Durante o desenvolvimento do córtex cerebral, os neurônios e as células gliais se originam na zona ventricular que reveste o ventrículo e migram em direção à superfície do cérebro. Muitos genes estão envolvidos neste processo. Este protocolo apresenta a técnica para a imagem de lapso de tempo de neurônios migratórios e progenitores gliais.
Durante o desenvolvimento do córtex cerebral, os neurônios e as células gliais se originam na zona ventricular que reveste o ventrículo e migram em direção à superfície do cérebro. Esse processo é crucial para o funcionamento adequado do cérebro, e sua desregulação pode resultar em distúrbios do neurodesenvolvimento e psiquiátricos após o nascimento. De fato, muitos genes responsáveis por essas doenças estão envolvidos nesse processo e, portanto, revelar como essas mutações afetam a dinâmica celular é importante para entender a patogênese dessas doenças. Este protocolo introduz uma técnica para imagens de lapso de tempo de neurônios migratórios e progenitores gliais em fatias de cérebro obtidas de embriões de camundongos. As células são marcadas com proteínas fluorescentes usando eletroporação in utero , que visualiza células individuais migrando da zona ventricular com uma alta relação sinal-ruído. Além disso, este sistema de transferência de genes in vivo nos permite realizar facilmente experimentos de ganho de função ou perda de função nos genes dados por co-eletroporação de sua expressão ou vetores de knockdown/knockout. Usando este protocolo, o comportamento migratório e a velocidade de migração de células individuais, informações que nunca são obtidas de cérebros fixos, podem ser analisados.
Durante o desenvolvimento do córtex cerebral, a glia radial (apical) na zona ventricular palial (VZ) que reveste o ventrículo lateral produz primeiro neurônios e depois progenitores gliais com algum período de sobreposição1. Os neurônios também são gerados a partir de progenitores intermediários ou glia radial basal na zona subventricular (SVZ) adjacente à VZ, ambas originadas da glia radial (apical) 2,3. Em camundongos, as células gliais radiais produzem apenas neurônios no dia embrionário (E) 12-14, neurônios e progenitores gliais em E15-16 e progenitores gliais de E17 em diante4. A maior população de progenitores gliais gerada durante esses estágios embrionários se diferencia preferencialmente em astrócitos, embora algumas células também se diferenciem em oligodendrócitos5. Neurônios e progenitores de astrócitos gerados nesses estágios migram em direção à superfície do cérebro e entram na placa cortical (futura substância cinzenta cortical). A migração neuronal da VZ para a placa cortical ocorre em várias fases. Os neurônios adotam primeiro uma morfologia multipolar logo acima da zona de acumulação celular multipolar (MAZ), sobrepondo-se à SVZ ou zona intermediária, onde se estendem e retraem vigorosamente vários processos finos e migram lentamente (migração multipolar) 6 , 7 . Após aproximadamente 24 h, os neurônios se transformam em uma morfologia bipolar, estendendo um processo principal espesso em direção à superfície do cérebro e um processo de rastreamento fino para trás, e migram linearmente em direção à superfície do cérebro usando um processo radial que se estende da glia radial à superfície pial como um andaime, que é chamado de modo de locomoção 2,8. Como os neurônios em modo de locomoção sempre atingem a superfície mais externa da placa cortical, passando por seus predecessores logo abaixo da zona marginal, os neurônios são alinhados de dentro para fora dependentes da data de nascimento na placa cortical 9,10,11.
