Summary

Culture en laboratoire et sur le terrain de larves de la patelle slipper, Crepidula fornicata

Published: January 05, 2024
doi:

Summary

L’article présente des méthodes de culture larvaire du gastéropode Crepidula fornicata dans un système à l’échelle du laboratoire de petit volume et dans un système de mésocosme d’eau de mer ambiante qui peut être déployé sur le terrain.

Abstract

Le mollusque gastéropode calyptréide, Crepidula fornicata, a été largement utilisé pour l’étude de la biologie du développement larvaire, de la physiologie et de l’écologie. Les larves véligères couvées de cette espèce ont été récoltées par siphonnage sur un tamis après leur libération naturelle par les adultes, distribuées dans la culture à une densité de 200/L et nourries avec Isochrysis galbana (souche T-ISO) à raison de 1 x 105 cellules/mL. La croissance de la coquille et l’acquisition de la compétence pour la métamorphose ont été documentées chez des larves sœurs élevées dans des cultures ventilées de 800 mL conçues pour s’équilibrer à l’air ambiant ou à des mélanges de gaz atmosphériques définis. Contrastant avec ces conditions de culture en laboratoire ; Des données sur la croissance et la compétence ont également été recueillies pour des larves élevées dans un mésocosme d’eau de mer ambiante de 15 L situé dans une population de champs d’adultes reproducteurs. Les taux de croissance et le moment de la compétence métamorphique dans les cultures de laboratoire étaient similaires à ceux rapportés dans des études publiées précédemment. Les larves élevées dans le mésocosme sur le terrain ont grandi beaucoup plus rapidement et se sont métamorphosées plus tôt que ce qui a été rapporté pour les études de laboratoire. Ensemble, ces méthodes sont adaptées à l’exploration du développement larvaire dans des conditions contrôlées prédéterminées en laboratoire ainsi que dans des conditions naturelles sur le terrain.

Introduction

La patelle pastel, Crepidula fornicata (Gastropoda : Calyptraeidae), est bien représentée dans la littérature de recherche actuelle et historique en raison de son utilité en tant que modèle de développement et de ses impacts généralisés en tant qu’espèce envahissante. Il a servi d’exemple fondamental de développement spiralique à l’ère classique de l’embryologie expérimentale1 et a connu un regain d’intérêt avec l’application de l’imagerie moderne et des outils génomiques pour disséquer les mécanismes du développement précoce des lophotrochozoaires 2,3. À l’autre extrémité de son cycle biologique, d’autres recherches ont porté sur les impacts des populations adultes de cet ingénieur de l’écosystème dans des environnements marins côtiers tempérés très éloignés de son aire de répartition d’origine dans l’est de l’Amérique du Nord 4,5. Entre l’embryon et l’adulte, les larves véligères de cette espèce ont fait l’objet de nombreuses études sur le développement et l’écologie des larves, en particulier sur les facteurs influençant la croissance et l’acquisition de la compétence pour la métamorphose, les indices internes et externes médiateurs de l’établissement larvaire, et les effets de l’expérience larvaire sur les performances juvéniles 6,7,8,9,10,11 . Des études récentes ont révélé la résilience des larves et des juvéniles de C. fornicata à l’acidification des océans, une autre voie pour une utilisation productive de cet animal à des fins de recherche 12,13,14,15,16.

Un avantage de C. fornicata pour les études de biologie larvaire marine est qu’il est relativement facile de le cultiver en laboratoire dans de l’eau de mer naturelle ou artificielle avec un régime unialgal du flagellé Isochrysis galbana. Les méthodes de culture ont été détaillées par l’auteur dans une publication imprimée antérieure axée sur les méthodes17. Les raisons de cette contribution sont doubles. Tout d’abord, les manœuvres physiques de routine impliquées dans l’établissement et l’entretien des cultures sont conceptuellement très simples, mais difficiles à réaliser correctement sans démonstration pratique ou vidéo. Deuxièmement, deux variantes des méthodes de culture décrites précédemment sont décrites qui sont particulièrement adaptées aux études en laboratoire et sur le terrain des réponses aux facteurs de stress environnementaux tels que l’acidification des océans, l’eutrophisation et l’épuisement de l’oxygène. Le premier est un système de culture à faible volume (800 ml) adapté à la manipulation du pH et de l’oxygène dissous dans l’eau de mer via de petits volumes de gaz à bulles, et le second est un système de mésocosme de plus grand volume (15 L) qui peut être placé sur le terrain et qui permet le libre échange de l’eau de mer ambiante.

