Quantification de la compliance et de la distensibilité de la veine cave inférieure dans un modèle ovin in vivo à l’aide de l’angiographie 3D

Le protocole de l’étude a été approuvé par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Institut de recherche Abigail Wexner de l’hôpital pour enfants à l’échelle nationale (AR22-0004). Tous les animaux ont reçu des soins sans cruauté conformément au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire, publié par les National Institutes of Health. 1. Préparation des animaux Demandez à une équipe vétérinaire d’évaluer le mouton 1 semaine avant le cathétérisme, y compris un examen physique et une analyse des signes vitaux, pour s’assurer que l’animal peut recevoir une anesthésie en toute sécurité. Faites jeûner l’animal pendant la nuit, ou jusqu’à 12 h avant l’intervention, afin de limiter le risque d’aspiration du contenu de l’estomac lors de l’induction de l’anesthésie. Appuyez sur le bouton marche du panneau de commande pour allumer l’arceau et le système d’angiographie 3D (Figure 1A). Attendez que le système soit complètement chargé.REMARQUE : Assurez-vous que la fluoroscopie est en pause jusqu’à ce qu’elle soit prête à imager et que tout le personnel porte un câble de protection. Préparez une solution saline héparinée à utiliser dans la procédure en ajoutant 1 mL d’héparine (1 000 unités USP/mL de concentration) à 1 000 mL de solution saline à 0,9 %. Rasez le côté gauche du cou et frottez avec de l’alcool. Administrer la sédation en injectant une combinaison de kétamine (4 mg/kg), de butorphanol (0,1 mg/kg) et de diazépam (0,5 mg/kg) dans la veine jugulaire gauche. Placez le mouton sous sédatif sur un lit d’hôpital et placez-le en position couchée sternale pour l’intubation. Intuber avec une sonde endotrachéale (TE) de 9 à 14 mm, en fonction de la taille du mouton, en enfonçant la langue et l’épiglotte avec un laryngoscope et en insérant la sonde ET dans la trachée. Positionnez le mouton dans une position latérale droite. Fixez le tube ET à un ventilateur et ventilez mécaniquement avec 100% d’oxygène à 1-3 L/min. Maintenez l’anesthésie avec 1 à 3 % d’isoflurane inhalé. Réglez la fréquence respiratoire à 15-30 respirations/min et le volume courant final à 8-10 mL/kg. Placez un équipement de surveillance standard, y compris un brassard de tensiomètre sur la patte avant droite, un clip d’oreille pour surveiller la saturation en oxygène sur l’oreille droite, une sonde de température dans l’œsophage et un moniteur de CO2 en fin d’expiration sur le tube ET. Rasez la laine de l’aspect caudal de chaque sabot entre les ergots et le talon. Placez les nœuds d’électrocardiogramme (ECG) et fixez-les avec du ruban adhésif. Lubrifiez les deux yeux en appliquant une pommade ophtalmique et insérez une sonde orogastrique pour assurer l’évacuation des gaz et des aliments. Mettre en place une voie intraveineuse dans le VJI gauche pour permettre l’administration de la perfusion à débit constant (IRC) de propofol (20-40 mg∙kg-1∙h-1), des liquides d’entretien (10 mL∙kg-1∙h-1) et du bolus salin. Positionnez le mouton en position couchée latérale gauche. Rasez le côté droit du cou pour accéder au site de cathétérisme (Figure 2A). Tamponnez la zone avec un gommage à la chlorhexidine et de l’alcool. Débranchez l’équipement de surveillance et le ventilateur et déplacez le mouton vers la table du laboratoire de cathétérisme. Encore une fois, placez l’animal en position couchée latérale gauche (figure 3A). Reconnectez-vous au ventilateur et aux équipements de surveillance (sondes ECG, sonde de température, brassard de tensiomètre, oxymètre de pouls). Maintenez l’anesthésie pendant la procédure en administrant de l’isoflurane inhalé à 1-3 % avec 100 %d’O2 et/ou du propofol IRC (20-40 mg∙kg-1∙h-1).REMARQUE : Évaluez le plan de l’anesthésie en évaluant le mouvement de l’animal, la réponse aux stimuli douloureux, la fréquence respiratoire, le pouls et la pression artérielle. Ajustez la sédation au besoin, par exemple en utilisant un bolus de 5 à 10 ml de propofol pour induire un plan d’anesthésie plus profond. Mesurez la largeur du mouton au niveau du cœur à l’aide de grands pieds à coulisse. Divisez la largeur par 2 pour régler le transducteur de pression. Nettoyez aseptiquement le site chirurgical et drapez-le de manière stérile (Figure 2B,C). 