描述了一种外科手术,用于向幼年大鼠的腰椎池进行注射。这种方法已被用于基因治疗载体的鞘内递送,但预计这种方法可用于多种疗法,包括细胞和药物。
基因治疗是一项强大的技术,可以将新基因传递给患者以治疗疾病,无论是引入功能基因、灭活有毒基因,还是提供其产物可以调节疾病生物学的基因。治疗载体的给药方法可以采取多种形式,从用于全身给药的静脉输注到直接注射到靶组织中。对于神经退行性疾病,通常希望将转导偏向大脑和/或脊髓。针对整个中枢神经系统的侵入性最小的方法涉及注射脑脊液 (CSF),使治疗药物能够到达中枢神经系统的大部分。将载体输送到脑脊液的最安全方法是腰椎鞘内注射,将针头引入脊髓的腰椎池。这种技术,也称为腰椎穿刺,已广泛用于新生儿和成年啮齿动物以及大型动物模型。虽然该技术在物种和发育阶段之间是相似的,但鞘内空间周围组织的大小、结构和弹性的细微差异需要在方法中进行调整。本文介绍了一种在幼年大鼠中进行腰椎穿刺以递送腺相关血清型 9 载体的方法。在这里,将 25-35 μL 载体注射到腰椎池中,并使用绿色荧光蛋白 (GFP) 报告基因评估每次注射产生的转导谱。讨论了这种方法的好处和挑战。
近年来,随着 FDA 批准治疗脊髓性肌萎缩症、视网膜营养不良、因子 IX 血友病、癌症等,病毒介导的基因疗法的前景终于得以实现 1,2,3,4。目前有无数其他疗法正在开发中。基因疗法旨在将治疗基因传递到患者的细胞中。这种新基因的产物可以替代缺陷内源性基因缺失的活性,抑制有毒基因,杀死癌细胞,或提供一些其他有益功能。
对于影响中枢神经系统 (CNS) 的疾病,将基因治疗载体直接递送至靶组织通常是可取的。非全身性方法有两个好处:它们最大限度地减少了可能由外周转导引起的脱靶副作用,并且它们大大减少了在靶组织中达到足够转导水平所需的载体量5。
有多种方法可以将基因治疗载体输送到中枢神经系统。脑实质内注射,即将载体直接注射到脊髓或脑组织中,可用于输送到指定区域。然而,对于许多疾病,需要中枢神经系统的广泛转导。这可以通过向脑脊液 (CSF)5 输送载体来实现,脑脊液是流入和流入大脑和脊髓及其周围的液体。有三种主要方法可以将载体输送到 CSF。最具侵入性的方法是脑室内分娩,它涉及在颅骨上钻一个毛刺孔,然后将针头穿过大脑进入侧脑室。这会产生整个大脑的转导。然而,该手术可能导致颅内出血,并且该方法通常仅产生有限的脊髓转导6。注射到颅底的脑池大池中侵入性较小,但有损伤脑干的风险。虽然在动物研究中经常使用5,但注射到大池中在临床上不再常规使用7。腰椎穿刺是进入脑脊液的侵入性最小的方法。这包括在两个腰椎之间放置一根针并插入腰椎池。
用于载体输送的腰椎穿刺在成年大鼠和小鼠以及新生小鼠中常规进行 8,9。这项研究的作者最近对幼年大鼠(28-30 日龄)进行了腰椎穿刺,以提供腺相关病毒血清型 9 (AAV9) 载体。在成年大鼠中,将新生儿腰椎穿刺针垂直放置在 L3 和 L4 椎骨之间9。正确放置会导致尾部甩动和脑脊液向上流入针头储液器。然而,在幼年大鼠中,这些读数都无法实现。然后,作者尝试使用以 L5 和 L610 之间的角度插入的 27 G 胰岛素注射器来适应成年小鼠程序。在通常小于P28大鼠的成年小鼠中,这不会产生尾巴甩动,但是通过注射剂的回流可以明显看出不正确的针头放置。然而,在幼年大鼠中,这种方法一致地导致注射剂是硬膜外给药的,这可能是由于成年小鼠和幼年大鼠之间脊髓周围组织层的弹性不同所致。接下来评估导管入路。具体来说,通过腰椎池硬脑膜的切口引入导管,直至胸椎中脊髓;然而,这种方法导致注射液在分娩过程中大量回流出切口部位。尝试使用导针经皮将导管插入鞘内腔也未成功。由于椎板间宽度较窄,导管可能会撞击喙部椎板而无法前进。
在这里,描述了一种 通过 在幼年大鼠中通过腰椎穿刺实现成功且可重复的溶液递送的方法。这种方法可用于病毒载体,也可能用于细胞、药物和其他疗法。
多种疾病会影响中枢神经系统。对于那些本质上是隐性和单基因的,如脊髓性肌萎缩症,通过病毒载体提供相关基因的功能拷贝是一种有吸引力的治疗策略。然而,血脑屏障 (BBB) 排除了大多数静脉注射的基因治疗载体11。那些可以穿过 BBB 的药物,例如 AAV9,必须以高剂量给药,以克服由于外周转导引起的载体丢失12。年龄也是一个障碍。对各种 AAV 血清型的?…
The authors have nothing to disclose.
