Evaluating Toxicity of Chemicals using a Zebrafish Vibration Startle Response Screening System

Ga&#235;lle Hayot; Daniel Marcato; Christina A. Cramer von Clausbruch; Giuseppina Pace; Uwe Str&#228;hle; John K. Colbourne; Christian Pylatiuk; Ravindra Peravali; Carsten Weiss; Stefan Scholz; Thomas Dickmeis

doi:10.3791/66153

JoVE Journal > Biology

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Biologie

Evaluación de la toxicidad de los productos químicos mediante un sistema de detección de la respuesta al sobresalto por vibración del pez cebra

Published: January 12, 2024

doi:

10.3791/66153

Gaëlle Hayot¹, Daniel Marcato^1,2, Christina A. Cramer von Clausbruch¹, Giuseppina Pace¹, Uwe Strähle^1,3, John K. Colbourne⁴, Christian Pylatiuk⁵, Ravindra Peravali¹, Carsten Weiss¹, Stefan Scholz⁶, Thomas Dickmeis¹

¹Institute of Biological and Chemical Systems – Biological Information Processing,Karlsruhe Institute of Technology – Campus Nord, ²DITABIS AG – Digital Biomedical Imaging Systems AG, ³Centre for Organismal Studies,Heidelberg University, ⁴School of Biosciences,University of Birmingham, ⁵Institute for Automation and Applied Informatics,Karlsruhe Institute of Technology – Campus Nord, ⁶Department of Bioanalytical Ecotoxicology,Helmholtz-Centre for Environmental Research – UFZ

Summary

Describimos el flujo de trabajo y el análisis de datos de un sistema de cribado para evaluar la toxicidad de compuestos químicos en función de la respuesta de sobresalto por vibración del embrión de pez cebra. El sistema registra los movimientos de los embriones de pez cebra tras la exposición a un estímulo vibratorio y permite una evaluación integrada de la toxicidad/letalidad general y la toxicidad neuromuscular.

Abstract

Desarrollamos un sistema de cribado sencillo para la evaluación de la toxicidad neuromuscular y general en embriones de pez cebra. El sistema modular consta de transductores electrodinámicos sobre los que se pueden colocar placas de cultivo de tejidos con embriones. Se pueden combinar varios pares de placas de cultivo de tejidos de este tipo. Los estímulos vibracionales generados por los transductores electrodinámicos inducen una respuesta característica de sobresalto y escape en los embriones. Un accionamiento lineal accionado por correa coloca secuencialmente una cámara encima de cada altavoz para registrar el movimiento de los embriones. De esta forma, se pueden visualizar y cuantificar las alteraciones en la respuesta de sobresalto debidas a la letalidad o toxicidad neuromuscular de los compuestos químicos. Presentamos un ejemplo del flujo de trabajo para el cribado de compuestos químicos utilizando este sistema, incluyendo la preparación de embriones y soluciones de tratamiento, el funcionamiento del sistema de registro y el análisis de datos para calcular los valores de concentración de referencia de los compuestos activos en el ensayo. El montaje modular basado en componentes simples disponibles en el mercado hace que este sistema sea económico y se adapte de manera flexible a las necesidades de configuraciones particulares de laboratorio y fines de detección.

Introduction

En los últimos años, el pez cebra se ha convertido en un organismo modelo muy popular para la evaluación de los efectos de los compuestos químicos, abarcando áreas de investigación que van desde el desarrollo de fármacos hasta la^{toxicología ambiental}. Como vertebrados, el pez cebra comparte muchos aspectos de su composición genética y fisiología general con los humanos ^2,3. Por lo tanto, los resultados obtenidos en este modelo a menudo son directamente relevantes para la salud humana. Varios candidatos a fármacos actualmente en ensayos clínicos han sido identificados en cribados compuestos utilizando pez cebra⁴.

La evaluación de la toxicidad es una de las principales aplicaciones en las que las pruebas con estadios embrionarios de pez cebra son de interés. Existen varias directrices de ensayo de la Organización para la Cooperación y el Desarrollo Económicos (OCDE) para el uso del pez cebra en los ensayos de toxicidad ambiental ^5,6. El pequeño tamaño y el rápido desarrollo de los embriones de pez cebra los hacen muy adecuados para los enfoques de cribado en una escala de rendimiento medio a alto ^1,3,4. Los criterios de valoración toxicológicos a los que se dirigen estos cribados incluyen las malformaciones embrionarias y la letalidad⁷, la disrupción endocrina⁸, la toxicidad orgánica⁹ y las evaluaciones conductuales indicativas de toxicidad neuronal^10,11. Los ensayos conductuales son posibles porque los embriones de pez cebra muestran varios tipos de respuestas locomotoras a diferentes estímulos dependiendo de su etapa de desarrollo. Por ejemplo, los embriones 1 día después de la fecundación (dpf) muestran un enrollamiento espontáneo de la cola¹² y responden a una secuencia de pulsos de luz con una secuencia típica de movimientos, la llamada respuesta fotomotora (PMR)¹⁰. Después de la eclosión, que suele ocurrir alrededor de 48-72 horas después de la fertilización (hpf), los eleuteroembriones que nadan libremente¹³ desarrollan gradualmente respuestas de sobresalto y escape a los estímulos vibratorios a partir de alrededor de 4 dpf¹⁴. Estas respuestas se caracterizan por una curvatura distintiva hacia la dirección opuesta a la dirección del estímulo (la llamada curva C o inicio en C), que es seguida por una contracurva más pequeña y un comportamiento de natación 14,15,16,17. En particular, los comportamientos embrionarios están gobernados por circuitos neuronales que utilizan varios sistemas de neurotransmisores, lo que permite sondear los efectos de los compuestos químicos dirigidos a estos sistemas. Por ejemplo, el ensayo PMR reveló los efectos de compuestos que interfieren con la señalización colinérgica, adrenérgica y dopaminérgica¹⁰, mientras que la respuesta de sobresalto involucra a las neuronas colinérgicas, glutamatérgicas y glicinérgicas ^16,18. Además, los compuestos que dañan los músculos o la interfaz neuromuscular también afectarán estos comportamientos, al igual que los compuestos tóxicos para las células ciliadas del oído interno/línea lateral^19,20. Por lo tanto, observar el comportamiento locomotor del pez cebra en respuesta a un estímulo es un medio adecuado para evaluar no solo la neurotoxicidad, sino también la ototoxicidad y la miotoxicidad. La puntuación del comportamiento locomotor también sirve como un indicador para la evaluación general de la toxicidad/letalidad, ya que los embriones muertos no se mueven. Por lo tanto, los comportamientos de locomoción embrionaria representan una lectura integradora para un enfoque de detección de toxicidad de primer nivel, que indica efectos letales y compuestos neuromusculares en una sola configuración. Dado que los eleuteroembriones ya son capaces de metabolizar compuestos, el abordaje también puede detectar los efectos de los productos de transformación metabólica ^7,21,22. Es importante destacar que los embriones de pez cebra no se consideran una etapa de vida protegida según algunas legislaciones de protección animal hasta la etapa de alimentación libre después de 120 hpf¹³. Por lo tanto, se consideran una alternativa a los ensayos de toxicidad en animales.