Em contraste, os progenitores dos astrócitos migram rapidamente para a zona intermediária e a placa cortical, com frequentes mudanças direcionais. Esse comportamento migratório é completamente diferente da migração neuronal e é chamado de migração errática5. Os progenitores dos astrócitos também migram ao longo dos vasos sanguíneos em um processo chamado migração guiada pelos vasos sanguíneos. Os progenitores dos astrócitos alternam entre esses modos de migração e atingem a placa cortical 5,12. Embora o posicionamento dos astrócitos não seja estritamente determinado pela data de produção, foi observada uma tendência leve de os astrócitos nascidos precocemente se estabelecerem na parte superficial da placa cortical5. Curiosamente, os astrócitos que se instalam na placa cortical são gerados em estágios embrionários e eventualmente se diferenciam em astrócitos protoplasmáticos, enquanto os astrócitos gerados no pós-natal não migram ativamente, permanecem na substância branca e se diferenciam em astrócitos fibrosos5. Como essa especificação dependente do estágio dos subtipos astrocíticos ocorre ainda não está claro.
Um número crescente de genes envolvidos na migração neuronal foi identificado, incluindo aqueles envolvidos em distúrbios do neurodesenvolvimento e psiquiátricos13,14. Portanto, é crucial elucidar os efeitos de mutações nesses genes sobre o comportamento dos neurônios migratórios. Como mencionado anteriormente, a migração neuronal ocorre em várias fases. As observações de lapso de tempo podem determinar diretamente a fase mais afetada (saída do ciclo celular, transição multipolar-bipolar, velocidade de migração da locomoção, etc.). No entanto, os mecanismos moleculares subjacentes à especificação, migração e posicionamento dos astrócitos permanecem amplamente desconhecidos. Dado que os astrócitos desempenham papéis cruciais na sinaptogênese15 e na formação da barreira hematoencefálica durante o desenvolvimento do cérebro16, os defeitos de desenvolvimento nos astrócitos podem resultar em distúrbios do neurodesenvolvimento. Estudos de lapso de tempo em progenitores de astrócitos podem esclarecer esses mecanismos moleculares e sua relação com doenças mentais.
Este protocolo fornece um método para observação de lapso de tempo de células corticais derivadas de VZ. Um protocolo de vídeo semelhante para a observação da migração neuronal já foi publicado17. Aqui, descrevemos o método para neurônios migratórios e progenitores de astrócitos. Para marcar essas células com proteínas fluorescentes, como proteínas fluorescentes verdes e vermelhas (GFP e RFP), misturas de plasmídeos contendo componentes apropriados são introduzidas na VZ cortical por eletroporação in utero em estágios apropriados 18,19,20,21. Os embriões manipulados são removidos nos estágios desejados e os cérebros são fatiados e usados para observações de lapso de tempo usando um microscópio de varredura a laser. A velocidade de migração, direção e outros comportamentos, que nunca são abordados usando amostras cerebrais fixas, podem ser examinados usando este método. Usando eletroporação in utero, expressão e vetores knockdown/knockout podem ser facilmente transferidos concomitantemente com vetores de proteínas fluorescentes, permitindo-nos realizar estudos de ganho de função e perda de função de genes específicos.
Este protocolo introduziu um método para a observação de lapso de tempo de células derivadas do VZ palial (cortical). Para rotular as células migratórias do VZ, usamos a eletroporação no útero, na qual as células individuais foram claramente marcadas com uma relação sinal-ruído mais alta do que na marcação mediada por vetor viral. Usando a eletroporação in utero, qualquer tipo de vetor em qualquer combinação pode ser facilmente introduzido nas células gliais radiais (células-tronco …
The authors have nothing to disclose.
O promotorT α1 é um presente de P. Barker e F.D. Miller. O promotor Dcx é um presente de Q. Lu. hGFAP-Cre foi um presente de Albee Messing. O sistema vetorial de transposon PiggyBac foi fornecido pelo Instituto Sanger. Os camundongos Flt1-DsRed foram fornecidos por M. Ema (Universidade de Shiga). Este trabalho foi apoiado pela JSPS KAKENHI (Grant Number JP21K07309 para H. Tabata, JP20H05688 e JP22K19365 para K. Nakajima) e Takeda Science Foundation, Keio Gijuku Fukuzawa Memorial Fund for the Advancement of Education and Research, Keio Gijuku Academic Development Funds para K. Nakajima.
