар жесткий и устойчивый через резиновую трубку. Это приведет к тому подогревом часть стекла, чтобы сформировать колбасу-образный пузырь, которые могут неожиданно, и это хорошо. Если пузырек слишком мала, попытайтесь снова плавления и дуть стекло. Окончательный открытое окно в стекле должна быть около 0,25 в (6,35 мм) в ширину и 0,5 в (12,7 мм) в длину. Указывая клиновидный конец вверх, очищайте купол в стеклянную контейнер для отходов, мягко дует через трубопровод, чтобы предотвратить фрагментов стекла ввода пипетки. Использование пламени пропана, сжечь оставшиеся края пузыря и пожар-отполируйте бокам открытое окно. Будьте осторожны, не растопить вал пипетки. Использование точку алмаз карандаш, забить конический конец пипетки около 1.25 в (30 мм) от окна и разорвать кончикпинцетом, так что отверстие пипетки аккуратно обрезаны (отбрасывают пипетки с разбитыми или неровных кончиков). Использование щипцов и край пламени из спирта горелки, согнуть узкую часть пипетки 0,375 в (9,5 мм) от кончика до углом примерно 60 ° так, чтобы изогнутая часть находится в вертикальной плоскости, когда отверстие окно находится на 1:00 позиции для правшей использования и 11:00 для левого использования. Этот шаг лучше всего проводить в проекте без корпуса. Противопожарные польский кончик используя пламя алкоголя при вскрытии микроскопом. Убедитесь, что не закрыть кончик, а держать круглый открытие и гладкой без сужения. Отрежьте 1 в (25 мм) кусок резиновой трубки, спрей кусок трубы с 70% этанола, и сдвиньте трубку на вал пипетки до открытия окна не полностью покрыта. Это функционирует как "диафрагмы" пипетки Спеманн. Поставьте мл лампочку латексный каучук 2на открытом дне пипетки. Колба поддерживает отрицательное давление в пипетку Спеманн. Для практики с помощью пипетки Спеманн, передача хроматографии бусинки вокруг 100-200 мкм в диаметре от заметному место в одной чашке Петри к заметному месте в другой под микроскопом. Для очистки пипетку Спеманн, снимите резиновую грушу и место пипетки чаевые вниз, в высокий стакан выложены ваты или марли на дне и с дистиллированной водой и посуды моющим средством. 3. Стерилизовать и инкубировать яйца Протрите яйца с 70% этанола и поместите яйца на пластиковых лотках яичных. Установите яйца в инкубаторе с подогретым на 37,5 ° С и 85-87%. Выдержите яйца, пока они не достигнут HH9.5, около 26 час для перепелов и 48 часов для утки. 4. Окно яйца Удалить небольшой кусочек внешней оболочки из верхней части яйца щипцами, стараясь не проколоть внутреннюю оболочку мembrane. С помощью шприца с 18 г на 1-дюймовым иглы, сделать дырку в самом узком кончике яйца и вывести приблизительно 1-2 мл белка. Поместите прозрачную ленту над отверстием и марки прокола в оболочке. Вырезать "окно" вдоль верхней поверхности яйца (через прозрачную пленку), используя изогнутые ножницы. 5. Визуализация эмбрионов и подготовиться к операции Использование стеклянной палочки, аккуратно чистить небольшое количество нейтрального красного (0,02 г / мл в BSS Хэнка) над эмбриона. Вырезать желточной оболочки и вытяните ее над эмбриона с использованием пламени заточены вольфрамовой иглы. Re-запечатать яйцо, поместив прозрачную ленту над окном. 6. Отделите Tissue доноров из эмбрионов доноров Снимите ленту из окна на яйца донора эмбриона. Чтобы вырезать нейронной раз по сравнению с соседней эктодерме доноров эмбрионов, сделать прорези на обоих д.ЭС нервной трубки, с помощью пламени заточены вольфрама иглу (изготовленного, как описано выше). Затем пересекают нервной трубки в нужных передней и задней уровней трансплантата и отделить трансплантат от остальной части нервной трубки. Удалить нейронной раза от доноров эмбрионов с использованием либо пипетки Спеманн или другой тип микропипетки. Затем удалите ленту из окна на хост-яйцо и использовать пипетку Спеманн поместить донорскую нейронной раз наряду с принимающей эмбриона, прилегающей к области нервной трубки, которая получит пересадку. 7. Отделите ткани хозяина и пересадке ткани доноров Отделите нейронной раз из нервной трубки принимающей эмбриона, как это было сделано с донором. Позаботьтесь, чтобы удалить трансплантат одинакового размера, как донорской ткани. Аккуратно нажмите эту ткани хозяина далеко от эмбриона. Затем, с помощью тупой иглы вольфрама или закругленного кончика миcropipette, осторожно двигаться донор нейронная раза в хост нервной трубки, поддержание надлежащего передне-задней и спинно-вентральной ориентации. Убедитесь, что трансплантат заправил по сторонам, но будьте уверены, не тыкать или повреждения подлежащих тканей. Чтобы помочь отслеживать из исходной ориентации записке любую асимметрию в донорской ткани или дифференциального окрашивания от нейтрального красного. Мы также фото-документ донор эмбрион с прилагаемыми вырезали ткани, а также химеры сразу же после операции. Стерильный физиологический раствор должен быть добавлен к яйца, если хост эмбрион показывает признаки высыхания. Теперь вновь тщательно печать и маркировать яйцо и осторожно вернуть ее в инкубаторе с высокой влажностью (70-80%), где химерный эмбрион может развиться до нужной стадии для анализа. 8. Сборник химерами Будьте уверены, что собирать химерных эмбрионов в свежеприготовленный фиксатором холодной Серра и сразу разместить их на роCKER при 4 ° С для фиксации O / N. Это позволит более чувствительного обнаружения перепелиных клеток с анти-перепелиным антитела. Для экспрессии генов анализирует через RT-КПЦР, заморозить эмбрионы непосредственно в жидком азоте до выделения РНК.