Protocol

1. Manœuvres de routine pour l’établissement et le maintien des cultures larvaires de C. fornicata REMARQUE : Cette méthode commence avec un pot d’eau de mer d’un gallon (3,8 L) contenant des C. fornicata adultes qui viennent de libérer des larves véligères couvées. Les adultes peuvent être collectés sur le terrain ou obtenus auprès d’un fournisseur indiqué dans la table des matières. Les adultes sont des hermaphrodites pro…

Representative Results

La croissance larvaire et l’acquisition de la compétence pour la métamorphose ont été mesurées dans 4 répétitions simultanées des cultures ventilées de 800 ml, chacune contenant 160 larves, dérivées d’un lot frère de larves qui ont éclos d’une seule masse d’œuf et qui ont été nourries avec Isochrysis galbana à une densité de 1 x 105 cellules/mL. Le pH était de 7,9-8,0, la température de 20-21 °C et la salinité de 30-31 ppt. La croissance et la métamorphose ont également…

Discussion

Bien que les larves de C. fornicata soient relativement faciles à élever par rapport à d’autres larves marines planctotrophes, l’attention portée aux principes fondamentaux d’une bonne pratique d’élevage reste essentielle17,19. Les larves saines devraient commencer à se nourrir immédiatement après l’éclosion. Ceci est facilement vérifié le lendemain de l’éclosion en observant leurs intestins pleins, remplis de cellules d’algues,…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Le développement initial du système de culture ventilée à faible volume a été soutenu en partie par la National Science Foundation (CRI-OA-1416690 au Dickinson College). Lauren Mullineaux, Ph. D., a aimablement fourni des installations de laboratoire à l’Institut océanographique de Woods Hole, où les données présentées pour ce système (figure 4) ont été recueillies.

Materials

Bucket, Polyethylene, 7 gallon US Plastic 16916 for mesocosm
Crepidula fornicata Marine Biological Laboratory, Marine Resources Center 760 adult broodstock
Hotmelt glue, Infinity Supertac 500 Hotmelt.com INFINITY IM-SUPERTAC-500-12-1LB good for bonding polyethylene
Jar, glass, 32 oz, with polypropylene lid Uline S-19316P-W for 800 mL ventilated cultures
Nitex mesh, 236 µm Dynamic Aqua Supply Ltd. NTX236-136 for mesocosm
Nut, hex, nylon, 10-32 thread Home Depot 1004554441 for fastening tubing barbs
Rivets, nylon, blind, 15/64" diameter, 5/32"-5/16" grip range, pack of 8 NAPA auto parts BK 6652844 4 packs needed per mesocosm
Tubing barb 1/8" x 10-32 thread US Plastic 65593 2 needed per culture jar
Tubing, polyethylene, 2.08 mm OD Fisher Scientific 14-170-11G for ventilating gas stream inside culture jar
Tubing, Tygon, 1/8"x3/16"x1/32" US Plastic 57810 fits barbs for ventilating cultures