Figura 1: Configuración del sistema de respuesta a sobresaltos por vibración. (A) Descripción general del sistema. Las placas con embriones expuestos a los compuestos de prueba se colocan en el conjunto de transductores electrodinámicos (“altavoces”). La cámara se mueve secuencialmente mediante el accionamiento lineal accionado por correa hasta la posición de grabación por encima del transductor de destino. (B) Vista detallada del transductor/altavoz con placa de cultivo de tejidos insertada en la parte superior. Las placas están iluminadas desde abajo por una lámina de luz LED a 4000-5000 lux. Una luz LED junto al altavoz se enciende mientras se administra el estímulo. (C) Imagen fija de video grabada por la cámara sobre la estimulación de los embriones. (D) Captura de pantalla del archivo de configuración. (E) Captura de pantalla de la interfaz del software de grabación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Aquí, describimos un protocolo de prueba para la evaluación de los efectos de los compuestos en la respuesta de sobresalto por vibración utilizando un dispositivo de prueba simple construido internamente basado en estímulos de vibración generados por transductores electrodinámicos junto con una grabación de video automatizada de varios embriones que se mueven libremente en una placa de cultivo de tejidos²³. El sistema es modular y permite el registro secuencial de varias placas de cultivo de tejidos en paralelo. En la configuración utilizada actualmente, cinco transductores electrodinámicos proporcionan un estímulo vibracional (500 Hz, duración 1 ms) a las placas de cultivo de tejidos que contienen 20 embriones colocados encima de ellas (Figura 1). Las placas se iluminan desde abajo a 4000-5000 lux con láminas de luz LED. Una luz LED al lado de cada transductor indica los períodos de aplicación del estímulo, y un osciloscopio indica las formas de onda y la frecuencia del estímulo aplicado (para más detalles, consulte la Ref. 23). El comportamiento de los embriones es registrado por una cámara de alta velocidad (Tabla de Materiales) a 1000 fotogramas por segundo (fps), que se mueve por encima del altavoz objetivo mediante un accionamiento lineal accionado por correa. Esta velocidad de grabación es necesaria para resolver de forma fiable la respuesta de sobresalto. El sistema proporciona una alternativa de bajo costo y adaptable individualmente a los sistemas comerciales actuales. El flujo de trabajo preciso que se detalla a continuación se realiza actualmente en el marco de la iniciativa de Toxicología de Precisión²⁴ con el fin de determinar las condiciones de exposición adecuadas para la adquisición de datos OMICS de embriones de pez cebra tratados con un conjunto seleccionado de sustancias tóxicas.