Representative Results

До дальнейшего анализа, эффективность трансплантации должна быть проанализирована. Для гистологических, морфологических, или экспрессии генов анализы на образцах тканей, перепелиные клетки должны быть обнаружены с помощью Q ¢ PN антитела, как описано 36 иммуногистохимически. Для РНК анализы, видоспецифические вклад в тканях интерес, могут быть рассчитаны с использованием ПЦР на основе стратегии 58. После эффективность трансплантации была подтверждена, дальнейшие морфологические или молекулярные Критерии оценки может быть оценена в химер. Взаимодействия между донорами клеток нервного гребня и окружающих принимающих полученных тканей, лежащих в основе надлежащего гистогенез и морфогенез черепно-лицевой комплекса ранее изучена. В частности, нервного гребня мезенхимы направляет видоспецифических морфологию лица 7, 13, 51, 59, перо шаблон 52, мышечная шаблон 56 </s до>, и хрящ 53, 57 через регуляции экспрессии генов хозяина. Например, нервный гребень мезенхимы диктует, когда кости формы в нижней челюсти по временно регулирования Bmp4 выражение 55. В последнее время исследования были сосредоточены на ткани взаимодействий, происходящих в самом начале черепно-лицевого развития. В связи с этим эксперименты, использующие перепел-утки химер показали, эмбрионы хост влиять на нейронную миграцию гребень путем определения морфологических границ. То есть, в химерных Quck эмбрионов, донор перепелиные клетки нервного гребня мигрируют в принимающей утка нижней челюсти арка в утку, как шаблон (рис. 1D). Несмотря на это хост вклад в размере нейронной популяции гребня, донор нервный гребень продолжает генерировать нижнечелюстной Скелет, перепел, как по размеру и форме (рис. 1E). е 1 "FO: контент-ширины =" 6 дюймов "FO: Пребывание" / files/ftp_upload/51534/51534fig1highres.jpg "SRC =" / files/ftp_upload/51534/51534fig1.jpg "/> Перепела-Duck химерический системы Рисунок 1.. (А) Перепела и (Б) утка черепа отображения существенные различия в размере и форме, и, таким образом, идеально подходят для использования химерный систему для изучения черепно-лицевого развития (редактировался Tokia др.. 56). (С) Экспериментальный дизайн для генерации односторонние химерные Quck эмбрионы от стадии соответствием HH9.5 перепела и эмбрионов уток. Нейронной раза удаляется с одной стороны эмбрионов перепела и пересадили в эмбрионы утка после эквивалентной части нервной раза была удалена. (D) Quail донорские клетки (зеленый) может следовать в химер с использованием анти-антитела перепела (Q ¢ PN), как показано на вентральной зрения НН12 химерный эмбрион. (F) В Quck мандибулами в HH38, перепел донор, полученных Meckel7; с хрящ короче и прямее, чем это наблюдается для противоположной утки принимающей полученных хряща Меккелев, которая больше и изогнутые. Печатается Tokita соавт., Дев. Био. 306, 377 (2007) с разрешения Elsevier.

