Chirurgie de transfert d’embryons par laparotomie chez les cochettes

Cette étude a été approuvée par le Comité d’éthique de l’utilisation des animaux dans la recherche du Collège de médecine vétérinaire et de sciences animales de l’Université de São Paulo, numéro de protocole 6088030523. Neuf cochettes de sept mois provenant de l’élevage porcin de base d’Água Branca, situé dans la ville d’Itu, dans l’État de São Paulo, au Brésil, ont été utilisées juste après la deuxième détection d’œstrus9. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans l’étude sont énumérés dans la table des matériaux. 1. Préparation des animaux Faites jeûner les animaux pendant 12 h et limitez l’accès à l’eau pendant 4 h avant l’intervention chirurgicale. À l’aide d’une aiguille de 40 mm x 12 mm, prélever 10 mg/kg de kétamine et 0,2 mg/kg de midazolam dans la même seringue de 50 ml. Fixez la seringue à un dispositif d’administration IV pour faciliter l’administration des médicaments, en maintenant une distance de sécurité avec l’animal et en lui permettant de se déplacer librement. Administrer le médicament pré-anesthésique par injection intramusculaire dans le muscle trapèze, caudal au conduit auditif externe. Canuler la veine auriculaire à l’aide d’un cathéter de 20 G et la connecter à un dispositif d’administration de macrogouttes pour une fluidothérapie peropératoire avec une solution de NaCl à 0,9 % à un débit de 10 mL/kg/h. Induire une anesthésie avec 4 mg/kg de propofol par voie intraveineuse (selon les protocoles approuvés par l’établissement). Effectuer l’intubation orotrachéale de l’animal à l’aide d’un laryngoscope et d’une sonde orotrachéale de taille 9 avec un brassard10. Maintenez l’anesthésie avec une inhalation d’isoflurane de 1,5 % à 2 %. De plus, surveillez l’anesthésie en évaluant les paramètres physiologiques tels que la fréquence cardiaque, qui doit être maintenue entre 100 et 120 battements par minute, la saturation en oxygène, qui doit être maintenue entre 99 % et 100 %, la relaxation musculaire, l’absence de mouvement et l’évaluation des réflexes.REMARQUE : La température corporelle doit également être surveillée et contrôlée, en restant entre 37,5 et 38,5 °C. Si nécessaire, en plus de l’isoflurane, le propofol peut être utilisé pour maintenir le contrôle des paramètres. Le chlorhydrate de fentanyl doit être administré comme analgésique à une dose de 0,02 mg/kg toutes les 20 minutes. Tous les paramètres doivent être enregistrés toutes les 5 minutes. Administrer une analgésie périopératoire avec une dose unique de 0,002 mg/kg de fentanyl par voie intraveineuse et de 4 mg/kg de chlorhydrate de tramadol par voie intramusculaire dans le muscle fessier ou trapèze. Placez des électrodes cardiaques sur la région thoracique pour la surveillance peropératoire de la fréquence cardiaque. Enregistrez la fréquence cardiaque, la température rectale et la saturation en oxygène toutes les 5 minutes. 2. Intervention chirurgicale Positionnez la cochette sur la table d’opération en décubitus dorsal. Couvrez les pattes de l’animal avec des gants de procédure pour minimiser la contamination du champ opératoire. Effectuez l’épilation abdominale caudale ventrale entre l’avant-dernière paire de glandes mammaires à l’aide d’une tondeuse chirurgicale. Effectuez une antisepsie cutanée préopératoire avec une brosse antiseptique imprégnée de chlorhexidine, en effectuant des mouvements circulaires de la région cicatricielle ombilicale à la dernière paire de glandes mammaires. Retirez la chlorhexidine à l’aide d’une compresse propre et humidifiée. S’assurer que le chirurgien et l’assistant effectuent l’antisepsie chirurgicale et portent des blouses et des gants chirurgicaux stériles pour la chirurgie.REMARQUE : L’animal doit être préparé pour la chirurgie dans une zone de préparation séparée du site chirurgical. Préparez la table d’opération avec les instruments appropriés et préalablement stérilisés énumérés dans la table des matériaux. Effectuez l’antisepsie finale sur le terrain chirurgical à l’aide de gaze stérile et d’un antiseptique à la chlorhexidine, en nettoyant la région en arête de poisson, en commençant par le site d’incision et en s’étendant