Protocol

Toda la cría y manipulación del pez cebra se realizó de acuerdo con las normas alemanas de protección animal y fue aprobada por el Gobierno de Baden-Württemberg, Regierungspräsidium Karlsruhe, Alemania (Aktenzeichen 35-9185.64/BH KIT). 1. Preparación de soluciones madre de productos químicos que se van a probar Etiquete el frasco de vidrio (o la alícuota química) con el nombre/abreviatura del compuesto, la concentración de existencias y la fecha de preparación. Por ejemplo, CdCl2_2.5 g· L-1_210813. Centrifugar la alícuota química a 2000 x g durante 1 min a temperatura ambiente (RT). Bajo una campana extractora, pesar el compuesto (si es necesario) en una báscula sensible a 0,001 g y transferirlo al vial etiquetado. Si el compuesto es líquido, agréguelo al vial con una pipeta y una punta de pipeta de plástico.NOTA: Por ejemplo, para el caldo de metanosulfonato de tricaína utilizado en el ejemplo resultante que se muestra en la Figura 2, se pesaron 400 mg en el vial etiquetado. Añada disolvente (p. ej., agua pura estéril o dimetilsulfóxido (DMSO), dependiendo de las propiedades fisicoquímicas de los compuestos) utilizando una pipeta y una punta de pipeta de plástico. Si es posible, el agua es el disolvente preferido.NOTA: Por ejemplo, para el stock de tricaína, se preparó una solución de 15,3 mM en 100 mL de agua. Selle el vial, agite suavemente y verifique si hay precipitaciones. Prepare soluciones madre diluidas (si es necesario) en viales de vidrio utilizando pipetas y puntas de pipeta de plástico.NOTA: Por ejemplo, no fue necesaria una dilución adicional para el stock de tricaína. Almacenar la(s) solución(es) madre(s) a -20 °C hasta su uso. Almacene la alícuota química restante en las mismas condiciones que antes. Registre la información de las alícuotas de existencias en el cuaderno de laboratorio. 2. Recolección y cría de embriones de pez cebra Recolecta embriones en etapas de escisión (etapa de 2-8 células) a partir del desove natural de apareamientos grupales en placas de cultivo de tejidos de 10 cm. Seleccione un lote de calidad adecuada: menos del 10% de óvulos no fertilizados/muertos. Limpie los platos (retire los huevos no fertilizados, los escombros, las escamas, etc.). Colocar 60 embriones por placa de cultivo de tejidos de 10 cm en 15 mL de medio E3 (5 mM de NaCl, 0,17 mM de KCl, 0,33 mM de CaCl2, 0,33 mM de MgSO4)25. Coloque los platos en una cámara humidificada preparada colocando toallas de papel empapadas en agua. Criar embriones hasta 72 hpf en una incubadora a 28,5 °C. 3. Preparación de la dilución de trabajo de los productos químicos que se van a probar Retire la solución madre del congelador a -20 °C y déjela descongelar. Si la solubilidad del compuesto es lo suficientemente alta, prepare diluciones seriadas en medio E3 en frascos de vidrio, 1 mL por réplica por concentración. Asegúrese de que la concentración sea 10 veces mayor que la concentración de exposición deseada. Esto evita tener que cambiar todo el medio de los embriones al inicio de la exposición. En caso de baja solubilidad, preparar las diluciones seriadas directamente a las concentraciones de exposición deseadas, 10 mL por réplica por concentración. Compruebe si hay precipitaciones (si es necesario). Si la solución se ha precipitado, registre esto y luego diluya aún más para lograr la siguiente concentración más alta. Compruebe de nuevo si hay precipitaciones. Repita hasta que no haya precipitaciones. Compruebe el pH de la solución de exposición. Si está fuera del rango de pH 7.0-8.5, registre esto y prepare las soluciones en E3 que contengan 5 mM de HEPES/pH 7.4, ajustando el pH con HCl o NaOH. Deseche los medios de exposición no utilizados de acuerdo con las regulaciones locales. 4. Exposición de los embriones a los productos químicos que se van a analizar Revise las placas con los embriones viejos de 72 hpf en busca de embriones muertos/no eclosionados y retírelos. Si un lote de embriones contiene más del 5% de huevos sin eclosionar, retire el lote. Colocar 10 embriones por placa de cultivo de tejidos de 6 cm en 9 mL de medio E3 (placa de exposición). Etiquete las placas de exposición con el nombre del compuesto, la concentración de exposición y el número de réplica. Por ejemplo, “CdCl2 1 mg· L-1 01”. Incluya suficientes placas E3 solamente y una placa de control de disolvente, si es necesario (ver sección 5). Agregue 1 ml de solución de exposición a cada placa, comenzando con la concentración más baja, y agite la placa. Para compuestos con baja solubilidad, sustituya los 10 ml completos de la placa por la solución de exposición (véase el paso 3.2). Registre el orden temporal en el que se agregaron soluciones compuestas a los embriones. Incubar las placas en la cámara humidificada en una incubadora a 28,5 °C durante 48 h hasta que alcancen los 120 hpf. 5. Realización del ensayo de sobresalto por vibración NOTA: Analice las placas en el mismo orden que se registró en el paso 4.5. Cada ejecución debe incluir una placa de control E3. Encienda la computadora y el dispositivo de vibración (la luz LED azul debe estar encendida). Prepare el archivo de configuración en una hoja de cálculo, como se ve en la Figura 1D y se adjunta como Archivo complementario 1. Registre la información de exposición para cada una de las 5 posiciones de la placa (compuesto, concentración, réplica). Abra el programa de interfaz de usuario general (GUI) (disponible en https://git.scc.kit.edu/xk4962/vibration-startle-assay-kit , ID de proyecto 43215). Compruebe el movimiento de la cámara seleccionando las diferentes posiciones en el programa GUI y observando el movimiento de la cámara. Saque las placas de muestra que se van a medir de la incubadora. Coloque las placas de muestra en las 5 posiciones (ver Figura 1A, “altavoces”) y deje que los embriones se asienten durante varios minutos. Haga clic en Grabar; Se abrirá una ventana para seleccionar el archivo de configuración. Seleccione el archivo de configuración adecuado preparado en el paso 5.2 para esta ejecución. Compruebe que la descripción de la muestra se corresponde con las muestras de cada posición (1-5). La medición se realizará automáticamente (10 s / posición). Cuando el programa aplica el pulso de sonido, se enciende un LED. El registro durante 10 s/posición permite adquirir datos suficientes para estimar la velocidad de natación y la distancia recorrida tanto antes como después de aplicar el estímulo y evita la habituación a estímulos posteriores. Cuando se completa la grabación, la cámara vuelve a la posición 1 y el software comienza a comprimir los archivos. Durante este tiempo, reemplace las muestras con el siguiente conjunto que deba medirse. Vaya al paso 5.2. para grabar la siguiente ejecución. Cuando se hayan medido todas las placas, recoja las soluciones de exposición. Usa un colador para retener los embriones. Sacrificar los embriones mediante enfriamiento rápido en un baño de hielo/isopropanol (5%). Deseche las soluciones de exposición y los embriones muertos de acuerdo con las regulaciones locales. 6. Análisis de datos Abra los datos de vídeo con VirtualDub (1.10.4). Puntúe visualmente el número de embriones que responden al pulso de sonido (cuando el LED de control está encendido). Introduce los datos en una hoja de cálculo. Registre el nombre del compuesto, la réplica, la concentración del compuesto y el porcentaje de embriones inmóviles de acuerdo con la plantilla proporcionada en el Archivo Suplementario 2, que incluye el conjunto de datos de ejemplo que se muestra en la Figura 2C.NOTA: La plantilla tiene una estructura flexible y permite principalmente la aplicación de datos de otros organismos y puntos finales. Describe las respuestas para cada concentración y también proporciona descripciones de los puntos finales, así como definiciones de los parámetros generados en el posterior modelado de concentración-respuesta. Realice el análisis de concentración de referencia (BMC) utilizando un flujo de trabajo KNIME (KNIME analytics 4.626) con scripts de R integrados (R versión 3.6., paquetes de R plotrix, drc y bmd 27,28).NOTA: En principio, la evaluación también podría realizarse directamente en R. Sin embargo, para mayor comodidad y para permitir la evaluación como un servicio basado en la web, el análisis se ha organizado en un flujo de trabajo compatible con el servidor KNIME. El resultado del flujo de trabajo de KNIME se proporciona en el archivo complementario 3. Para obtener más información sobre los parámetros estadísticos generados por el flujo de trabajo de KNIME, consulte esta plantilla. En la Tabla 1 se muestran los parámetros estadísticos para estimar la bondad de ajuste y los umbrales para aceptar los valores de CMO determinados. El flujo de trabajo de KNIME en sí está disponible a través de GitHub (https://github.com/precisiontox/range-finding-drc). La concentración-respuesta se modela utilizando un modelo log-logístico de 4 parámetros. Dos de los parámetros de ajuste de la curva se pueden fijar. Normalmente, se fijaría el máximo en 100 en el caso de los datos porcentuales. En caso de que no se observen efectos de fondo, el mínimo puede fijarse en 0%.