2. Cathétérisme Déplacez l’arceau de la position garée vers la poitrine du mouton et soulevez la table au besoin. Appuyez sur les boutons 7 et 3 du panneau de commande, puis maintenez le bouton Démarrer enfoncé pour utiliser les paramètres préprogrammés afin de positionner automatiquement la table et l’arceau sur le côté gauche de la table (Figure 1A). Accédez au VJI droit à l’aide d’une aiguille de micro-ponction de 21 G et d’une seringue Luer Slip de 10 cc ; accéder au VJI dans une direction crânienne/caudale à travers la peau tout en tirant sur le piston de la seringue. Assurez-vous que le sang est aspiré pour confirmer que l’aiguille est dans le vaisseau (Figure 2A, B). Débranchez soigneusement la seringue tout en tenant l’aiguille stable. Insérez un guide-fil en acier inoxydable (SS) de 0,018 pouce à travers l’aiguille dans le récipient à peu près à mi-chemin. Retirez l’aiguille du fil SS. Placez un dilatateur 5-French (Fr) sur le fil SS et dans le récipient. Retirez la pièce intérieure du dilatateur et le fil SS. Faites passer un fil-guide de 0,038 pouce à travers le dilatateur dans le récipient à mi-chemin et retirez le dilatateur. À l’aide d’un scalpel à 11 lames, coupez la peau au-dessus de la veine où le fil entre. Faites passer une gaine de 9-Fr sur le fil-guide et dans le récipient. Retirez la section intérieure de la gaine et le fil-guide. Confirmez le bon placement de la gaine en aspirant du sang, puis en rinçant la gaine avec une solution saline héparinisée. Répétez les étapes 2.2 à 2.7 de manière à ce qu’il y ait deux gaines de 9 Fr dans le VJI droit. Administrer 150 U/kg d’héparine par voie intraveineuse pour prévenir la coagulation. Utilisez la pédale pour démarrer la fluoroscopie (Figure 1B). Insérez un cathéter Judkins Right (JR) à travers la gaine, en suivant la VCI thoracique à travers le diaphragme jusqu’à la VCI abdominale. Enfilez un fil de Rosen dans le cathéter JR jusqu’à ce qu’il atteigne la VCI abdominale et que l’extrémité sorte du cathéter JR. Tout en maintenant le fil Rosen en place, retirez délicatement le cathéter JR. Répétez les étapes 2.10-2.11 avec la deuxième gaine. Enfilez un cathéter Multipiste 7-Fr sur chaque fil Rosen. Sous guidage par fluoroscopie, placez un cathéter angiographique multipiste dans la VCI abdominale pour l’injection de produit de contraste. À l’aide de la fluoroscopie, placez un autre cathéter angiographique multipiste dans la région d’intérêt spécifique (par exemple, le centre du greffon) pour la mesure de la pression (Figure 2C). Figure 1 : panneau de commande. (A) Panneau de commande du système d’angiographie 3D (B) Pédales de fluoroscopie Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. Figure 2 : Cathétérisme chez l’animal. (A) Le site chirurgical clé, préparé pour le cathétérisme. (B) Technique pour visualiser la veine jugulaire interne droite (flèches noires). (C) Deux cathéters angiographiques multipistes sont placés dans la veine jugulaire interne droite (flèche bleue : mesure de la pression dans le greffon ; flèche rouge : injection de contraste dans la VCI abdominale ; flèche blanche : fils rigides). Abréviation : IVC = veine cave inférieure. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. 