latéralement. Répétez cette procédure trois fois avec l’antiseptique à la chlorhexidine, puis répétez la procédure avec de la chlorhexidine alcoolique. Couvrez complètement l’animal avec un champ chirurgical stérile et, à l’aide de ciseaux, créez une ouverture rectangulaire dans le champ chirurgical, d’environ 10 x 20 cm², si le champ n’est pas fenestré. Placez le champ chirurgical sur l’avant-dernière paire de glandes mammaires inguinales. Placez 4 pinces Backhaus pour fixer le champ chirurgical sur la peau de l’animal. Incisez la peau à l’aide d’un scalpel, créant une incision d’environ 10 cm de longueur. Réaliser l’hémostase des vaisseaux sous-cutanés à l’aide d’une pince hémostatique et/ou d’une suture résorbable de taille 2. Disséquez le tissu sous-cutané avec les doigts ou à l’aide de ciseaux à pointe fine, en approfondissant l’incision pour atteindre la linea alba dans la musculature abdominale.REMARQUE : Palper la ligne médiane de l’abdomen pour sentir la linea alba comme une zone plus rigide et fibreuse ; Observez la séparation des muscles droits de l’abdomen et notez le changement de consistance des tissus tout en disséquant pour identifier la Linea Alba avec précision 11. À l’aide d’une pince Allis, saisissez la musculature et soulevez-la pour faire une incision de poignardage dans la ligne blanche à l’aide d’un scalpel. Insérez l’index dans l’incision pour évaluer la présence d’adhérences. Étendez l’incision sur la ligne blanche caudale et crânienne avec des ciseaux émoussés/émoussés ou fins/émoussés avec précaution pour éviter de blesser d’autres organes et structures sous-jacentes. Faites une incision d’une longueur suffisante pour que la main du chirurgien puisse être insérée dans la cavité abdominale afin de localiser et d’extérioriser les cornes utérines et/ou les ovaires. Un écarteur Gosset peut être utilisé pour faciliter l’entrée dans la cavité abdominale et la suture de la musculature en une seule couche à la fin de l’intervention. Si l’une des cornes utérines est située avant les ovaires, suivez-la doucement jusqu’à atteindre l’extrémité de la corne utérine et l’ovaire ipsilatéral. Au cours de cette procédure, évaluez la présence de liquide à l’intérieur de l’utérus, ce qui peut compromettre la gestation. Après avoir localisé l’ovaire, tirez-le doucement et exposez-le soigneusement. Évaluez la présence de follicules pré-ovulatoires, de corps jaunes hémorragiques, de corps jaunes cycliques et de corps albicans pour évaluer si la synchronisation de la cochette est comme prévu. Retirez doucement les fimbriae de la trompe utérine recouvrant l’ovaire, inversez sa muqueuse et localisez l’ostium de la trompe utérine.REMARQUE : Si le chirurgien a du mal à identifier l’ostium des fimbriae, une poche sur l’ampoule de l’oviducte peut être réalisée avec une aiguille de suture ronde, en évitant de perforer les vaisseaux sanguins, pour insérer le cathéter Tomcat contenant les embryons. Insérez soigneusement un cathéter Tomcat contenant les embryons dans l’ostium des fimbriae jusqu’à ce que vous atteigniez la région de l’ampoule de la trompe utérine. Fixez une seringue de 1 ml au cathéter Tomcat pour pousser le liquide contenant l’embryon dans la trompe utérine. Couvrez l’ovaire avec les fimbriae et ramenez-le dans la cavité abdominale. Localisez la corne utérine et l’ovaire controlatéraux et répétez les étapes 2.17-2.21. Repositionnez les structures à l’intérieur de la cavité abdominale et ajoutez 1 L de solution saline ou de solution de lactate de Ringer réchauffée (39 °C) pour prévenir les adhérences avant de commencer l’abdominalgie. Suture de la musculature abdominale avec suture résorbable de taille 2 en points de suture en « X » (Sultan) interrompue. Approchez le tissu sous-cutané avec une suture continue du matelas à l’aide d’une suture résorbable de taille 2. Fermez la peau avec des sutures en nylon de taille 2 en points simples interrompus, des agrafes chirurgicales ou un adhésif éthyl-cyanoacrylate. Dans cette procédure, nous avons opté pour l’utilisation d’adhésif. Nettoyez la plaie chirurgicale avec de la gaze imbibée de peroxyde d’hydrogène et séchez-la avec une compresse pour améliorer la fixation de l’adhésif chirurgical sur la plaie chirurgicale. Appliquez de la rifamycine ou de la pommade de Pearson, recouvrez de gaze et enfin, appliquez un adhésif chirurgical.REMARQUE : La plaie doit rester fermée avec un pansement pendant 5 jours. 