Summary

Простой метод фекальной флотации для диагностики зоонозных нематод в полевых и лабораторных условиях

Published: December 15, 2023
doi:

Summary

В данной работе описывается использование флотационного метода для идентификации Toxocara canis и Ancylostoma spp., обнаруженных в образцах фекалий, взятых у собак в Мексике в период с 2017 по 2021 год в полевых условиях.

Abstract

Диагностика собачьих паразитов с зоонозным потенциалом, таких как Toxocara canis и Ancylostoma caninum, в полевых условиях, как правило, затруднена из-за ограниченного доступа к лабораториям в сельских и пригородных районах Мексики. Это исследование было направлено на обнаружение T. canis и Ancylostoma spp. в образцах фекалий, собранных у собак в Мексике с 2017 по 2021 год в полевых условиях. Расчет размера выборки привел к целевому набору 534 собак по всей стране.

Образцы собирали непосредственно из прямой кишки или земли после дефекации. Образцы хранили в индивидуальных, плотно закрытых, полиэтиленовых пакетах при температуре 4 °С. Насыщенный раствор хлорида натрия (удельный вес [SpG] 1,20) готовили как в полевых, так и в лабораторных условиях. В течение 3 суток после сбора 2-4 г кала исследовали на паразитов флотационным методом путем суспендирования каждого образца фекалий в физиологическом растворе. Фекалии смешивали со флотационным раствором и измельчали с помощью металлической ложки.

После достижения однородной консистенции образец кала пересыпали в новый пластиковый стаканчик с помощью сита и оставляли на 10-15 минут. Три капли с верхней части смеси собирали с помощью стерилизованной инокуляционной петли. Предметные стекла помещали на микроскоп, а паразитов идентифицировали обученные паразитологи. Образцы фекалий 1055 собак были исследованы под микроскопом. Количество положительных проб для Ancylostoma spp. составило 833 (78,95% частоты) и 222 (21,04%) для T. canis. Эти результаты иллюстрируют важность выявления зоонозных гельминтов у собак, живущих в городских и сельских районах Мексики, с использованием копропаразитоскопического метода в лаборатории и в полевых условиях.

Introduction

Желудочно-кишечные паразиты являются одной из наиболее распространенных проблем со здоровьем, которые поражают собак1. По оценкам, во всем мире насчитывается ~700 миллионов домашних собак, и примерно 175 миллионов из них могут быть отнесены к категории свободногуляющих. Более 60 видов паразитов являются общими для собак и людей, что позволяет предположить, что собаки могут быть источником инфекции для людей этимипаразитами. Toxocara canis и Ancylostoma caninum — два паразитических вида, которые заражают собак и, случайно, людей-хозяев. В настоящее время существует несколько исследований о местах, где эти гельминты способны выживать и размножаться в Мексике. Распространенность токсокары у собак колеблется от 0% до более чем 87% в США, Мексике, Центральной Америке и странах Карибского бассейна4. Toxocara canis и Ancylostoma spp., а также другие виды паразитов у собак ранее были зарегистрированы в Мексике 5,6,7,8,9,10,11,12,13 (табл. 1).

Паразитические виды Область Распространенность (%) Ссылка
Анкилостома собачья (Ancylostoma caninum) Querétaro 42.90 5
Табаско 15.90 6
Кампече 35.7 – 42.9 7
Юкатан 73.8 8
Бабезия Морелос 13.60 9
Веракрус 10.00
Кокцидиальные ооцисты Юкатан 2.30 8
Гребневики Морелос 30.3 10
Дипилидиум (Dipylidium caninum) Юкатан 2.30 8
Дирофилярия Юкатан 7.0 – 8.3 11
Лямблии Табаско 3.00 6
Юкатан 18.8 8
Лейшмания Чьяпас 19.00 12
Цепней Нижняя Калифорния 6.79 13
Токсокара собачья (Toxocara canis) Querétaro 22.10 5
Юкатан 6.20 8
Трихурис вульпис (Trichuris vulpis) Юкатан 25.40 8
Трипаносома Халиско 8.10 9
Кампече 7.60
Чьяпас 4.5 – 42.8
Кинтана-Роо 20.1 – 21.3
Толука 17.50
Юкатан 9.8 – 34

Таблица 1: Региональная распространенность (%) паразитов собак в Мексике с 2001 по 2020 гг. Результаты предыдущих исследований, проведенных с 2001 по 2020 год, позволили выявить распространение собачьих паразитов в нескольких городских и сельских районах Мексики. Эти исследования обеспечивают глубокое понимание эпидемиологических элементов, способствующих персистенции собачьих паразитов в различных экосистемах, способствуя комплексной оценке зоонозного воздействия некоторых видов паразитов.