Discussion

Нервного гребня является переходным эмбриональных клеточная популяция, что мигрирует широко по всему эмбриону и дифференцируется в разных типах клеток, включая хондроциты и остеобласты, которые вносят вклад в черепно-лицевой скелет. Пересадка нервного гребня в перепела-утки химерных системы внесла большой вклад в наше понимание тканей взаимодействий и передачи сигналов, регулирующих развитие черепно-лицевой скелет. Однако, учитывая огромный потенциал нервного гребня также генерировать гладкомышечных клеток, адипоциты, меланоциты, Шванн клетки и нейроны, система химера перепела-утка имеет огромный потенциал для будущих приложений, особенно в сочетании с быстрым развитием биологии стволовых клеток и регенеративная медицина. Поскольку перепела и утки являются коммерчески разводят видов, готовая поставка относительно недорогих оплодотворенных яиц доступна из различных хозяйств. Таким образом, этот метод должен быть доступен для Researcее эксплуатации в широком диапазоне бюджетов и объекта пространстве.

Хотя этот метод является очень мощным, остаются некоторые ограничения. Как и другие хирургические методы, качество и жизнеспособность перепела-утки химер полагаться на хирургических навыков исследователя, и поэтому, будет больше меж-и внутри-индивидуальные различия между экспериментами по сравнению с другими моделями, такими как те, с использованием мыши генетика. Кроме того, есть также различия в темпах развития и этапы отдельных эмбрионов, которые способствует воспроизводимости и успеха каждого трансплантата. Эмбрионов птиц также очень чувствительны к обезвоживанию и, следовательно, критические шаги во время операции включают сохраняя уровень освещенности низкий, время под микроскопом до минимума, яйца запечатанные с лентой как можно больше, и высокая влажность в послеоперационном инкубатора в избежать высыхания.

С точки зрения жизнеспособности химер, Uвенно между 50-75% выжить, хотя эти проценты могут снизить старше этапе сбора. В типичной 4-6 ч сессии хирургии, опытный хирург может генерировать 10-15 химеры. Успех трансплантации также в значительной степени зависит от качества инструментов. Хорошие инструменты привести к более последовательной, воспроизводимых результатов. Использование пропановой горелки, чтобы сделать вольфрама иглы позволяет чрезвычайно острые иглы должны быть сделаны. Тип фонарика используется делает большой разницы, потому что он контролирует размер пламени. Электролитические заточка также может быть использован, но этот подход даже не приблизились к производству игл столь резким. Используйте стержни вольфрама вместо буферного проволоки так, чтобы иглы может сделаться прямым.

Спеманн микропипетка, в то время как много времени и трудно сделать, является идеальным инструментом для передачи ткани. Пипетка могут быть настроены с различного размера отверстия, и может быть использован повторно. Критическим фактором для Усинга Спеманн микропипетка это иметь некоторый жидкость в пипетку до касания кончиком к поверхности эмбриона. Некоторые из жидкости всегда будет вытекать, когда происходит контакт с мениска над эмбриона. Нажатие на диафрагму позволяет жидкости и трансплантат ткани необходимо извлечь очень точно, в то время как немного ослабевания на диафрагму мягко сосет донорской трансплантата ткани в пипетку. Поддержание немного положительном давлении на мембрану удерживает донорской ткани трансплантата на кончике пипетки при передаче, и немного дополнительное давление на диафрагму позволяет донор трансплантата ткани быть преднамеренно помещен в хосте.

Для защиты пипетки Спеманн при хранении и стерилизации, снимите лампу от широкого конца и осторожно вставьте конический наконечник в луковице. Поместите пипетку Спеманн в стеклянную пробирку, прикасайтесь к верхней алюминиевой фольгой, и автоклав до операции. После нескольких пипетки повторноADY, подлежащие стерилизации снова к операции, инвертировать пипетки, нагреть их почти до кипения в том же растворе дистиллированной воды и посуды моющим средством, а затем промойте несколько раз дистиллированной водой. Автоклав пипетки в их отдельных труб. Резиновые трубки, которая образует диафрагму и резиновую грушу следует заменить после нескольких стерилизации или когда они становятся потемнела и жесткой.

