Ce protocole décrit une technique d’injection intracamérale chez le rat à l’aide d’une incision cornéenne centrale et d’un long tunnel dans la chambre antérieure. Cette méthode d’injection minimise le risque d’induire des lésions tissulaires par inadvertance et améliore ainsi la précision et la reproductibilité.
L’injection intracamérale est une routine d’administration standard en ophtalmologie. L’application de l’injection intracamérulaire chez les rongeurs pour la recherche est difficile en raison des dimensions et de l’anatomie limites de l’œil, notamment le petit volume de l’humeur aqueuse, la courbure du cristallin et l’épaisseur du cristallin. Les dommages potentiels lors des injections intracamérulaires introduisent des effets indésirables et une variabilité expérimentale. Ce protocole décrit une procédure d’injection intracamérulaire chez le rat, permettant précision et reproductibilité.
Des rats Sprague-Dawley ont été utilisés comme modèles expérimentaux. Étant donné que la position de la lentille chez le rat fait saillie dans la chambre antérieure, l’injection à partir de la périphérie, comme chez l’homme, est défavorable. Par conséquent, une incision est créée dans la région cornéenne centrale à l’aide d’une lame aiguille de 0,8 mm de calibre 31 pour former un tunnel auto-scellant dans la chambre antérieure. Une incision à un angle proche du plat permet de créer un long tunnel, ce qui minimise la perte d’humeur aqueuse et la profondeur de la chambre antérieure. Une nano-aiguille de calibre 34 est insérée dans le tunnel pour l’injection. Cela permet une pénétration avec une résistance minimale au frottement et évite de toucher l’objectif. L’injection de trypan-blue permet de visualiser par microscopie à fente la présence du colorant dans la chambre antérieure et d’exclure les fuites. La biodisponibilité pour la couche endothéliale cornéenne est démontrée par l’injection d’un colorant Hoechst, qui a coloré les noyaux des cellules endothéliales cornéennes après l’injection.
En conclusion, ce protocole met en œuvre une procédure d’injection intracamérale précise chez le rat. Cette procédure peut être utilisée pour l’administration intracamérale de divers médicaments et composés dans des modèles expérimentaux de rats, augmentant ainsi l’efficacité et la reproductibilité de la recherche ophtalmique.
La biodisponibilité des composés délivrés par administration topique à la surface de l’œil est considérablement limitée, généralement <5 %1. Les composés administrés par les gouttes ophtalmiques sont principalement éliminés par drainage, larmoiement induit, renouvellement du liquide lacrymal et absorption conjonctivale. De plus, la perméation des composés à travers la surface oculaire est fortement limitée par la barrière cornée-conjonctive 1,2,3. La cornée est composée de trois couches principales : l’épithélium le plus externe, le stroma intermédiaire et l’endothélium le plus interne. L’épithélium cornéen superficiel est interconnecté par des jonctions fortes et serrées et crée une résistance paracellulaire élevée, qui est le principal obstacle à la perméabilité de la substance. Les multiples couches d’épithélium limitent en outre la perméation des molécules hydrophiles et de grande taille à travers les espaces intercellulaires de l’épithélium de la cornée. Succédant à l’épithélium, le stroma est composé de fibres de collagène et contient des pores aqueux. Contrairement à l’épithélium cornéen, le stroma permet le mouvement des médicaments hydrophiles ; Cependant, il est grandement imperméable aux composés lipophiles 1,2,3. Ensemble, l’épithélium cornéen et les couches stromales présentent d’importantes barrières tissulaires qui limitent l’absorption des médicaments. L’endothélium cornéen n’est pas considéré comme limitant le transport des médicaments.