Стадии жизненного цикла кишечных паразитов, таких как яйца, цисты, ооцисты или личинки, могут быть обнаружены в образцах стула. Таким образом, исследование фекального материала дает ценную информацию о паразитах животного. Потребность в методе обнаружения яиц Ancylostomidae в фекалиях человека привела к тому, что в 1878 году был использован простой мазок кала, который в течение многих лет использовался для обнаружения желудочно-кишечных паразитов, но считался не очень чувствительным. Таким образом, возникла необходимость в разработке более совершенных копромикроскопических методов14. Прошло более 100 лет с тех пор, как была впервые описана флотационная методика извлечения и подсчета яиц паразитов в образцах фекалий15. С тех пор несколько методов и вариантов флотационной техники считаются стандартными для обнаружения некоторых паразитов в их хозяевах.

Например, в 1924 году Лейн описал метод, включающий метод прямой центробежной флотации, который включает центрифугирование с последующим всплытием осадка в насыщенном растворе хлорида натрия с SpG 1,2 в 1 г (Лейн) или 10 г (модификация Столла). Впоследствии метод флотации был модифицирован за счет использования растворов с различными SpG14. В 1939 году Гордон и Уитлок сообщили о недостатках метода Столла из-за помех от детрита при визуализации яиц паразитов и разработали количественный метод, известный как McMaster16. В 1979 г. О’Грэйди и Слокомб продемонстрировали, что удельный вес раствора, время и размеры ячеек сетчатых фильтров влияют на точность обнаружения яиц с помощью метода флотации17. В последние десятилетия в связи с тем, что в технику флотации был внесен ряд изменений, возникла острая необходимость в стандартизации методов флотации. В настоящее время выявление гельминтозов собак в контексте профилактики зоонозных паразитов требует применения соответствующих антигельминтных препаратов для ограничения загрязнения окружающей среды инфекционными стадиями зоонозных нематод18.

Среди качественных методов широко используется и принимается метод фекальной флотации, поскольку он не требует большого количества оборудования, прост, недорог и воспроизводим; Тем не менее, у него есть существенный недостаток, заключающийся в том, что ему не хватает чувствительности при низкой интенсивности инфекции19. Способность выявлять наличие большего числа паразитарных элементов, таких как яйца, ооцисты, цисты или личинки нематод, обычно определяется плотностью раствора20.

В предыдущих отчетах сравнивались копропаразитологические методы обнаружения яиц собачьей нематоды. Что касается выявления подвижных простейших, то используют прямые мазки кала; В то время как методы седиментации полезны для диагностики тяжелых яиц паразитов, таких как трематоды21. Одним из наиболее широко используемых полевых диагностических тестов является метод мазка кала. Однако низкий уровень чувствительности этого метода можно объяснить тем, что он содержит мусор, который мешает обнаружению яиц паразитов. Благодаря включению этапа просеивания вместе с растворами, обеспечивающими надлежащий SpG, метод флотации обеспечивает более четкое и менее загроможденное наблюдение за яйцами аскарид и анкилостомоз. Это приводит к более точному и эффективному процессу микроскопического скрининга22. Кроме того, для извлечения яиц паразитов и ооцист очень часто используются методы простой флотации и прямой центробежной флотации14. Классические методы флотации можно считать качественными или количественными в зависимости от использования счетной камеры, такой как метод Макмастера15. Тем не менее, поскольку метод флотации имеет низкую чувствительность и ориентирован на обнаружение паразитов в период действия патента, отрицательные результаты не следует считать окончательными. Однако точность зависит не только от процедуры консервации образцов фекалий или SpG флотационных растворов, но и от технической квалификации и опыта проведения фекальных исследований пользователя.