Representative Results

La Figura 2A muestra el porcentaje de embriones inmóviles en 48 nidadas de embriones salvajes no tratados (cepa AB2O2). En promedio, el 14,33% de los embriones de tipo salvaje no tratados no reaccionan al estímulo de vibración. En 4 nidadas, el porcentaje de larvas inmóviles alcanzó el 50%, pero el 75% de las nidadas tenían un porcentaje de larvas inmóviles por debajo del 20%. La Figura 2B,C muestra un ejemplo de un cálculo típico de una concentración/dosis de referencia (BMC/BMD29,30) para los efectos de los compuestos sobre la motilidad con el flujo de trabajo del ensayo de sobresalto por vibración, tal como se realiza actualmente en el consorcio PrecisionTox24. Los valores de BMC10, BMC25 y BMC50 corresponden a las concentraciones en las que el 10%, 25% y 50% de los embriones presentan niveles de inmotilidad superiores a los de fondo, respectivamente. En este cálculo solo se incluyen los embriones que son completamente inmóviles, no los que todavía muestran respuestas parciales, como solo una flexión en C sin natación de escape posterior o solo movimientos de cola (Figura 2B). Los embriones fueron expuestos a 8 concentraciones del inhibidor de los canales de sodio metanosulfonato de tricaína, que se utiliza con frecuencia para la anestesia de peces31. Los datos indican un nivel de fondo de alrededor del 25% de inmovilidad en respuesta al estímulo de vibración. A partir del 1% de tricaína, la motilidad se reduce y luego cesa por encima del 2,5%. El flujo de trabajo de KNIME calcula el BMC50 como 164,9 μM, lo que corresponde a un 1,07 % de tricaína y un nivel de inmotilidad del 75 % (Figura 2C). Los pequeños intervalos de confianza del 95% (indicados por los tonos grises de la curva) indican una robusta reproducibilidad de los valores de motilidad en este ensayo. La Figura 2D muestra un ejemplo de una ejecución de ensayo subóptima, cuyos datos no deben utilizarse para los cálculos de BMC. Se muestran cinco grupos control tratados con E3 con diferentes embriones derivados de la misma nidada (AB2O2 [cepa de tipo salvaje] se replica 1-5). Solo el primer grupo muestra una respuesta cercana a la normalidad, mostrando alrededor de un 25% de inmotilidad que es consistente con los valores de la literatura32 y los obtenidos en el ensayo aquí descrito, como se muestra en la Figura 2A, mientras que todos los demás grupos muestran respuestas conductuales reducidas y/o incompletas (p. ej., mostrando solo una flexión en C no seguida de actividad de natación, o motilidad sin una curva en C clara al principio). Tal respuesta puede ocurrir cuando los embriones no se desarrollan adecuadamente y se encuentran en un estado inmaduro debido a un retraso en el desarrollo, lo que afecta la robustez de la respuesta de sobresalto14,33. Figura 2: Ejemplo de un resultado típico, incluido el cálculo de la dosis de referencia. (A) Porcentaje de embriones que no responden después del pulso de sonido para larvas de tipo salvaje no tratadas durante 48 nidadas (n = 10 por nidada). La media (14,33%) y la desviación estándar (±16,19%) se indican en rojo. (B) Evaluación del comportamiento de respuesta de sobresalto de embriones (n = 20 por condición) tratados con la concentración indicada de tricaína en medio E3 o con E3 solo como control. El comportamiento se clasifica de acuerdo con el esquema de colores y las caricaturas indicadas a la derecha del gráfico, con cada embrión asignado a una sola de las siguientes clases: “inmóvil”: embrión no muestra ningún movimiento; “movimiento de la cola”: el embrión muestra movimiento de la cola, pero no se dobla en C ni se comporta nadando; “móvil”: el embrión muestra movimiento de natación, pero no una flexión en C en respuesta al estímulo vibratorio; “C-bend only”: el embrión muestra C-bend, pero no escapa de la natación; “C-bend + móvil”: el embrión muestra un comportamiento típico de C-bend seguido de natación de escape (la típica respuesta de sobresalto completo). Los diferentes comportamientos se muestran como un porcentaje del número total de embriones para cada tratamiento. (C) Gráfico de cálculo de BMC generado por el flujo de trabajo KNIME, que indica el porcentaje de embriones “inmóviles” para cada concentración de tratamiento. Las líneas azules, rojas y negras indican los valores de BMC10, BMC25 y BMC50, es decir, las concentraciones a las que el 10%, 25% y 50% de los embriones muestran niveles de inmotilidad superiores a los del fondo, respectivamente. (D) Ejemplo de una ejecución de ensayo descartada. Se muestran cinco series de control tratadas con E3 con diferentes embriones de tipo salvaje AB2O2 derivados de la misma nidada (replicación 1-5). Solo la réplica 1 muestra una respuesta casi normal, mientras que los embriones de las carreras restantes no muestran la respuesta típica de flexión en C + natación de escape. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Tabla 1: Parámetros estadísticos para estimar la bondad de ajuste y umbrales para aceptar los valores de CMO determinados. Haga clic aquí para descargar esta tabla. Tabla 2: Propiedades de una selección de sistemas de ensayo de respuesta vibracional a sobresaltos. Haga clic aquí para descargar esta tabla. Archivo complementario 1: Plantilla de Excel para el archivo de configuración. Haga clic aquí para descargar este archivo. Archivo complementario 2: Plantilla de entrada KNIME con un conjunto de datos de ejemplo. Haga clic aquí para descargar este archivo. Archivo complementario 3: Ejemplo de archivo de salida KNIME. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Discussion

