Summary

زرع الخلايا عالية الدقة في الزرد الجنيني واليرقات

Published: July 05, 2024
doi:

Summary

نقدم هنا بروتوكولا لزرع الخلايا بدقة مكانية وزمانية عالية في أجنة الزرد واليرقات في أي مرحلة بين 1 و 7 أيام على الأقل بعد الإخصاب.

Abstract

يحدث التطور والتجديد من خلال عملية التفاعلات الخلوية الديناميكية المكانية الزمانية المشفرة وراثيا. يعد استخدام زرع الخلايا بين لتتبع مصير الخلية وإحداث عدم تطابق في الخصائص الجينية أو المكانية أو الزمانية للخلايا المانحة والمضيفة وسيلة قوية لفحص طبيعة هذه التفاعلات. قدمت الكائنات الحية مثل الفرخ والبرمائيات مساهمات حاسمة في فهمنا للنمو والتجديد ، على التوالي ، ويرجع ذلك إلى حد كبير إلى قابليتها للزرع. ومع ذلك ، كانت قوة هذه النماذج محدودة بسبب انخفاض قابلية السحب الجيني. وبالمثل ، فإن الكائنات الحية النموذجية الجينية الرئيسية لديها قابلية أقل للزرع.

يعتبر الزرد نموذجا وراثيا رئيسيا للتطور والتجديد ، وعلى الرغم من أن زرع الخلايا شائع في الزرد ، إلا أنه يقتصر عموما على نقل الخلايا غير المتمايزة في المراحل المبكرة من تطور البلاستولا والمعدة. في هذه المقالة ، نقدم طريقة بسيطة وقوية تمتد نافذة زراعة الزرد إلى أي مرحلة جنينية أو يرقية بين 1 و 7 أيام على الأقل بعد الإخصاب. تسمح دقة هذا النهج بزرع أقل من خلية واحدة بدقة مكانية وزمانية شبه مثالية في كل من المانحة والمضيفة. بينما نسلط الضوء هنا على زرع الخلايا العصبية الجنينية واليرقات لدراسة تطور الأعصاب وتجديدها ، على التوالي ، فإن هذا النهج ينطبق على مجموعة واسعة من أنواع الخلايا السلفية والمتمايزة وأسئلة البحث.

Introduction

زرع الخلايا له تاريخ طويل وحافل كتقنية أساسية في علم الأحياء التنموي. في مطلعالقرن العشرين ، حولت الأساليب التي تستخدم التلاعب الجسدي لإزعاج العملية التنموية ، بما في ذلك الزرع ، علم الأجنة من علم قائم على الملاحظة إلى علم تجريبي 1,2. في إحدى التجارب التاريخية، قام هانز سبيمان وهيلدا مانغولد بزرع الشفة الظهرية لجنين السمندل على الجانب الآخر من الجنين المضيف، مما أدى إلى تحفيز الأنسجة القريبة على تشكيل محور جسم ثانوي3. أظهرت هذه التجربة أن الخلايا يمكن أن تحفز الخلايا الأخرى على تبني مصائر معينة ، وبعد ذلك ، تم تطوير عملية الزرع كطريقة قوية لاستجواب الأسئلة الحرجة في علم الأحياء التنموي فيما يتعلق بالكفاءة وتحديد مصير الخلية ، ونسب الخلية ، والقدرة الاستقرائية ، واللدونة ، وقوة الخلايا الجذعية1،4،5.

وقد وسعت التطورات العلمية الحديثة من قوة نهج الزرع. في عام 1969 ، سمح اكتشاف نيكول لو دواران أن تلطيخ النواة يمكن أن يميز الأنواع الأصلية في كيميرا كتكوت السمان بتتبع الخلايا المزروعة وذريتها6. تم تعزيز هذا المفهوم لاحقا من خلال ظهور علامات الفلورسنت المعدلة وراثيا وتقنيات التصوير المتقدمة5 ، وتم الاستفادة منه لتتبع مصير الخلية 6,7 ، وتحديد الخلايا الجذعية وقوتها 8,9 ، وتتبع حركات الخلايا أثناء نمو الدماغ10. بالإضافة إلى ذلك ، سهل ظهور علم الوراثة الجزيئية عملية الزرع بين المضيفين والمتبرعين بالأنماط الجينية المتميزة ، مما يدعم التشريح الدقيق للوظائف المستقلة وغير المستقلة للعوامل التنموية11.