3. Collecte des prédonnées Connectez le multipiste centré dans la région d’intérêt au transducteur de pression à l’aide d’un robinet d’arrêt à trois voies. Avec le robinet ouvert sur le multipiste, tirez vers l’arrière avec une seringue de 10 mL jusqu’à ce que les bulles d’air soient éliminées et que le sang soit visible. Avec la seringue de 10 ml retournée, retournez le sang dans le mouton en prenant soin de ne pas repousser l’air dans le multipiste. Rincez le multipiste avec une solution saline héparinisée. Basculez la position d’arrêt du robinet d’arrêt sur la seringue de sorte que le transducteur de pression et le multipiste soient ouverts l’un à l’autre. Préparez l’injecteur de contraste en ajoutant un produit de contraste. Le volume minimal pour une angiographie 3D est de 60 mL et le contraste total ne peut pas dépasser 5 mL/kg ou 250 mL. Connectez l’injecteur de contraste au multipiste centré dans la VCI abdominale. À l’aide de l’injecteur de contraste, tournez lentement le bouton dans le sens inverse des aiguilles d’une montre pour extraire les bulles d’air du multipiste jusqu’à ce que du sang soit visible. Tournez le bouton dans le sens des aiguilles d’une montre pour pousser lentement le contraste vers l’avant dans le multipiste. Utilisez la fluoroscopie pour confirmer quand le contraste a atteint l’extrémité du multipiste. Prenez le produit de contraste total utilisé pour l’angiographie 3D et divisez-le par 5 pour obtenir mL/s. Réglez l’augmentation du taux sur 0 et 600 psi. Réglez l’arceau sur le mode préprogrammé en cliquant sur le bouton Programme en haut à droite de l’écran et sur le bouton 3D DSA 110 8” (angiographie 3D avec un SID de 110 cm et Field View à 8 pouces). Éloignez tous les objets et les personnes de l’avant ou des côtés de la table. Lancez le programme C-Arm en cliquant sur le bouton numéroté 3 sur le panneau de configuration. Positionnez la région cible (par exemple, la greffe médiane) au centre du plan x-y (Figure 3A-C). Passez au deuxième programme en cliquant sur le bouton 4 du panneau de configuration. Ajustez la hauteur de la table en conséquence pour centrer la région d’intérêt. Appuyez sur le bouton numéroté 5 et prenez l’image de test. Pré-testez l’amplitude de mouvement de l’arceau en cliquant sur le bouton Confirmer les conditions | Démarrez (Figure 3D,E). Demandez à l’anesthésiste de maintenir la ventilation et de faire une angiographie rotationnelle 3D avec injection de contraste en lançant le programme avec la pédale d’acquisition centrale. Mesurez et enregistrez simultanément la pression moyenne de la région cible. Figure 3 : Positionnement de l’arceau et amplitude de mouvement. (A) Positionnement du mouton pour le début de la procédure (B) Première position pour le programme d’angiographie 3D (C) Bras en C déplacé sur l’axe des x (D) Bras en C déplacé sur l’axe des Z (E) Bras en C complétant la rotation d’essai avec toute l’amplitude de mouvement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. 4. Administration du bolus salin et collecte des données Préparation de 20 mL/kg de solution saline à 0,9 %. Pour préparer le sac pressurisé en bolus, ajoutez un sac de 1 000 ml de solution saline à 0,9 % dans une unité de sac pressurisé. Utiliser une deuxième unité si nécessaire pour atteindre le volume total à administrer. Pressez la poire de gonflage jusqu’à ce que le manomètre monte dans la zone verte, immédiatement avant la ligne rouge (pression 250-300 mmHg). Rincez la solution saline à travers la conduite et éliminez les bulles d’air. Connectez le sac salin sous pression à une gaine de 9-Fr et maintenez 250-300 mmHg pour maintenir une vitesse constante du bolus. Laissez-le couler jusqu’à ce que le mouton ait reçu un bolus équivalent à 20 mL/kg ou que la pression moyenne atteigne 15 mmHg. Pendant que le bolus s’écoule, enregistrez les pressions intravasculaires de la région cible toutes les minutes. Préparez l’arceau pour une deuxième angiographie rotationnelle 3D en répétant les étapes 3.9 à 3.12. Dès la fin du bolus, avant que la pression ne commence à baisser, effectuez la deuxième angiographie 3D et la mesure simultanée de la pression intravasculaire en commençant comme décrit à l’étape 3.13. 