Presentamos el flujo de trabajo y el análisis de datos para la evaluación de compuestos químicos utilizando una configuración de ensayo de sobresalto por vibración de embriones de pez cebra hecha a medida. El flujo de trabajo genera datos sólidos que permiten el cálculo de parámetros típicos que especifican la toxicidad de los compuestos, como la concentración/dosis de referencia (BMC/BMD). La modularidad de la configuración permite la adaptación a diferentes necesidades de rendimiento y requisitos de espacio. Como el sistema está hecho de componentes basales de bajo costo, siguiendo una configuración relativamente simple, proporciona una alternativa barata a los sistemas comerciales existentes, que generalmente están diseñados para varios tipos de ensayo a la vez, dependen de software propietario y siguen siendo relativamente costosos.

Tanto estos sistemas comerciales como otros sistemas hechos a medida permiten la evaluación de embriones individuales o larvas en placas de pocillos múltiples (por ejemplo,³⁴ pocillos de 12 pocillos,^32,35 de 16 pocillos, 20,33,36 de 24 pocillos,³⁷ pocillos de 48 pocillos,^{38,39,40,41,42} e incluso 384 pocillos [como pocillos 4×96]⁴³), pero la restricción espacial en los pozos hace que el análisis de algunos parámetros de datos de la respuesta de escape (por ejemplo, la distancia recorrida) sea más difícil. Además, en algunas de estas configuraciones, la obtención de imágenes se restringe a un subconjunto de los pocillos de la placa, lo que reduce el rendimiento^36,39. La obtención de imágenes de embriones en placas permite una mejor evaluación de los parámetros de respuesta de escape y permite registrar el comportamiento de varios embriones a la vez (hasta 30 en una placa de 6 cm, por ejemplo). Por lo general, la imagen basada en placas se limita a una placa por corrida 44,45,46,47,48 (las excepciones realizan imágenes en paralelo en 6 placas con una larva cada⁴⁹ o en 4 larvas en 2 placas divididas⁵⁰), un inconveniente que puede resolverse con diseños paralelos como en nuestro caso. Hemos resumido algunas características del sistema utilizado en este estudio y otras soluciones comerciales y a medida en la Tabla 2 20,32,33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,43^, 44,45,46,47,48,49,50^,
^51,52.

Una ventaja del método es una lectura que captura tanto la letalidad como los cambios de comportamiento, lo que puede aumentar el rendimiento de las evaluaciones de toxicidad. Por ejemplo, si bien se ha demostrado que la prueba de toxicidad aguda (FET) del embrión de pez ^cebra5 predice bastante bien la toxicidad en la prueba de toxicidad aguda del pez adulto⁵³ , su precisión de predicción se mejoró al incluir lecturas de comportamiento⁵⁴. La razón de esto es la débil mortalidad inducida por los compuestos neuroactivos observados en los embriones de peces, probablemente debido a la falta del síndrome de insuficiencia respiratoria que causa una mayor toxicidad en peces jóvenes o adultos. Sin embargo, la neuroactividad puede identificarse mediante la evaluación de la conducta. Además, las lecturas conductuales también pueden capturar efectos miotóxicos y ototóxicos, así como otros efectos tóxicos más sutiles sobre la fisiología, que son subletales pero influyen en el rendimiento conductual del organismo.

Al realizar el ensayo, es fundamental garantizar el manejo adecuado de los compuestos, así como el uso de un lote homogéneo de embriones de pez cebra. Por lo tanto, el uso de viales de vidrio para el almacenamiento de compuestos debería minimizar la disminución de las concentraciones de productos químicos, en particular los compuestos hidrofóbicos, debido a la absorbancia del material plástico. En el caso de compuestos de alto potencial de absorción para el poliestireno “plástico”, también se pueden utilizar placas de vidrio para la incubación. La limpieza de los óvulos en las placas de cultivo de tejidos utilizadas para la recolección y extracción de embriones muertos es un paso crítico para garantizar el desarrollo estándar. La velocidad normal del desarrollo es importante, ya que los retrasos en el desarrollo pueden afectar la madurez de las redes neuronales que subyacen a la conducta evaluada^14,33. Además, para permitir la comparación de los efectos compuestos, los huevos deben derivarse de la misma cepa, ya que se ha reportado que diferentes cepas presentan diferentes perfiles de comportamiento 38,55,56,57. Durante la exposición, es importante incubar los embriones en una cámara humidificada para evitar la evaporación excesiva del medio E3, que alteraría las concentraciones ensayadas.

Los controles E3 deben incorporarse en cada ciclo para determinar el nivel de respuesta basal del lote concreto de embriones utilizados en la serie de ensayos. Por lo general, ejecutamos una placa de controles a lo largo de cada conjunto de 5 mediciones. Como se ilustra en la Figura 2D, este enfoque también permite la detección de lotes con respuestas subóptimas debido a un retraso en el desarrollo o por otras razones, como efectos genéticos de fondo. En caso de una falta inesperada de respuesta al estímulo, también tenga cuidado con la posible falla del transductor. Típicamente, las respuestas de sobresalto muestran un comportamiento sigmoidal de concentración-respuesta que permite el ajuste de la curva utilizando un modelo logarítmico. Sin embargo, en casos raros con respuestas bifásicas, es posible que sea necesario emplear otros modelos, como los modelos gaussianos o de Cedergreen. Están disponibles dentro de los paquetes R drc y bdm^27,28.