Aspirator tube assembly | Drummond | 2-040-000 | |
Atipamezole (5 mg/mL) | Meiji | Mepatia | |
Autoclip | Becton Dickinson | 427630 | 9 mm |
B27 supplement | Gibco | 17504-044 | |
Butorphanol (5 mg/mL) | Meiji | Vetorphale | |
Cell culture insert | Millipore | PICM ORG 50 | |
Confocal microscope | Nikon | A1RHD25 | Equipped with a long working distance lens (S Plan Fluor ELWD 20XC) |
Cryomold | Tissue-Tek | 4566 | |
Culture chamber | Tokken | TK-NBCMP | Custom-made |
Electroporator | NEPA Gene | NEPA21 | |
Fast Green | Sigma-Aldrich | F7258 | |
Gas mixer | Tokken | TK-MIGM01-02 | |
Glass base dish | Iwaki | 3910-035 | Diameter of glass base is 27 mm |
Glass capillaries | Narishige | GD-1 | |
HBS (2x) | Sigma-Aldrich | 51558 | |
HBSS(-) | Wako | 084-08345 | |
Heater Unit | Tokken | TK-0003HU20 | Custom-made, including hood and heater |
hGFAP-Cre | Addgene | #40591 | A gift from Albee Messing |
ImageJ | https://imagej.net/ij/ | ||
L-glutamine (200 mM) | Gibco | 25030 | |
Low melting temperature agarose | Lonza | 50100 | |
Medetomidine (1 mg/mL) | Meiji | Medetomin | |
Microinjector | Narishige | IM-300 | |
Midazolam (5 mg/mL) | Sandoz | Midazolam | |
MTrackJ | https://imagescience.org/meijering/software/mtrackj/ | ||
Neurobasal medium | Gibco | 21103-049 | |
pCAG-hyPBase | The hyPBase cDNA from pCMV-hyPBase (a gift from Sanger Institute) was inserted into the downstream of the CAG promoter of pCAGGS (a gift from J. Miyazaki). | ||
pDcx-Dre | The Dcx promoter from Dcx4kbEGFP70 (a gift from Q. Lu) was exchanged with CAG promoter of pCAG-NLS-HA-Dre34 (a gift from Pawel Pelczar, Addgene #51272). | ||
Penicillin + Streptomycin | Gibco | 15140122 | |
Plasmid purification kit | Invitrogen | PureLink HiPure plasmid midiprep kit (K210005) | |
pPB-CAG-LNL-RFP | CAG-LNL cassette from pCALNL-DsRed (a gift from Connie Cepko, Addgene #13769), and TurboRFP cDNA (Evrogen, FP232) were inserted into the cloning site of pPB-CAG.EBNXN (a gift from Sanger Institute). | ||
pPB-CAG-rDIO-EGFP | The sequence containning synthetic rox sites, synthetic DIO cassette, and EGFP cDNA from pEGFP-N1 (Clontech, U55762) in reverse direction were inserted into the cloning site of pPB-CAG.EBNXN (a gift from Sanger Institute). The sequence is provided in the Supplementary File. | ||
Puller | Narishige | PN-31 | |
StackRed | a plugin for ImageJ | http://bigwww.epfl.ch/thevenaz/stackreg/ | |
Suture needle | Nazme | C-24-521-R No.1 | 1/2 circle, length 14 mm |
Suture thread | Nazme | C-23-B2 | Silk, size 5-0 |
Timed pregnant ICR (wild-type) mice | Japan SLC | ICR mouse | |
TrackMate | https://imagej.net/plugins/trackmate/index | ||
Tweezer-type electrode | BEX or NEPA Gene | CUY650P5 | |
Tα1-EGFP | EGFP cDNA from pEGFP-N1 (Clontech, U55762) was inserted into the downstream of the Tα1 promoter in plasmid 253 (a gift from P. Barker and F.D.Miller) | ||
Vibrating microtome | Leica or Zeiss | Vibrating blade microtome VT1000S or Hyrax V50. |