قدمت عملية الزرع أيضا مساهمات مهمة في دراسة التجدد ، لا سيما في الكائنات الحية ذات القدرات التجديدية القوية مثل المستوية و axolotl ، من خلال توضيح الهويات الخلوية والتفاعلات التي تنظم نمو ونمط الأنسجة المتجددة. كشفت دراسات الزرع عن مبادئ الفاعلية12 ، والأنماط المكانية 13,14 ، ومساهمات الأنسجة المحددة15,16 ، وأدوار الذاكرة الخلوية12,17 في التجديد.

الزرد هو نموذج الفقاريات الرائد لدراسة التطور والتجديد ، بما في ذلك في الجهاز العصبي ، بسبب برامجه الوراثية المحفوظة ، وقابلية السحب الوراثية العالية ، والإخصاب الخارجي ، وحجم القابض الكبير ، والوضوح البصري18،19،20. الزرد هي أيضا قابلة للغاية للزرع في مراحل النمو المبكرة. النهج الأبرز هو زرع الخلايا من جنين متبرع مسمى إلى جنين مضيف في مرحلة البلاستولا أو المعدة لتوليد الفسيفساء. سوف تتشتت الخلايا المزروعة خلال مرحلة البلاستولا وتتشتت مع بدء epiboly ، مما ينتج عنه فسيفساء من الخلايا والأنسجة الموسومة عبر الجنين21. تسمح عمليات زرع المعدة ببعض الاستهداف للخلايا المزروعة وفقا لخريطة مصير تقريبية حيث يتشكل الدرع ويمكن تحديد محاور A-P و D-V21. كانت الفسيفساء الناتجة ذات قيمة في تحديد ما إذا كانت الجينات تعمل بشكل مستقل ، واختبار التزام الخلية ، ورسم خرائط حركة الأنسجة وهجرة الخلايا طوال فترة التطوير 5,11. يمكن توليد الزرد الفسيفسائي بعدة طرق ، بما في ذلك التثقيب الكهربائي22 ، وإعادة التركيب23 ، و F0 التحوير24 والطفرات25 ، لكن الزرع يوفر أكبر قدر من التلاعب والدقة في المكان والزمان وعدد وأنواع الخلايا. تقتصر الحالة الحالية لزراعة الزرد إلى حد كبير على الخلايا السلفية في المراحل المبكرة ، مع استثناءات قليلة بما في ذلك زرع الخلايا العصبية الحركية الشوكية26,27 ، وخلايا العقدة الشبكية28,29 ، وخلايا القمة العصبية في أول 10-30 ساعة بعد الإخصاب (HPF) 30 ، والخلايا المكونة للدم والخلايا السرطانية في الزرد البالغ 5,31. إن توسيع طرق الزرع لتشمل مجموعة واسعة من الأعمار ومراحل التمايز وأنواع الخلايا من شأنه أن يعزز بشكل كبير قوة هذا النهج لتوفير رؤى حول عمليات النمو والتجدد.

هنا ، نعرض تقنية مرنة وقوية لزراعة الخلايا عالية الدقة فعالة في أجنة الزرد واليرقات حتى 7 أيام على الأقل بعد الإخصاب. يمكن استخدام الأسماك المضيفة والمانحة المعدلة وراثيا التي تعبر عن البروتينات الفلورية في الأنسجة المستهدفة لاستخراج الخلايا المفردة وزرعها بدقة مكانية وزمانية شبه مثالية. يسمح الوضوح البصري لأجنة ويرقات الزرد بتصوير الخلايا المزروعة حية أثناء تطور المضيف أو تجديده. تم استخدام هذا النهج سابقا لدراسة كيفية تأثير ديناميكيات الإشارات الزمانية المكانية على الهوية العصبية وتوجيه المحور العصبي في الجنين32 ، وفحص المنطق الذي تعزز به العوامل الجوهرية والخارجية توجيه المحور العصبي أثناء التجدد في أسماك اليرقات33. بينما نركز هنا على زرع الخلايا العصبية المتمايزة ، فإن طريقتنا قابلة للتطبيق على نطاق واسع على كل من أنواع الخلايا غير المتمايزة والمتمايزة عبر العديد من المراحل والأنسجة لمعالجة الأسئلة في التطوير والتجديد.