La falta de respuesta al estímulo vibracional puede indicar simplemente la muerte de los embriones o un deterioro grave de las funciones vitales debido a la citotoxicidad general, pero también puede reflejar una toxicidad más específica dirigida a los circuitos neuronales de la percepción, la integración y la producción locomotora del estímulo. Otros posibles efectos compuestos son la interferencia con la interfaz neuromuscular o con la estructura y función muscular. Para distinguir entre estas posibilidades, son necesarios más ensayos. Por ejemplo, la integridad estructural de los músculos puede evaluarse con un ensayo de birrefringencia^58,59, y se dispone de líneas transgénicas para evaluar la perturbancia de la función muscular y neural^60,61. Sin embargo, los datos de vídeo grabados ya permiten un análisis más detallado de la morfología y la respuesta conductual de los embriones que puede proporcionar una primera información adicional. ¿Solo la curva C está afectada o toda la motilidad? ¿Todavía hay restos de actividad neuromuscular, como lo indican los movimientos débiles o temblorosos de la cola? ¿Estos comportamientos alterados van acompañados de cambios en la morfología, como edema o aumento de la curvatura corporal? Además, se pueden evaluar parámetros como el tiempo de latencia hasta la curva en C o la distancia recorrida durante la respuesta de escape (véase, por ejemplo, la Ref. 44).

El protocolo de cribado aquí descrito permite realizar evaluaciones rápidas y robustas de la toxicidad de los compuestos, con el valor añadido de detectar específicamente compuestos neurotóxicos, ototóxicos y miotóxicos no letales. El flujo de trabajo de análisis proporcionado es fácil de implementar y proporciona una lectura sólida. Las modificaciones de los protocolos de estímulo utilizados en el ensayo de sobresalto por vibración también se han utilizado para abordar los efectos compuestos en aspectos más complejos del comportamiento de sobresalto, como la inhibición prepulso (IBP)^39,44 y la habituación^32,33, y podrían adaptarse a la configuración de estímulo basada en transductores electrodinámicos utilizada en este estudio.

Una de las principales aplicaciones de los sistemas de cribado basados en la respuesta al sobresalto es la evaluación de los efectos de los compuestos en cribados químicos, que es relevante tanto para la evaluación de la toxicidad humana como para el desarrollo de fármacos ^1,4,62. Al mismo tiempo, al analizar las primeras etapas de la vida de un organismo acuático, los resultados obtenidos tienen relevancia directa para la evaluación del riesgo ecotoxicológico^63,64. Además, los sistemas de respuesta de sobresalto se pueden utilizar para el fenotipado conductual en cribados genéticos 65,66,67,68,69. Nuestro sistema, fácilmente implementable y adaptable, proporciona una configuración asequible a los laboratorios más pequeños que pretenden llevar a cabo sus propios proyectos de cribado específicos en estos diversos ámbitos de aplicación.

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos la excelente asistencia técnica del personal de apoyo en las instalaciones de peces y el centro de selección de peces de IBCS-BIP. Este trabajo ha recibido financiación del programa de investigación e innovación Horizonte 2020 de la Unión Europea en virtud del Acuerdo de Subvención n.º 965406 (PrecisionTox). Este resultado refleja únicamente la opinión de los autores, y la Unión Europea no se hace responsable del uso que pueda hacerse de la información contenida en él.

Materials

Fine test sieves, Brass frame, pore size 250 μm	Sigma-Aldrich	Z289744-1EA	Or comparable material
High-speed camera	XIMEA	MQ013MG-ON USB 3
Laboratory Bottles, Narrow Neck, with Screw Cap	VWR	215-3261	Reference number for 50 mL, available up to 20 L. Or comparable material
Pipette tip, working volume: 10 µL	SARSTEDT	70.3010.210	Or comparable material
Pipette tip, working volume: 1000 µL	SARSTEDT	70.3050.100	Or comparable material
Pipette tip, working volume: 20 µL	SARSTEDT	70.3020.210	Or comparable material
Pipette tip, working volume: 200 µL	SARSTEDT	70.3030.100	Or comparable material
Serological pipette 10 mL	SARSTEDT	86.1254.001	Or comparable material
Serological pipette 25 mL	SARSTEDT	86.1685.001	Or comparable material
Serological pipette 5 mL	SARSTEDT	86.1253.001	Or comparable material
Tissue culture dish 60,0 mm/15,0 mm vented (Polystyrene)	Greiner bio-one	628102	Or comparable material
Tissue culture dish 100, suspension (Polystyrene)	SARSTEDT	83.3902.500	Or comparable material
Transfer pipette 6 mL	SARSTEDT	86.1175	Or comparable material
Tube 15 mL 120 mm x 17 mm PP	SARSTEDT	62.554.502	Or comparable material
Tube 50 mL 114mm x 28 mm PP	SARSTEDT	62.5472.54	Or comparable material