References

  1. Conklin, E. G. The embryology of Crepidula: a contribution to the cell lineage and early development of some marine gastropods. Gasteropods. , (1897).
  2. Henry, J. J., Collin, R., Perry, K. J. The slipper snail, Crepidula: an emerging lophotrochozoan model system. Biol Bull. 218 (3), 211-229 (2010).
  3. Lyons, D. C., Henry, J. Q. Slipper snail tales: how Crepidula fornicata and Crepidula atrasolea became model molluscs. Curr Top Dev Biol. 147, 375-399 (2022).
  4. Blanchard, M. Spread of the slipper limpet Crepidula fornicata (L. 1758) in Europe. Current state and consequences. ScientiaMarina. 61 (Suppl 2), 109-118 (1997).
  5. Beninger, P., Valdizan, A., Decottigies, P., Cognie, B. Field reproductive dynamics of the invasive slipper limpet, Crepidula fornicata. J Exp Mar Biol Ecol. 390 (2), 179-187 (2010).
  6. Pechenik, J. A. The relationship between temperature, growth rate, and duration of planktonic life for larvae of the gastropod Crepidula fornicata (L.). J Exp Mar Biol Ecol. 74 (3), 241-257 (1984).
  7. Pechenik, J. A. Latent effects: surprising consequences of embryonic and larval experience on life after metamorphosis. Evol Ecol Marine Invertebrate Larvae. , 208-225 (2018).
  8. Pechenik, J. A., Gee, C. C. Onset of metamorphic competence in larvae of the gastropod Crepidula fornicata (L.), judged by a natural and an artificial cue. J Exp Mar Biol Ecol. 167 (1), 59-72 (1993).
  9. Taris, M., Comtet, T., Viard, F. Inhibitory function of nitric oxide on the onset of metamorphosis in competent larvae of Crepidula fornicata: A transcriptional perspective. Mar Genomics. 2 (3-4), 161-167 (2009).
  10. Penniman, J. R., Doll, M. K., Pires, A. Neural correlates of settlement in veliger larvae of the gastropod, Crepidula fornicata. Invertebrate Biol. 132 (1), 14-26 (2013).
  11. Meyer-Kaiser, K. S. Carryover effects of brooding conditions on larvae in the slipper limpet Crepidula fornicata. Mar Ecol Prog Ser. 643, 87-97 (2020).
  12. Noisette, F., et al. Does encapsulation protect embryos from the effects of ocean acidification? The example of Crepidula fornicata. PLoS One. 9 (3), e93021 (2014).
  13. Kriefall, N. G., Pechenik, J. A., Pires, A., Davies, S. W. Resilience of Atlantic slippersnail Crepidula fornicata larvae in the face of severe coastal acidification. Front in Mar Sci. 5, 312 (2018).
  14. Bogan, S. N., McMahon, J. B., Pechenik, J. A., Pires, A. Legacy of multiple stressors: Responses of gastropod larvae and juveniles to ocean acidification and nutrition. Biol Bull. 236 (3), 159-173 (2019).
  15. Pechenik, J. A., et al. Impact of ocean acidification on growth, onset of competence, and perception of cues for metamorphosis in larvae of the slippershell snail, Crepidula fornicata. Mar Biol. 166, 128 (2019).
  16. Reyes, C. L., et al. The marine gastropod Crepidula fornicata remains resilient to ocean acidification across two life history stages. Front Physiol. 12, 702864 (2021).
  17. Pires, A. Artificial seawater culture of the gastropod Crepidula fornicata for studies of larval settlement and metamorphosis. In: Carroll, D., Stricker, S. (eds) Developmental biology of the sea urchin and other marine invertebrates. Methods Mol Biol. 1128, 35-44 (2014).
  18. Bashevkin, S. M., Pechenik, J. A. The interactive influence of temperature and salinity on larval and juvenile growth in the gastropod Crepidula fornicata (L.). J Exp Mar Biol Ecol. 470, 78-91 (2015).
  19. Strathmann, M. F. . Reproduction and Development of Marine Invertebrates of the Northern Pacific Coast: Data and Methods for the Study of Eggs, Embryos, and Larvae. , (1987).
  20. Clark, H. R., Gobler, C. J. Diurnal fluctuations in CO2 and dissolved oxygen concentrations do not provide a refuge from hypoxia and acidification for early-life-stage bivalves. Mar Ecol Prog Ser. 558, 43114 (2016).
  21. Gobler, C. J., Baumann, H. Hypoxia and acidification in ocean ecosystems: coupled dynamics and effects on marine life. Biol Lett. 12 (5), 20150976 (2016).
  22. Pechenik, J. A., Hilbish, T. J., Eyster, L. S., Marshall, D. Relationship between larval and juvenile growth rates in two marine gastropods, Crepidula plana and C. fornicata. Mar Biol. 125, 119-127 (1996).
  23. Padilla, D. K., McCann, M. J., McCarty Glenn, M., Hooks, A. P., Shumway, S. E. Effect of food on metamorphic competence in the model system Crepidula fornicata. Biol Bull. 227 (3), 242-251 (2014).
  24. Wallace, R. B., Baumann, H., Grear, J. S., Aller, R. C., Gobler, C. J. Coastal ocean acidification: the other eutrophication problem. Estuarine, Coast Shelf Sci. 148, 1-13 (2014).

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Citer Cet Article
Pires, A. Laboratory and Field Culture of Larvae of The Slipper Limpet, Crepidula fornicata. J. Vis. Exp. (203), e66208, doi:10.3791/66208 (2024).

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