Многие из компонентов этого протокола привлекать опасное оборудование. Например, порядок принятия Спеманн Микропипетки включает три типа пламени, а также отопление, потянув, дует, гибки и резки, и полировки стекла. Поэтому носить соответствующие средства индивидуальной защиты (СИЗ), что повышает безопасность таких как очки и лабораторный халат имеет решающее значение. Кроме того, поскольку многие люди страдают от, или имеют потенциал для развития, аллергии яйцо, всегда использовать перчатки при работе с яйца. С помощью этих мер предосторожности в виду, перепел-утка химерные система яса безопасной, эффективной и относительно доступный метод, который имеет много будущих приложений.

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа финансировалась по Национального института стоматологических и черепно-лицевых исследований (NIDCR) F32 грант (DE021929) к JLF и безвозмездной NIDCR R01 DE016402 к РАН

Materials

1x PBS TEK TEKZR114
Hank’s BSS w/o Phenol Red Invitrogen 14025-092
Neutral Red Sigma Aldrich N4638-5G .22µm filter-sterilized
18G Needles BD 305195
5 ml syringe BD 309646
No. 5 Dumont forceps Fine Science Tools 11252-20
Straight Scissors Fine Science Tools 14028-10
Curved Scissors Fine Science Tools 14029-10
Spemann Pipet Hand-made in lab
Egg holder Glass ashtray and modeling clay
Alcohol burner Fisher 04-245-1
Transparent tape 3M Scotch 600
Glass Stirring Rod Fisher 11-380C Tip is narrowed and rounded using a flame
Tungston wire (.004 x 3 inches) A-M Systems 7190 Tip is flame-sharpened in a propane torch
Bunsun burner Fisher Scientific  S49117
Pasteur pipette Fisherbrand  22-183-632 9-inch (229 mm) 
rubber tubing Fisher Scientific  14-178C amber, thin wall natural rubber; wall thickness: 0.0625 inches/1.6 mm; O.D.: 0.375 inches/9.5 mm; I.D.: 0.25 inches/6.4mm
 Propane fuel cylinder BernzOmatic UL2317  TX-9 with torch style "A" with a screw-on brass "pencil flame" torch  
Diamond point pencil Fisher Scientific  22-268912
Rubber bulbs Fisherbrand S32325
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Le Lièvre, C. S., Le Douarin, N. M. Mesenchymal derivatives of the neural crest: analysis of chimaeric quail and chick embryos. J Embryol Exp Morphol. 34, 125-154 (1975).
  2. Le Lièvre, C. S. Participation of neural crest-derived cells in the genesis of the skull in birds. J Embryol Exp Morphol. 47, 17-37 (1978).
  3. Noden, D. M. An analysis of the migratory behavior of avian cephalic neural crest cells. Dev Biol. 42, 106-130 (1975).
  4. Noden, D. M. The control of avian cephalic neural crest cytodifferentiation. I. Skeletal and connective tissues. Dev Biol. 67, 296-312 (1978).
  5. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The triple origin of skull in higher vertebrates: a study in quail-chick chimeras. Development. 117, 409-429 (1993).
  6. Noden, D. M., Schneider, R. A. Neural crest cells and the community of plan for craniofacial development: historical debates and current perspectives. Adv Exp Med Biol. 589, 1-23 (2006).
  7. Schneider, R. A. Developmental mechanisms facilitating the evolution of bills and quills. J Anat. 207, 563-573 (2005).
  8. Sperber, G. H. . Craniofacial embryology. , (1989).
  9. Chai, Y., Maxson, R. E. Recent advances in craniofacial morphogenesis. Dev Dyn. 235, 2353-2375 (2006).
  10. Gitton, Y., et al. Evolving maps in craniofacial development. Semin Cell Dev Biol. 21, 301-308 (2010).
  11. Szabo-Rogers, H. L., Smithers, L. E., Yakob, W., Liu, K. J. New directions in craniofacial morphogenesis. Dev Biol. 341, 84-94 (2010).
  12. Francis-West, P. H., Tatla, T., Brickell, P. M. Expression patterns of the bone morphogenetic protein genes Bmp-4 and Bmp-2 in the developing chick face suggest a role in outgrowth of the primordia. Dev Dyn. 201, 168-178 (1994).
  13. Schneider, R. A. How to tweak a beak: molecular techniques for studying the evolution of size and shape in Darwin’s finches and other birds. Bioessays. 29, 1-6 (2007).