作者要感谢德克萨斯大学西南分校的 Steven Gray、Matthew Rioux、Nanda Regmi 和 Lacey Stearman 对幼年大鼠鞘内注射所带来的挑战进行了富有成效的讨论。这项工作部分得到了Jaguar Gene Therapy(JLFK)的资金支持。
200 µL filtered pipette tips | MidSci | PR-200RK-FL | Pipetting virus |
AAV9-GFP | Vector Builder | P200624-1005ynr | AAV9 vector expressing GFP |
Absorbable Suture with Needle Coated Vicryl Polyglactin 910 FS-2 3/8 Circle Reverse Cutting Needle Size 4 – 0 Braided | McKesson | J422H | Suture |
Bench pad | VWR | 56616-031 | Surgery |
Braintree Scientific Isothermal Pads, 8'' x 8'' | Fisher Scientific | 50-195-4664 | Maintains body temperature |
Buprenorphine | McKesson | 1013922 | Analgesic |
Buprenorphine-ER (1 mg/mL) | Zoopharma | Extended-release analgesic | |
Cotton swabs | Fisher Scientific | 19-365-409 | Blood removal |
Drape, Mouse, Clear Plastic, 12" x 12", with Adhesive Fenestration | Steris | 1212CPSTF | Surgical drape |
Dumont #5 Forceps | Fine Science Tools | 11251-20 | Forceps |
Electric Blanket | CVS Health | CVS Health Series 500 Extra Long Heating Pad | |
Eppendorf Research plus, 1-channel pipette, variable, 20–200 µL | Eppendorf | 3123000055 | Pipetting virus |
Fine Scissors | Fine Science Tools | 14059-11 | Curved surgical scissors |
Friedman-Pearson Rongeurs | Fine Science Tools | 16121-14 | Laminectomy |
Halsey Needle Holders | Fine Science Tools | 12001-13 | Needle driver |
Insulin Syringes with Ultra-Fine Needle 12.7 mm x 30 G 3/10 mL/cc | BD | 328431 | Syringe |
Isoflurane | McKesson | 803250 | Anesthetic |
Isopropanol wipes | Fisher Scientific | 22-031-350 | Skin disinfection |
Lidocaine, 1% | McKesson | 239935 | Local anesthesia |
Microcentrifuge Tubes: 1.5mL | Fisher Scientific | 05-408-137 | Loading the syringe |
Povidone-iodine | Fisher Scientific | 50-118-0481 | Skin disinfection |
Scalpel Handle – #4 | Fine Science Tools | 10004-13 | Scalpel blade holder |
Sure-Seal Induction Chamber | Braintree Scientific | EZ-17 | Anesthesia box |
Surgical Blade Miltex Carbon Steel No. 11 Sterile Disposable Individually Wrapped | McKesson | 4-111 | #11 Scalpel blade |
SYSTANE NIGHTTIME Eye Ointment | Alcon | Eye ointment | |
Trypan Blue | VWR | 97063-702 | Injection |