Protocol

تمت الموافقة على جميع جوانب هذا الإجراء المتعلقة بالعمل مع الزرد الحي من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة مينيسوتا (IACUC) ويتم تنفيذها وفقا لإرشادات IACUC. 1. الإعداد الأولي لمرة واحدة لجهاز الزرع (الشكل 1) قم بتجم…

Representative Results

تتم ملاحظة نتائج تجارب الزرع مباشرة من خلال تصور الخلايا المانحة ذات العلامات الفلورية في المضيفة في نقاط زمنية مناسبة بعد الزرع باستخدام مجهر مضان. هنا ، قمنا بزرع الخلايا العصبية المبهمة الأمامية الفردية عند 3 dpf. ثم تم تحضين المضيفة لمدة 12 أو 48 ساعة ، وتخديرها ، وتركيب?…

Discussion

اعتمدت البيولوجيا التنموية والتجديدية لأكثر من قرن على تجارب الزرع لفحص مبادئ إشارات الخلية وتحديد مصير الخلية. يمثل نموذج الزرد بالفعل اندماجا قويا للنهج الجينية وزراعة الأعضاء. يعد الزرع في مرحلتي البلاستولا والمعدة لتوليد الفسيفساء أمرا شائعا ولكنه محدود في أنواع ?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نشكر سيسيليا موينز على التدريب على زراعة الزرد. مارك تاي لرعاية الأسماك الممتازة ؛ وإيما كارلسون للحصول على تعليقات على المخطوطة. تم دعم هذا العمل من خلال منحة المعاهد الوطنية للصحة NS121595 إلى A.J.I.

Materials

10 mL "reservoir syringe" Fisher Scientific 14-955-459
150 mL disposable vacuum filter, .2 µm, PES Corning 431153
20 x 12 mm heating block Corning 480122
3-way stopcock Braun Medical Inc. 455991
3 x 1 Frosted glass slide VWR 48312-004
40x water dipping objective Nikon MRD07420
Calcium chloride dihydrate Sigma-Aldrich C3306
Coarse Manipulator Narishige MN-4
Custom microsyringe pump University of Oregon N/A Manufactured by University of Oregon machine shop (tsa.uoregon@gmail.com). A commercially available alternative is listed below.
Dumont #5 Forceps Fine Science Tools 1129500
Eclipse FN1 "Transplant Microscope" Nikon N/A
electrode handle World Precision Instruments 5444
Feather Sterile Surgical Blade, #11 VWR 21899-530
Fine micromanipulator, Three-axis Oil hydraulic  Narishige MMO-203
HEPES pH 7.2 Sigma-Aldrich H3375-100G
High Precision #3 Style Scalpel Handle Fisher Scientific 12-000-163
Kimble Disposable Borosilicate Pasteur Pipette, Wide Tip, 5.75 in DWK Life Sciences 63A53WT
KIMBLE Chromatography Adapter  DWK Life Sciences 420408-0000
Kimwipes Kimberly-Clark Professional 34120
Light Mineral Oil Sigma-Aldrich M3516-1L
LSE digital dry bath heater, 1 block, 120 V Corning 6875SB
Manual microsyringe pump World Precision Instruments MMP Commercial alternative to custom microsyringe pump
Microelectrode Holder World Precision Instruments MPH310
MicroFil Pipette Filler World Precision Instruments MF28G67-5
Nail Polish Electron MIcroscopy Sciences 72180
Nuclease-free water VWR 82007-334
P-97 Flaming/Brown Type Micropipette Puller Sutter Instruments P-97
Penicillin-streptomycin Sigma-Aldrich p4458-100ML 5,000 units penicillin and 5 mg streptomycin/mL
pipette pump 10 mL Bel-Art 37898-0000
Potassium chloride Sigma-Aldrich P3911
Professional Super Glue Loctite LOC1365882
Round-Bottom Polystyrene Test Tubes Falcon 352054
Sodium chloride Sigma-Aldrich S9888
Stage micrometer Meiji Techno America MA285
Syringes without Needle, 50 mL BD Medical 309635
Tricaine Methanosulfonate Syndel USA SYNCMGAUS03
Trilene XL smooth casting Fishing line Berkley XLFS6-15
Tubing, polyethylene No. 205 BD Medical 427445
UltraPure Low Melting Point Agarose Invitrogen 16520050
Wiretrol II calibrated micropipettes Drummond 50002010