L’alternative à la voie d’administration cornéenne est la voie conjonctivale. La conjonctive est une couche multi-épithéliale qui recouvre la face interne des paupières et la partie antérieure de la sclère. La conjonctive est caractérisée par moins de jonctions serrées que l’épithélium cornéen, ce qui permet une meilleure perméabilité des médicaments hydrophiles. Cependant, la vascularisation de la conjonctive entraîne une absorption systémique d’une grande fraction des molécules administrées, limitant à nouveau considérablement la biodisponibilité des composés délivrés dans la chambre antérieure 1,2. Un moyen efficace de contourner les barrières de perméabilité oculaire externes consiste à administrer le médicament directement dans la région d’intérêt. Par exemple, l’injection intravitréenne est courante pour l’administration dans l’humeur vitrée4. De même, l’injection intracamérulaire est utilisée pour l’administration dans la chambre antérieure5. L’établissement d’une concentration efficace au niveau de la chambre antérieure est essentiel dans diverses situations cliniques, telles que le traitement de l’infection par injection intracamérale d’antibiotiques et les traitements anti-inflammatoires postopératoires dans les chirurgies de la cataracte. Malgré l’avantage de l’amélioration de la biodisponibilité de la substance accordée par l’injection intracamérale, il existe des problèmes de sécurité majeurs qui doivent être pris en compte. Par exemple, l’injection intracamérulaire de drogues peut induire une augmentation de la pression intraoculaire, un syndrome du segment antérieur toxique et un syndrome de destruction des cellules endothéliales toxiques 5,6. Il est donc essentiel d’évaluer soigneusement dans les études précliniques l’efficacité et l’innocuité des médicaments administrés par injections intracamérales afin de maximiser l’efficacité du traitement et de minimiser les effets indésirables potentiels chez les patients.
Les modèles animaux expérimentaux sont indispensables dans les études précliniques pour étudier de nouveaux traitements. Les petits rongeurs, tels que les souris et les rats, sont les animaux de laboratoire les plus couramment utilisés à ces fins. Ces animaux présentent de nombreuses similitudes avec l’anatomie et la physiologie humaines, fournissant des informations précieuses. De plus, leur utilisation est économiquement avantageuse en raison de leur petite taille, de leur facilité d’entretien, de leur gestation rapide et de leur capacité à produire un grand nombre de descendants7.
Malgré l’utilisation généralisée de petits rongeurs dans les modèles de maladies oculaires, leurs dimensions oculaires et leur anatomie uniques posent des défis importants lors des manipulations expérimentales. Par exemple, des procédures telles que les injections intracamérales, qui sont relativement simples chez l’homme, deviennent techniquement exigeantes chez les souris et les rats. Les défis découlent de facteurs tels que le faible volume d’humeur aqueuse, le cristallin relativement grand et inflexible, ainsi que le positionnement obstructif et la courbure du cristallin dans les yeux des rongeurs (Figure 1)8. Ces défis augmentent le risque de dommages lors des injections intracamérulaires chez les rongeurs, entraînant des effets indésirables potentiels et introduisant une variabilité expérimentale qui peut avoir un impact sur la validité des conclusions de l’étude. Dans nos recherches, nous avons réussi à mettre au point une procédure d’injection intracamérulaire sûre chez le rat. La technique consiste à créer un long tunnel plat et auto-obturant dans la cornée jusqu’à la chambre antérieure. Cette méthode garantit non seulement la précision, mais améliore également la reproductibilité expérimentale, en répondant aux problèmes liés aux techniques d’injection chez les petits rongeurs.
Figure 1 : Représentation schématique des caractéristiques anatomiques du segment antérieur des yeux du rat et de l’homme. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Les modèles de recherche préclinique doivent fournir un environnement contrôlé et reproductible pour garantir la fiabilité et l’applicabilité des résultats. Dans la recherche en ophtalmologie, les modèles d’injection oculaire sont couramment utilisés dans divers aspects de la recherche, allant de l’établissement de modèles de maladies, à la mise à l’essai de nouveaux traitements et à l’évaluation des réactions tissulaires et des effets indésirables potentiels.<…
The authors have nothing to disclose.
Cette recherche a été soutenue par les subventions 2670/23 et 1304/20 de la Fondation israélienne des sciences.
Alizarin Red | Alpha Aesar | 042040.5 | |
Buprenorphine | Richter pharma | 102047 | |
Dexamethasone 0.1% | Fisher Pharmaceutical | 393102-0413 | |
Hamilton glass syringe 10 μL | Hamilton Co. | 721711 | |
Hoeschst | Merck | B2261 | |
Ketamine | Bremer pharma GMBH (medimarket) | 17889 | |
Ofloxacin 0.3% eye drops | Allergan | E92170 | |
Oxybuprocaine Hydrochloride 0.4% | Fisher Pharmaceutical | N/A | |
Pentobarbital sodium 200 mg/mL | CTS | N/A | |
Slit microscope | Haag-streit bern | b-90019115 | |
Sprague-Dawley Rats | Envigo | N/A | |
Stiletto blade 31 G 0.8 mm | Tecfen medical (skymed) | QKN2808 | |
Surgical microscope | Zeiss | OPMI-6 CFC | |
Trypan Blue | Sartorius | 03-102-1B | |
Xylazine | Eurovet Animal Health | 615648 |
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