Pour comprendre la structure des réseaux neuronaux, la caractérisation fonctionnelle et morphologique des neurones individuels est une nécessité. Ici, nous démontrons juxtasomal étiquetage biocytine, qui permet des enregistrements électrophysiologiques dans la configuration extracellulaire, tout en conservant la capacité d'étiqueter intracellulaire du neurone pour la reconstruction post-hoc de l'architecture dendritique et axonale.
Le cortex cérébral est caractérisé par de multiples couches et de nombreux types cellulaires distincts qui, ensemble, en tant que réseau sont responsables de nombreuses fonctions cognitives supérieures, y compris la prise de décisions, le comportement sensori-guidée ou de la mémoire. Pour comprendre comment ces réseaux neuronaux complexes effectuer des tâches, une étape cruciale consiste à déterminer la fonction (ou l'activité électrique) de types de cellules individuelles au sein du réseau, de préférence lorsque l'animal exécute une tâche cognitive pertinente. En outre, il est également important de déterminer la structure anatomique du réseau et l'architecture morphologique des neurones individuels pour permettre l'ingénierie inverse du réseau cortical. Percées techniques disponibles aujourd'hui permettent d'enregistrer l'activité cellulaire en éveil, se comporter animaux avec l'option précieuse de post hoc identifier les neurones enregistrés. Ici, nous démontrons la technique de marquage juxtasomal de biocytine, qui implique l'action d'enregistrement potentiomètreal dopage dans le extracellulaire (ou loose-patch) configuration à l'aide de pipettes de patch classiques. La configuration de l'enregistrement de juxtasomal est relativement stable et applicables à l'ensemble des conditions de comportement, y compris anesthésiés, sédation, éveillé tête fixe, et même dans l'animal se déplacer librement. Ainsi, ce procédé permet d'associer un type de cellule spécifique dopage potentiel d'action au cours de comportement de l'animal à la reconstruction des neurones individuels et finalement, l'ensemble du microcircuit cortical. Dans cette vidéo, manuscrit, nous montrons comment les neurones individuels dans la configuration de juxtasomal peuvent être étiquetés avec biocytine chez le rat anesthésié uréthane pour l'identification et la reconstruction post-hoc morphologique.
Les réseaux de neurones sont constitués de plusieurs types de cellules, caractérisé par les propriétés morphologiques et physiologiques très spécifiques 7.1. En conséquence, les types de cellules individuelles des tâches spécialisées à l'intérieur du réseau (voir par exemple Gentet et al. 8 et Burgalossi et al. 9). Nous commençons seulement à comprendre les fonctions spécifiques de type cellulaire à travers les réseaux neuronaux et beaucoup reste à découvrir. A cette fin, de nombreux laboratoires mettent en œuvre des approches expérimentales qui permettent l'analyse des propriétés morphologiques de la même population neuronale à partir de laquelle les paramètres physiologiques ont été obtenus 1,10-15. Ici, nous démontrons la technique de marquage de juxtasomal 16,17 qui implique des enregistrements électrophysiologiques en utilisant des pipettes de patch classiques dans la configuration extracellulaire (donc non invasif) en combinaison avec l'électroporation du neurone enregistré avec biocytine. Laavantage majeur de cette approche est que la nature non invasive permet de s'assurer que l'action de dopage potentiel de neurones individuels est enregistrée sans modifier (par exemple, la dialyse), la teneur intracellulaire de la cellule. Suivi par électroporation, l'approche de juxtasomal offre la possibilité d'identification et de reconstruction post-hoc cellule de lier la fonction (physiologie) à la structure (morphologie). Typiquement, la reconstruction comprend la reconstruction morphologique de morphologie dendritique et axonale qui peut être étendue à la quantification de la colonne vertébrale et / ou des densités Bouton ou encore la reconstruction de la morphologie neuronale à une résolution nanométrique en utilisant la microscopie électronique. La technique d'enregistrement de juxtasomal peut être utilisé pour des enregistrements in vivo de divers types de cellules à travers les couches corticales ou dans les zones sous-corticales dans une gamme d'espèces, bien que la plupart des études ont appliqué la technique dans les petits rongeurs tels que les souris ou les rats. Notre recherche se concentre sur l'enregistrement et l'étiquetage des neuronesde rat primaire cortex somatosensoriel (S1) et implique l'identification visuelle des neurones enregistrés 18, reconstructions dendritiques en combinaison avec un enregistrement précis dans un cadre de référence normalisé de désosser réseaux corticaux 4,19 et reconstruction détaillée de l'architecture axonale à caractériser locale spécifique du type de cellule et projection à long terme cible 20.