References

  1. Solini, G. E., Dong, C., Saha, M. Embryonic transplantation experiments: Past, present, and future. Trends Dev Biol. 10, 13-30 (2017).
  2. Gilbert, S. F. . A Conceptual History of Modern Embryology. , (1991).
  3. Spemann, H., Mangold, H. Induction of embryonic primordia by implantation of organizers from a different species. 1923. Int J Dev Biol. 45 (1), 13-38 (2001).
  4. Kretzschmar, K., Watt, F. M. Lineage Tracing. Cell. 148 (1), 33-45 (2012).
  5. Gansner, J. M., Dang, M., Ammerman, M., Zon, L. I. Chapter 22 – Transplantation in zebrafish. Methods in Cell Biol. 138, 629-647 (2017).
  6. Le Douarin, N. Details of the interphase nucleus in Japanese quail (Coturnix coturnix japonica). Bull Biol Fr Belg. 103 (3), 435-452 (1969).
  7. Ho, R. K. Cell movements and cell fate during zebrafish gastrulation. Dev Suppl. , 65-73 (1992).
  8. Le Douarin, N. M. Developmental patterning deciphered in avian chimeras. Development, Growth & Differentiation. 50 (s1), S11-S28 (2008).
  9. Wagner, D. E., Wang, I. E., Reddien, P. W. Clonogenic neoblasts are pluripotent adult stem cells that underlie planarian regeneration. Science. 332 (6031), 811-816 (2011).
  10. Balaban, E., Teillet, M. A., Le Douarin, N. Application of the quail-chick chimera system to the study of brain development and behavior. Science. 241 (4871), 1339-1342 (1988).
  11. Carmany-Rampey, A., Moens, C. B. Modern mosaic analysis in the zebrafish. Methods. 39 (3), 228-238 (2006).
  12. Kragl, M., et al. Cells keep a memory of their tissue origin during axolotl limb regeneration. Nature. 460 (7251), 60-65 (2009).
  13. Rojo-Laguna, J. I., Garcia-Cabot, S., Saló, E. Tissue transplantation in planarians: A useful tool for molecular analysis of pattern formation. Semin Cell Dev Biol. 87, 116-124 (2019).
  14. Tanaka, E. M. The molecular and cellular choreography of appendage regeneration. Cell. 165 (7), 1598-1608 (2016).
  15. Hu, Y., et al. Muscles are barely required for the patterning and cell dynamics in axolotl limb regeneration. Front Genet. 13, 1036641 (2022).
  16. Wells, K. M., Kelley, K., Baumel, M., Vieira, W. A., McCusker, C. D. Neural control of growth and size in the axolotl limb regenerate. Elife. 10, e68584 (2021).
  17. Otsuki, L., Tanaka, E. M. Positional memory in vertebrate regeneration: a century’s insights from the salamander limb. Cold Spring Harb Perspect Biol. 14 (6), a040899 (2022).
  18. de Abreu, M. S., et al. Zebrafish as a model of neurodevelopmental disorders. Neurosciences. 445, 3-11 (2020).
  19. Alper, S. R., Dorsky, R. I. Unique advantages of zebrafish larvae as a model for spinal cord regeneration. Front Mol Neurosci. 15, 983336 (2022).
  20. Blader, P., Strähle, U. Zebrafish developmental genetics and central nervous system development. Hum Mol Genet. 9 (6), 945-951 (2000).
  21. Kemp, H. A., Carmany-Rampey, A., Moens, C. Generating chimeric zebrafish embryos by transplantation. J Vis Exp. (29), 1394 (2009).
  22. Boulanger-Weill, J., et al. Functional interactions between newborn and mature neurons leading to integration into established neuronal circuits. Curr Biol. 27 (12), 1707-1720.e5 (2017).
  23. Dong, J., Stuart, G. W. Transgene manipulation in zebrafish by using recombinases. Methods Cell Biol. 77, 363-379 (2004).
  24. Kawakami, K., Shima, A., Kawakami, N. Identification of a functional transposase of the Tol2 element, an Ac-like element from the Japanese medaka fish, and its transposition in the zebrafish germ lineage. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (21), 11403-11408 (2000).