References

MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as a mainstream model for in vivo systems pharmacology and toxicology. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 63, 43-64 (2023).
Howe, K., et al. The zebrafish reference genome sequence and its relationship to the human genome. Nature. 496 (7446), 498-503 (2013).
Choi, T. Y., Choi, T. I., Lee, Y. R., Choe, S. K., Kim, C. H. Zebrafish as an animal model for biomedical research. Exp Mol Med. 53 (3), 310-317 (2021).
Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: from preclinical modelling to clinical trials. Nat Rev Drug Discov. 20 (8), 611-628 (2021).
OECD. Test No. 236: Fish embryo acute toxicity (FET) Test. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals, Section 2. , (2013).
OECD. Test No. 250: EASZY assay – Detection of endocrine active substances, acting through estrogen receptors, using transgenic tg(cyp19a1b:GFP) zebrafish embryos. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals, Section 2. , (2021).
Braunbeck, T., et al. The fish embryo test (FET): origin, applications, and future. Environ Sci Pollut Res Int. 22 (21), 16247-16261 (2015).
Weger, B. D., Weger, M., Nusser, M., Brenner-Weiss, G., Dickmeis, T. A Chemical screening system for glucocorticoid stress hormone signaling in an intact vertebrate. ACS Chem Biol. 7 (7), 1178-1183 (2012).
Pandey, G., Westhoff, J. H., Schaefer, F., Gehrig, J. A Smart imaging workflow for organ-specific screening in a cystic kidney zebrafish disease model. International Journal of Molecular Sciences. 20 (6), 1290 (2019).
Kokel, D., et al. Rapid behavior-based identification of neuroactive small molecules in the zebrafish. Nat Chem Biol. 6 (3), 231-237 (2010).
Zhang, K., Liang, J., Brun, N. R., Zhao, Y., Werdich, A. A. Rapid zebrafish behavioral profiling assay accelerates the identification of environmental neurodevelopmental toxicants. Environ Sci Technol. 55 (3), 1919-1929 (2021).
Ogungbemi, A. O., Teixido, E., Massei, R., Scholz, S., Kuster, E. Optimization of the spontaneous tail coiling test for fast assessment of neurotoxic effects in the zebrafish embryo using an automated workflow in KNIME(R). Neurotoxicol Teratol. 81, 106918 (2020).
Strahle, U., et al. Zebrafish embryos as an alternative to animal experiments–a commentary on the definition of the onset of protected life stages in animal welfare regulations. Reprod Toxicol. 33 (2), 128-132 (2012).
Kimmel, C. B., Patterson, J., Kimmel, R. O. The development and behavioral characteristics of the startle response in the zebra fish. Dev Psychobiol. 7 (1), 47-60 (1974).
Eaton, R. C., Bombardieri, R. A., Meyer, D. L. The mauthner-initiated startle response in teleost fish. Journal of Experimental Biology. 66 (1), 65-81 (1977).
Berg, E. M., Bjornfors, E. R., Pallucchi, I., Picton, L. D., El Manira, A. Principles governing locomotion in vertebrates: Lessons from zebrafish. Front Neural Circuits. 12, 73 (2018).
Lopez-Schier, H. Neuroplasticity in the acoustic startle reflex in larval zebrafish. Curr Opin Neurobiol. 54, 134-139 (2019).
Hale, M. E., Katz, H. R., Peek, M. Y., Fremont, R. T. Neural circuits that drive startle behavior, with a focus on the Mauthner cells and spiral fiber neurons of fishes. J Neurogenet. 30 (2), 89-100 (2016).
Behra, M., Etard, C., Cousin, X., Strahle, U. The use of zebrafish mutants to identify secondary target effects of acetylcholine esterase inhibitors. Toxicol Sci. 77 (2), 325-333 (2004).
Buck, L. M., Winter, M. J., Redfern, W. S., Whitfield, T. T. Ototoxin-induced cellular damage in neuromasts disrupts lateral line function in larval zebrafish. Hear Res. 284 (1-2), 67-81 (2012).
van Wijk, R. C., Krekels, E. H. J., Hankemeier, T., Spaink, H. P., vander Graaf, P. H. Systems pharmacology of hepatic metabolism in zebrafish larvae. Drug Discovery Today: Disease Models. 22, 27-34 (2016).
Loerracher, A. K., Braunbeck, T. Cytochrome P450-dependent biotransformation capacities in embryonic, juvenile and adult stages of zebrafish (Danio rerio)-a state-of-the-art review. Arch Toxicol. 95 (7), 2299-2334 (2021).
Marcato, D. . Design and Development of Imaging Platforms for Phenotypic Characterization of Early Zebrafish. , (2018).
PrecisionTox Consortium. The precision toxicology initiative. Toxicol Lett. 383, 33-42 (2023).
Nüsslein-Volhard, C. . Zebrafish – A Practical Approach. , (2002).
Berthold, M. R., Preisach, C. h. r. i. s. t. i. n. e., Burkhardt, H. a. n. s., Schmidt-Thieme, L. a. r. s., Decker, R. e. i. n. h. o. l. d., et al. . Data Analysis, Machine Learning and Applications. , (2008).
Ritz, C., Baty, F., Streibig, J. C., Gerhard, D. Dose-response analysis using R. PLoS ONE. 10 (12), e0146021 (2015).
Jensen, S. M., Kluxen, F. M., Streibig, J. C., Cedergreen, N., Ritz, C. bmd: an R package for benchmark dose estimation. Peerj. 8, e10557 (2020).
Committee, E. S., et al. Guidance on the use of the benchmark dose approach in risk assessment. EFSA J. 20 (10), e07584 (2022).
Haber, L. T., et al. Benchmark dose (BMD) modeling: current practice, issues, and challenges. Crit Rev Toxicol. 48 (5), 387-415 (2018).
Carter, K. M., Woodley, C. M., Brown, R. S. A review of tricaine methanesulfonate for anesthesia of fish. Reviews in Fish Biology and Fisheries. 21 (1), 51-59 (2011).
Wolman, M. A., Jain, R. A., Liss, L., Granato, M. Chemical modulation of memory formation in larval zebrafish. Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (37), 15468-15473 (2011).
Roberts, A. C., et al. Habituation of the C-start response in larval zebrafish exhibits several distinct phases and sensitivity to NMDA receptor blockade. PLoS One. 6 (12), e29132 (2011).
Marquez-Legorreta, E., et al. Brain-wide visual habituation networks in wild type and fmr1 zebrafish. Nat Commun. 13 (1), 895 (2022).
Panlilio, J. M., Aluru, N., Hahn, M. E. Developmental neurotoxicity of the harmful algal bloom toxin domoic acid: Cellular and molecular mechanisms underlying altered behavior in the zebrafish model. Environ Health Perspect. 128 (11), 117002 (2020).
Zeddies, D. G., Fay, R. R. Development of the acoustically evoked behavioral response in zebrafish to pure tones. J Exp Biol. 208 (Pt 7), 1363-1372 (2005).