Par rapport à vivo des techniques alternatives dans d'enregistrement (intracellulaires ou de cellules entières), les enregistrements juxtasomal sont relativement stables et peuvent donc être appliquées dans tous les États de comportement, y compris anesthésiés 21,22, sédation 14, éveillé animaux de la tête fixe 23, ou même librement mobiles 9 . Ici, nous montrons l'étiquetage juxtasomal dans S1 d'un rat d'uréthane anesthésiés, mais nous insistons sur l'applicabilité générale de cette technique à de nombreuses préparations de choix.
La méthode de juxtasomal permet d'enregistrer dans l'action in vivo dopage potentiel des unités simples dans des conditions de comportement (anesthésiés, éveillé tête fixe ou mobile librement) avec l'option de biocytine-étiquetage du neurone enregistré pour la classification post hoc de type cellulaire et / ou la reconstruction 3D. L'avantage majeur est d'obtenir des paramètres physiologiques de la configuration extracellulaire (donc non invasif), tout en étant c…
The authors have nothing to disclose.
Nous tenons à remercier les professeurs. Huibert Mansvelder et Bert Sakmann pour un large soutien, le Dr Marcel Oberlaender pour des discussions fructueuses et fournir traçage neuronal, et Brendan Lodder pour l'assistance technique. Les données ont été acquises en utilisant la ntrode VI pour LabView, généreusement offert par R. Bruno (Columbia Univ., NY, USA). Cette recherche a été financée par la Société Max Planck et le Centre Bernstein for Computational Neuroscience, Tübingen (financé par le Ministère fédéral allemand de l'Éducation et de la Recherche (BMBF; FKZ: 01GQ1002)) (RTN), Centre pour Neurogenomics et la recherche cognitive (CNCR) , Neuroscience Campus Amsterdam (NCA), le financement de CPJdK (NWO-ALW # 822.02.013 et ENC-réseau # p3-c3) et l'Université VU d'Amsterdam.
SM-6 control system | Luigs & Neumann | ||
LN- Mini 23 XYZ | |||
LN- Mini 55 Manipulatorblock X2 | |||
Lynx-8 amplifier | Neuralynx | ||
Axoclamp-2B amplifier | Axon Instruments | ||
Osada model EXL-M40 | Osada, inc. | ||
Piezoelectric device | Physik Instrumente | PL140.10 | |
Labview | National Instruments, Austin, TX, USA | ||
Ntrode Virtual Instrument | R. Bruno, Columbia Univ., NY, USA | ||
(Labview acq. software) | |||
Sugi absorbent swabs | Kettenbach | 30601 | |
Cytochrome C from equine heart | Sigma | C2506 | |
Catalase from bovine liver | Sigma | C9322 | |
DAB | Sigma | D5637 | |
H2O2 | Boom | 7047 | |
Vectastain standard ABC-kit | Vector | PK6100 | |
Triton X100 | Sigma | T9284 | |
Urethane | Sigma | U2500 | |
Isoflurane | Pharmachemie | 45.112.110 | |
Lidocaine | Sigma | L5647 | |
Simplex rapid dental cement | Kemdent | ACR308/ACR924 | |
Biocytin | Molekula | 36219518 | |
PFA | Merck Millipore | 8187151000 | |
Trizma base | Sigma | T4661 | |
Mowiol 4-88 | Aldrich | 81381 | |
Analytical grade glycerol | Fluka | 49767 | |
HEPES | Sigma | H3375 | |
NaCl | Sigma Aldrich | 31434 | |
KCl | Sigma Aldrich | 60130 | |
CaCl | Sigma Aldrich | 22,350-6 | |
MgCl2 | Fluka | 63072 |