  25. Hwang, W. Y., et al. Efficient genome editing in zebrafish using a CRISPR-Cas system. Nat Biotechnol. 31 (3), 227-229 (2013).
  26. Elsen, J. S. Determination of primary motoneuron identity in developing zebrafish embryos. Science. 252 (5005), 569-572 (1991).
  27. Elsen, J. Chapter 5 – Cellular methods: detailed procedure for transplanting single cells. The Zebrafish Book. , (2000).
  28. Poulain, F. E., Gaynes, J. A., Stacher Hörndli, C., Law, M. -. Y., Chien, C. -. B. Analyzing retinal axon guidance in zebrafish. Methods Cell Biol. 100, 3-26 (2010).
  29. Masai, I., et al. N-cadherin mediates retinal lamination, maintenance of forebrain compartments and patterning of retinal neurites. Development. 130 (11), 2479-2494 (2003).
  30. Raible, D. W., Elsen, J. S. Regulative interactions in zebrafish neural crest. Development. 122 (2), 501-507 (1996).
  31. White, R. M., et al. Transparent adult zebrafish as a tool for in vivo transplantation analysis. Cell Stem Cell. 2 (2), 183-189 (2008).
  32. Barsh, G. R., Isabella, A. J., Moens, C. B. Vagus motor neuron topographic map determined by parallel mechanisms of hox5 expression and time of axon initiation. Curr Biol. 27 (24), 3812-3825.e3 (2017).
  33. Isabella, A. J., Stonick, J. A., Dubrulle, J., Moens, C. B. Intrinsic positional memory guides target-specific axon regeneration in the zebrafish vagus nerve. Development. 148 (18), dev199706 (2021).
  34. Westerfield, M. Chapter 1: General methods for zebrafish care. The Zebrafish Book. , (2000).
  35. Grant, P. K., Moens, C. B. The neuroepithelial basement membrane serves as a boundary and a substrate for neuron migration in the zebrafish hindbrain. Neural Dev. 5 (1), 9 (2010).
  36. Konantz, J., Antos, C. L. Reverse genetic morpholino approach using cardiac ventricular injection to transfect multiple difficult-to-target tissues in the zebrafish larva. J Vis Exp. (88), 51595 (2014).
  37. Novoa, B., Figueras, A. Zebrafish: model for the study of inflammation and the innate immune response to infectious diseases. Adv Exp Med Biol. 946, 253-275 (2012).
  38. Speirs, Z. C., et al. What can we learn about fish neutrophil and macrophage response to immune challenge from studies in zebrafish. Fish Shellfish Immunol. 148, 109490 (2024).
  39. Trede, N. S., Langenau, D. M., Traver, D., Look, A. T., Zon, L. I. The use of zebrafish to understand immunity. Immunity. 20 (4), 367-379 (2004).
  40. Lam, S. H., Chua, H. L., Gong, Z., Lam, T. J., Sin, Y. M. Development and maturation of the immune system in zebrafish, Danio rerio: a gene expression profiling, in situ hybridization and immunological study. Dev Comp Immunol. 28 (1), 9-28 (2004).
  41. Wienholds, E., Schulte-Merker, S., Walderich, B., Plasterk, R. H. A. Target-selected inactivation of the zebrafish rag1 gene. Science. 297 (5578), 99-102 (2002).
  42. Petrie-Hanson, L., Hohn, C., Hanson, L. Characterization of rag1 mutant zebrafish leukocytes. BMC Immunol. 10, 8 (2009).
  43. Roh-Johnson, M., et al. Macrophage-dependent cytoplasmic transfer during melanoma invasion in vivo. Dev Cell. 43 (5), 549-562.e6 (2017).
  44. Bukrinsky, A., Griffin, K. J. P., Zhao, Y., Lin, S., Banerjee, U. Essential role of spi-1-like (spi-1l) in zebrafish myeloid cell differentiation. Blood. 113 (9), 2038-2046 (2009).
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

Citer Cet Article
Qian, L. S., Ibrahim, R., Isabella, A. J. High-resolution Cell Transplantation in Embryonic and Larval Zebrafish. J. Vis. Exp. (209), e67218, doi:10.3791/67218 (2024).

View Video