5. Récupération Une fois l’imagerie terminée, remettez l’arceau en position de stationnement préprogrammée en entrant le numéro 77 et en maintenant le bouton de démarrage enfoncé jusqu’à ce que l’arceau se positionne. Retirez les cathéters d’angiographie multipistes et les fils de Rosen. Retirez les deux gaines tout en appliquant une pression directe sur les sites d’insertion avec un patch d’hémostase pendant au moins 7 minutes pour arrêter le saignement. Enroulez un rouleau de gaze stérile autour des plaques et du cou de manière à ce que l’enveloppe soit bien en place pour maintenir la pression, mais pas trop serrée pour risquer de couper la circulation ou d’empêcher la respiration. Arrêtez les anesthésiques (isoflurane et/ou propofol CRI). Maintenez les moutons sous ventilateur avec 100% O2 jusqu’à ce qu’ils respirent constamment par eux-mêmes.REMARQUE : Les signes que le mouton se réveille comprennent le mouvement, le clignement des yeux, la réponse à des stimuli douloureux, le tonus de la mâchoire ou des tentatives de mastication, et la respiration sans l’aide d’un ventilateur. Une fois que le mouton est capable de respirer par lui-même, extuber (retirer la sonde TE) et retirer la sonde orogastrique. Retirez tout l’équipement de surveillance et transférez les moutons dans un lit d’hôpital. Remettez-le dans la pièce du logement. Aidez les moutons à rester en position couchée sternale ou lorsqu’ils tentent de se tenir debout jusqu’à ce qu’ils soient capables de garder l’équilibre par eux-mêmes. Empêchez-les de se heurter aux murs. Une fois qu’ils semblent suffisamment éveillés, donnez-leur de petites quantités de foin ou de céréales. 6. Analyse des données Exportez les données brutes d’angiographie 3D originales du logiciel d’imagerie d’angiographie au format de fichier DICOM. Lancez le logiciel DICOM Viewer. Faites glisser et déposez le fichier d’angiographie 3D dans le visualiseur pour l’ouvrir (Figure 4A). Dans le logiciel de visualisation DICOM, sélectionnez l’outil 3D MPR (Multi-Planar Reconstruction) pour générer une vue reconstruite en 3D des données d’angiographie. Cela présentera trois vues 2D distinctes sous trois angles différents : plans axial, sagittal (Figure 4B) et coronal (Figure 4C). Ajustez le placement et l’orientation de la région cible dans les plans sagittal et coronal pour obtenir la position verticale souhaitée en plaçant la région cible au centre et en tournant la direction des lignes de référence sur chaque plan à l’aide d’un outil à main (Figure 4D). Utilisez l’outil crayon de la visionneuse DICOM pour tracer le contour de la paroi du vaisseau dans la vue axiale de la région cible (Figure 4E). Le logiciel calcule et affiche automatiquement l’aire et le périmètre (circonférence) de la région au milieu de la vue axiale. Utilisez l’équation (1) pour calculer la conformité, où A est l’aire de la section transversale (cm2) et P est la pression (mmHg) :(1) Utilisez l’équation (2) pour calculer la distensibilité où C est la circonférence (cm) et P est la pression (mmHg) :(2) Figure 4 : Analyse des données dans la visionneuse DICOM. (A) Données brutes de l’angiographie 3D chargées dans le visualiseur DICOM. (B) La section sagittale du greffon. (C) La section coronale. (D) Une véritable section efficace est visualisée après ajustement de l’angle sur les sections sagittale et coronale. (E) L’outil crayon est utilisé pour tracer le contour du récipient cible afin d’effectuer des mesures de circonférence et de section transversale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.