  14. Richman, J. M., Lee, S. H. About face: signals and genes controlling jaw patterning and identity in vertebrates. Bioessays. 25, 554-568 (2003).
  15. Graham, A., Okabe, M., Quinlan, R. The role of the endoderm in the development and evolution of the pharyngeal arches. J Anat. 207, 479-487 (2005).
  16. Neubüser, A., Peters, H., Balling, R., Martin, G. R. Antagonistic interactions between FGF and BMP signaling pathways: a mechanism for positioning the sites of tooth formation. Cell. 90, 247-255 (1997).
  17. Wilkie, A. O., Morriss-Kay, G. M. Genetics of craniofacial development and malformation. Nature reviews. Genetics. 2, 458-468 (2001).
  18. Fish, J. L., et al. modularity, and the evolvability of the vertebrate jaw. Evol Dev. 13, 549-564 (2011).
  19. Hamburger, V. . A Manual of Experimental Embryology. , (1942).
  20. Le Douarin, N. M., Creuzet, S., Couly, G., Dupin, E. Neural crest cell plasticity and its limits. Development. 131, 4637-4650 (2004).
  21. Baker, C. V., Bronner-Fraser, M., Le Douarin, N. M., Teillet, M. A. Early- and late-migrating cranial neural crest cell populations have equivalent developmental potential in vivo. Development. 124, 3077-3087 (1997).
  22. Baker, C. V., Stark, M. R., Marcelle, C., Bronner-Fraser, M. Competence, specification and induction of Pax-3 in the trigeminal placode. Development. 126, 147-156 (1999).
  23. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131, 3967-3980 (2004).
  24. Cobos, I., Shimamura, K., Rubenstein, J. L., Martinez, S., Puelles, L. Fate map of the avian anterior forebrain at the four-somite stage, based on the analysis of quail-chick chimeras. Dev Biol. 239, 46-67 (2001).
  25. Couly, G., Le Douarin, N. M. Head morphogenesis in embryonic avian chimeras: evidence for a segmental pattern in the ectoderm corresponding to the neuromeres. Development. 108, 543-558 (1990).
  26. Couly, G. F., Coltey, P. M., Le Douarin, N. M. The developmental fate of the cephalic mesoderm in quail-chick chimeras. Development. 114, 1-15 (1992).
  27. Köntges, G., Lumsden, A. Rhombencephalic neural crest segmentation is preserved throughout craniofacial ontogeny. Development. 122, 3229-3242 (1996).
  28. Noden, D. M., Francis-West, P. The differentiation and morphogenesis of craniofacial muscles. Dev Dyn. 235, 1194-1218 (2006).
  29. Le Douarin, N. M. A biological cell labelling technique and its use in experimental embryology. Dev Biol. 30, 217-222 (1973).
  30. Lwigale, P. Y. Embryonic origin of avian corneal sensory nerves. Dev Biol. 239, 323-337 (2001).
  31. Marcucio, R. S., Cordero, D. R., Hu, D., Helms, J. A. Molecular interactions coordinating the development of the forebrain and face. , (2005).
  32. Noden, D. M. The Role of the Neural Crest in Patterning of Avian Cranial Skeletal, Connective, and Muscle Tissues. Dev Biol. 96, 144-165 (1983).
  33. Noden, D. M. Patterning of Avian Craniofacial Muscles. Dev Biol. 116, 347-356 (1986).
  34. Olivera-Martinez, I., Coltey, M., Dhouailly, D., Pourquie, O. Mediolateral somitic origin of ribs and dermis determined by quail-chick chimeras. Development. 127, 4611-4617 (2000).
  35. Schienda, J., et al. Somitic origin of limb muscle satellite and side population cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 103, 945-950 (2006).
  36. Schneider, R. A. Neural crest can form cartilages normally derived from mesoderm during development of the avian head skeleton. Dev Biol. 208, 441-455 (1999).
  37. Schneider, R. A., Hu, D., Rubenstein, J. L., Maden, M., Helms, J. A. Local retinoid signaling coordinates forebrain and facial morphogenesis by maintaining FGF8 and SHH. Development. 128, 2755-2767 (2001).
  38. Selleck, M. A. J., Bronner-Fraser, M. Origins of the avian neural crest: The role of neural plate-epidermal interactions. Development. 121, 525-538 (1995).
  39. Waddington, C. H. Developmental mechanics of chick and duck embryos. Nature. 125, 924-925 (1930).