3. Soins postopératoires Évaluer les animaux pour détecter des signes de douleur clinique caractéristique pendant au moins les 3 prochains jours consécutifs, selon l’échelle proposée par Luna et al.12.REMARQUE : Cette échelle est basée sur différents comportements manifestés par les porcs lorsqu’ils ressentent différents niveaux de douleur, tels que la posture, l’interaction et l’intérêt pour l’environnement, l’activité, l’appétit et l’attention à la zone touchée. Le score varie de 0 à 3, selon le type de comportement présenté, pour chaque paramètre évalué. À la fin de l’évaluation, la somme de tous les scores reflète l’intensité de la douleur ressentie par l’animal, où 0 représente l’absence de douleur et 18 représente une douleur très intense12. Administrer une dose unique de 15 mg/kg d’amoxicilline et 0,4 mg/kg de méloxicam à 2 % par voie intramusculaire (dans le muscle fessier ou cervical) une fois par jour pendant 3 jours en tant que soins postopératoires pour prévenir la douleur, les processus inflammatoires et les infections.REMARQUE : Si le score de douleur est égal ou supérieur à 6 sur l’échelle de douleur utilisée (score de 0 à 18), administrez 5 000 mg/animal de dipyrone de sodium par voie intramusculaire (dans le muscle fessier ou cervical) une fois par jour en plus de l’anti-inflammatoire et de l’antibiotique. Vous pouvez également effectuer une analgésie comme indiqué dans les directives locales de l’IACUC. Le 6e jour après l’opération, retirez l’adhésif chirurgical pour le nettoyage des plaies avec de la gaze imbibée d’une solution alcoolique de chlorhexidine à 2 % et appliquez une pommade topique de Pearson jusqu’au 10e jour, lorsque l’enlèvement des sutures ou des agrafes chirurgicales, le cas échéant, est recommandé. 4. Diagnostic gestationnel échographique de la grossesse Effectuer une évaluation échographique de grossesse transabdominale à l’aide d’un appareil à ultrasons (gamme de fréquences de 4,5 à 8,5 MHz) 30 jours après la chirurgie de transfert d’embryons. Appliquez du gel à ultrasons sur la sonde et positionnez-la près de la région abdominale inguinale, face à la médiale.REMARQUE : La visualisation de vésicules embryonnaires anéchoïques arrondies, dues au liquide dans la lumière utérine, indique une gestation. La non-visualisation du liquide intra-utérin ou la présence de liquide intra-utérin sans délimitation des vésicules embryonnaires suggère l’absence de gestation. 5. Euthanasie des animaux REMARQUE : Euthanasier les cochettes qui n’ont pas présenté de fœtus de taille et d’apparence correspondant à l’âge gestationnel à l’échographie. À l’aide d’une aiguille de 40 mm x 12 mm, prélever 15 mg/kg de kétamine et 2 mg/kg de midazolam dans la même seringue de 50 ml attachée à un dispositif d’administration intraveineuse, et administrer par voie intramusculaire dans le muscle trapèze de la région cervicale caudale au conduit auditif externe, à titre de médicament préanesthésique. Canuler la veine auriculaire à l’aide d’un cathéter de 20 G et induire une anesthésie avec 4 mg/kg de propofol par voie intraveineuse en bolus jusqu’à ce qu’une bradycardie se produise (selon les protocoles approuvés par l’établissement). Par la suite, administrer par voie intraveineuse 10 à 20 mL de chlorure de potassium à 19,1 %. Confirmez l’arrêt cardiorespiratoire en observant l’absence de mouvements respiratoires, la pâleur des muqueuses, la perte du réflexe cornéen et l’absence de battements cardiaques en plaçant un stéthoscope sur la région cardiaque. Prélever tout type de contenu intra-utérin (tissu embryonnaire, liquide ou sécrétions muqueuses) sur des femelles autopsiées13 et l’envoyer pour analyse microbiologique afin de détecter d’éventuels agents pathogènes et également pour la caractérisation génotypique des clones (si nécessaire). Vérifiez visuellement la présence ou l’absence de corps jaunes, de kystes ovariens, de sécrétions anormales et l’apparition d’adhérences dans l’utérus, les ovaires et les oviductes14.