Следовательно, были изучены другие методы обнаружения собачьих паразитов в фекалиях. Общепризнано, что одним из наиболее широко используемых подходов к диагностике кишечных гельминтозов у собак является метод FLOTAC, поливалентный, чувствительный и точный метод, который дает точные и надежные результаты для диагностики A. caninum у собак по сравнению с протоколом флотации в пробирке и методом Макмастера19. 23. См. Методы седиментации полезны для извлечения яиц сосальщиков, эмбриональных яиц нематод и большинства яиц ленточных червей, которые не могут быть извлечены на поверхности флотационного раствора, поскольку эти структуры не всплывают24. Одним из методов, который, как было доказано, превосходит методы флотации/седиментации, является модифицированный метод двойной центробежной флотации, поскольку он позволяет обнаруживать цестодные яйца в фекалиях, занимает меньше времени, отделяет яйца Anoplocephala от фекальных остатков и снижает кристаллизацию25. Более того, эта методика успешно используется для обнаружения яиц аскарид с высокой чувствительностью26. Тем не менее, некоторые из этих вышеупомянутых методов и центробежных методов, таких как Ovassay, в отличие от протокола флотации, который мы предлагаем в этом исследовании, требуют консервации образцов в реагентах, таких как формалин, коммерческие наборы, обработки образцов в лабораторных условиях и использования реагентов, таких как сульфат цинка27, которые являются дорогостоящими и требуют специальных процедур утилизации, чтобы избежать токсичности для окружающей среды.

В последнее время предпочтение отдается методам, повышающим чувствительность флотационного метода путем добавления растворов с высоким SpG. Однако необходимо учитывать, что недостатком этих растворов является увеличение мусора в конечном приготовлении и, следовательно, неточное обнаружение яиц паразитов. Кроме того, коммерческая доступность материалов, реагентов, стоимость, вопросы воздействия на окружающую среду и сложность использования центробежных методов влияют на выбор метода флотации14, который может быть сложным в полевых условиях в отличие от протокола, который мы представляем в этой работе. Приготовление флотационных растворов с поваренной солью имеет преимущество перед утилизацией сахара, так как в полевых условиях сахар привлекает насекомых, таких как осы и пчелы, и препараты становятся липкими. Кроме того, такие растворы, как фенол, который добавляется в растворы сахара, чтобы избежать липкости, или ZnSO4, сложно правильно утилизировать в соответствии с рекомендациями по охране окружающей среды, и их нельзя утилизировать в полевых условиях; В отличие от раствора поваренной соли.

Целью данной статьи является демонстрация этапов обнаружения яиц T. canis и Ancylostoma spp. в образцах фекалий с использованием адаптации простого флотационного метода в полевых и лабораторных условиях. В соответствии с описанным протоколом и с использованием микроскопа с резервным аккумулятором диагностика этих зоонозных паразитов собак в сельской и пригородной местности возможна при отсутствии лабораторного оборудования и инфраструктуры. Простой метод флотации, описанный в этой работе, может обеспечить быстрые результаты и является неинвазивным и экономически эффективным методом рутинного скрининга.

Protocol

Использование и уход за собаками были одобрены Национальным и автономным университетом Мексики. 1. Забор образцов кала ПРИМЕЧАНИЕ: Обрабатывайте собаку с помощью ветеринара или владельца животного. В случае одичавших собак (рис. 1…

Representative Results

В данной работе описаны коллекционные и копаразитоскопические процедуры для идентификации T. canis и Ancylostoma spp. Обоснование адаптации простого метода фекальной флотации для обнаружения яиц собачьих гельминтов заключается в том, что этот метод является экономически эффективным,…

Discussion

Нематоды, такие как T. canis и Ancylostoma spp., могут обитать в тонком кишечнике собак и потенциально передаваться человеку. Клинические признаки, вызванные T. canis , являются серьезными у молодых собак, проявляясь в виде замедленного роста, проблем с дыханием или поражений пищеварите…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы выражают признательность Генеральному директору Асунтос дель Персональная Академия Национального Автономного Университета Мексики за предоставление финансовых ресурсов в виде гранта PAPIIT IN218720 и д-ру Клаудии Мендосе за предоставление запрошенного продления. Эта работа посвящена моей любимой Николь, которая ушла из жизни в 2019 году. Ты всегда будешь жить в моем сердце.