  40. Waddington, C. H. Experiments on the Development of Chick and Duck Embryos, Cultivated in vitro. Philosophical transactions of the Royal Society of London. 221, 179-230 (1932).
  41. Hampe, A. Role of mesoderm and ectoderm of leg bud in exchanges between duck and chicken. C R Hebd Seances Acad Sci. 244, 3179-3181 (1957).
  42. Zwilling, E. Interaction between ectoderm and mesoderm in duck-chicken limb bud chimaeras. J Exp Zool. 142, 521-532 (1959).
  43. Pautou, M. P. Determining role of the mesoderm in the specific differentiation of the leg in birds. Arch Anat Microsc Morphol Exp. 57, 311-328 (1968).
  44. Sohal, G. S., et al. Development of the trochlear nucleus in quail and comparative study of the trochlear nucleus, nerve, and innervation of the superior oblique muscle in quail, chick, and duck. Journal of Comparative Neurology. 239, 227-236 (1985).
  45. Sohal, G. S. Effects of reciprocal forebrain transplantation on motility and hatching in chick and duck embryos. Brain Res. 113, 35-43 (1976).
  46. Sohal, G. S., et al. Synapse formation on quail trochlear neurons transplanted in duck embryos before naturally occurring motor neuron death. International Journal of Developmental Neuroscience. 8, 9-16 (1990).
  47. Yamashita, T., Sohal, G. S. Development of smooth and skeletal muscle cells in the iris of the domestic duck, chick and quail. Cell and Tissue Research. 244, 121-131 (1986).
  48. Yamashita, T., Sohal, G. S. Embryonic origin of skeletal muscle cells in the iris of the duck and quail. Cell and Tissue Research. 249, 31-37 (1987).
  49. Dhouailly, D. Analysis of the factors in the specific differenciation of the neoptile feathers in the duck and chicken. J Embryol Exp Morphol. 18, 389-400 (1967).
  50. Dhouailly, D. The determination of specific differentiation of neoptile and teleoptile feathers in the chick and the duck. J Embryol Exp Morphol. 24, 73-94 (1970).
  51. Schneider, R. A., Helms, J. A. The cellular and molecular origins of beak morphology. Science. 299, 565-568 (2003).
  52. Eames, B. F., Schneider, R. A. Quail-duck chimeras reveal spatiotemporal plasticity in molecular and histogenic programs of cranial feather development. Development. 132, 1499-1509 (2005).
  53. Eames, B. F., Schneider, R. A. The genesis of cartilage size and shape during development and evolution. Development. 135, 3947-3958 (2008).
  54. Lwigale, P. Y., Schneider, R. A. Other chimeras: quail-duck and mouse-chick. Methods Cell Biol. 87, 59-74 (2008).
  55. Merrill, A. E., Eames, B. F., Weston, S. J., Heath, T., Schneider, R. A. Mesenchyme-dependent BMP signaling directs the timing of mandibular osteogenesis. Development. 135, 1223-1234 (2008).
  56. Tokita, M., Schneider, R. A. Developmental origins of species-specific muscle pattern. Dev Biol. 331, 311-325 (2009).
  57. Solem, R. C., Eames, B. F., Tokita, M., Schneider, R. A. Mesenchymal and mechanical mechanisms of secondary cartilage induction. Dev Biol. 356, 28-39 (2011).
  58. Ealba, E. L., Schneider, R. A. A simple PCR-based strategy for estimating species-specific contributions in chimeras and xenografts. Development. 140, 3062-3068 (2013).
  59. Jheon, A. H., Schneider, R. A. The cells that fill the bill: neural crest and the evolution of craniofacial development. J Dent Res. 88, 12-21 (2009).

Tags

Chimeric EmbryosCell FateSpecies-specific ContributionCraniofacial DevelopmentNeural CrestQuailDuckCraniofacial MorphologyMolecular RegulationCellular RegulationSpecies-specific PatternCraniofacial SkeletonCraniofacial MusculatureCraniofacial IntegumentVertebrate DevelopmentDiseaseEvolution

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Fish, J. L., Schneider, R. A. Assessing Species-specific Contributions To Craniofacial Development Using Quail-duck Chimeras. J. Vis. Exp. (87), e51534, doi:10.3791/51534 (2014).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image