Levitz, J., et al. Optical control of metabotropic glutamate receptors. Nat Neurosci. 16 (4), 507-516 (2013).
Best, J. D., et al. Non-associative learning in larval zebrafish. Neuropsychopharmacology. 33 (5), 1206-1215 (2008).
Bhandiwad, A. A., Zeddies, D. G., Raible, D. W., Rubel, E. W., Sisneros, J. A. Auditory sensitivity of larval zebrafish (Danio rerio) measured using a behavioral prepulse inhibition assay. J Exp Biol. 216 (Pt 18), 3504-3513 (2013).
Liu, F., et al. Solute carrier family 26 member a2 (slc26a2) regulates otic development and hair cell survival in zebrafish. PLoS One. 10 (9), e0136832 (2015).
Singh, C., Oikonomou, G., Prober, D. A. Norepinephrine is required to promote wakefulness and for hypocretin-induced arousal in zebrafish. Elife. 4, e07000 (2015).
Joo, W., Vivian, M. D., Graham, B. J., Soucy, E. R., Thyme, S. B. A customizable low-cost system for massively parallel zebrafish behavioral phenotyping. Front Behav Neurosci. 14, 606900 (2020).
Tucker Edmister, S., et al. Novel use of FDA-approved drugs identified by cluster analysis of behavioral profiles. Sci Rep. 12 (1), 6120 (2022).
Burgess, H. A., Granato, M. Sensorimotor gating in larval zebrafish. J Neurosci. 27 (18), 4984-4994 (2007).
Marsden, K. C., Granato, M. In Vivo Ca(2+) Imaging Reveals that Decreased Dendritic Excitability Drives Startle Habituation. Cell Rep. 13 (9), 1733-1740 (2015).
Chatterjee, P., et al. Otoferlin deficiency in zebrafish results in defects in balance and hearing: rescue of the balance and hearing phenotype with full-length and truncated forms of mouse otoferlin. Mol Cell Biol. 35 (6), 1043-1054 (2015).
Wang, C., et al. Evaluation of the hair cell regeneration in zebrafish larvae by measuring and quantifying the startle responses. Neural Plast. 2017, 8283075 (2017).
Xu, L., Guan, N. N., Huang, C. X., Hua, Y., Song, J. A neuronal circuit that generates the temporal motor sequence for the defensive response in zebrafish larvae. Curr Biol. 31 (15), 3343-3357.e4 (2021).
Hecker, A., Schulze, W., Oster, J., Richter, D. O., Schuster, S. Removing a single neuron in a vertebrate brain forever abolishes an essential behavior. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (6), 3254-3260 (2020).
Weber, D. N. Dose-dependent effects of developmental mercury exposure on C-start escape responses of larval zebrafish Danio rerio. Journal of Fish Biology. 69 (1), 75-94 (2006).
Santistevan, N. J., et al. cacna2d3, a voltage-gated calcium channel subunit, functions in vertebrate habituation learning and the startle sensitivity threshold. PLoS One. 17 (7), e0270903 (2022).
Thyme, S. B., et al. Phenotypic landscape of schizophrenia-associated genes defines candidates and their shared functions. Cell. 177 (2), 478-491.e20 (2019).
OECD. Test No. 203: Fish, Acute Toxicity Test. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals, Section 2. , (2019).
Kluver, N., et al. Fish embryo toxicity test: identification of compounds with weak toxicity and analysis of behavioral effects to improve prediction of acute toxicity for neurotoxic compounds. Environ Sci Technol. 49 (11), 7002-7011 (2015).
Monroe, J. D., et al. Hearing sensitivity differs between zebrafish lines used in auditory research. Hear Res. 341, 220-231 (2016).
van den Bos, R., et al. Further characterisation of differences between TL and AB zebrafish (Danio rerio): Gene expression, physiology and behaviour at day 5 of the larval stage. PLoS One. 12 (4), e0175420 (2017).
van den Bos, R., et al. Early life exposure to cortisol in zebrafish (Danio rerio): similarities and differences in behaviour and physiology between larvae of the AB and TL strains. Behavl Pharmacol. 30 (2-3), 260-271 (2019).
Felsenfeld, A. L., Walker, C., Westerfield, M., Kimmel, C., Streisinger, G. Mutations affecting skeletal-muscle myofibril structure in the zebrafish. Development. 108 (3), 443-459 (1990).
Berger, J., Sztal, T., Currie, P. D. Quantification of birefringence readily measures the level of muscle damage in zebrafish. Biochem Biophys Res Commun. 423 (4), 785-788 (2012).
Shahid, M., et al. Zebrafish biosensor for toxicant induced muscle hyperactivity. Sci Rep. 6, 23768 (2016).
Winter, M. J., et al. Functional brain imaging in larval zebrafish for characterising the effects of seizurogenic compounds acting via a range of pharmacological mechanisms. Br J Pharmacol. 178 (13), 2671-2689 (2021).
Vorhees, C. V., Williams, M. T., Hawkey, A. B., Levin, E. D. Translating neurobehavioral toxicity across species from zebrafish to rats to humans: Implications for risk assessment. Front Toxicol. 3, 629229 (2021).
Scholz, S., et al. The zebrafish embryo model in environmental risk assessment–applications beyond acute toxicity testing. Environ Sci Pollut Res Int. 15 (5), 394-404 (2008).
Dutra Costa, B. P., Aquino Moura, L., Gomes Pinto, S. A., Lima-Maximino, M., Maximino, C. Zebrafish models in neural and behavioral toxicology across the life stages. Fishes. 5 (3), 23 (2020).
Wolman, M. A., et al. A genome-wide screen identifies PAPP-AA-mediated IGFR signaling as a novel regulator of habituation learning. Neuron. 85 (6), 1200-1211 (2015).
Marsden, K. C., et al. A Cyfip2-dependent excitatory interneuron pathway establishes the innate startle threshold. Cell Rep. 23 (3), 878-887 (2018).
Jain, R. A., et al. A forward genetic screen in zebrafish identifies the g-protein-coupled receptor CaSR as a modulator of sensorimotor decision making. Curr Biol. 28 (9), 1357-1369.e5 (2018).
Nelson, J. C., et al. Acute regulation of habituation learning via posttranslational palmitoylation. Curr Biol. 30 (14), 2729-2738.e4 (2020).
Meserve, J. H., et al. A forward genetic screen identifies Dolk as a regulator of startle magnitude through the potassium channel subunit Kv1.1. PLoS Genet. 17 (6), e1008943 (2021).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Citer Cet Article

Hayot, G., Marcato, D., Cramer von Clausbruch, C. A., Pace, G., Strähle, U., Colbourne, J. K., Pylatiuk, C., Peravali, R., Weiss, C., Scholz, S., Dickmeis, T. Evaluating Toxicity of Chemicals using a Zebrafish Vibration Startle Response Screening System. J. Vis. Exp. (203), e66153, doi:10.3791/66153 (2024).