Materials

3 x 1.2 V AA rechargeable batteries Energizer Sold in retail stores
Bunsen burner Viresa FER-M224
Disposable 12-oz glass cup Uline Mexico S-22275 Sold in retail stores
Glass slides Velab, Mexico VEP-P20
Inoculating loop VelaQuin, Mexico CRM-5010PH 
Light Microscope VelaQuin, Mexico VE-B2
Lighter Bic J25 Sold in retail stores
One plastic cup (12 oz) Amazon ASIN B08C2CRHSH Can be any kitchen plastic reuseable cup
Plastic cups  (size of a dice or urine sample cup) diameter 5.5 cm and height 8.5 cm, two cups Amazon Layhit-Containers-ZYHD192919 Can be any kitchen plastic reuseable cup
Plastic strainer 10 cm Ecko ASIN B00TUAAVWI Can be any kitchen plastic strainer
Soda bottle Coca-Cola 1-liter Sold in retail stores
Spoon Amazon Basics ASIN B00TUAAVWI Can be any kitchen spoon
Table salt La Fina Sold in retail stores

References

  1. Duncan, K. T., Koons, N. R., Litherland, M. A., Little, S. E., Nagamori, Y. Prevalence of intestinal parasites in fecal samples and estimation of parasite contamination from dog parks in central Oklahoma. Veterinary Parasitology Regional Studies and Reports. 19, 100362 (2020).
  2. Kisiel, L. M., et al. Owned dog ecology and demography in Villa de Tezontepec, Hidalgo, Mexico. Preventive Veterinary Medicine. 135, 37-46 (2016).
  3. Lyons, M. A., Malhotra, R., Thompson, C. W. Investigating the free-roaming dog population and gastrointestinal parasite diversity in Tulúm, México. PLoS One. 17 (10), e0276880 (2022).
  4. Dantas-Torres, F., et al. TROCCAP recommendations for the diagnosis, prevention and treatment of parasitic infections in dogs and cats in the tropics. Veterinary Parasitology. 283, (2020).
  5. Cantó, G. J., García, M. P., García, A., Guerrero, M. J., Mosqueda, J. The prevalence and abundance of helminth parasites in stray dogs from the city of Querétaro in central Mexico. Journal Of Helminthology. 85 (3), 263-269 (2011).
  6. Torres-Chablé, O. M., et al. Prevalence of gastrointestinal parasites in domestic dogs in Tabasco, Southeastern Mexico. Revista Brasileira de Parasitologia Veterinária. 24 (4), 432-437 (2015).
  7. Cortez-Aguirre, G. R., Jiménez-Coello, M., Gutiérrez-Blanco, E., Ortega-Pacheco, A. Stray dog population in a city of Southern Mexico and its impact on the contamination of public areas. Veterinary Medicine International. 2018, 1-6 (2018).
  8. Rodríguez-Vivas, R. I., et al. An epidemiological study of intestinal parasites of dogs from Yucatán, Mexico, and their risk to public health. Vector Borne Zoonotic Diseases. 11 (8), 1141-1144 (2011).
  9. Maggi, R. G., Krämer, F. A review on the occurrence of companion vector-borne diseases in pet animals in Latin America. Parasites & Vectors. 12 (1), 145 (2019).
  10. Cruz-Vazquez, C., Castro, G., Parada, F., Ramos, P. Seasonal occurrence of Ctenocephalides felis and Ctenocephalides canis (siphonaptera:Pulicidae) infesting dogs and cats in an urban area in Cuernavaca, Mexico. Entomological Society of America. 38 (1), 111-113 (2001).
  11. Bolio-Gonzalez, M. E., et al. Prevalence of the Dirofilaria immitis infection in dogs from Mérida, Yucatán, Mexico. Veterinary Parasitology. 148 (2), 166-169 (2007).
  12. Pastor-Santiago, J. A., Flisser, A., Chávez-López, S., Guzmán-Bracho, C., Olivo-Díaz, A. American visceral leishmaniasis in Chiapas, Mexico. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 86 (1), 108-114 (2012).
  13. Trasviña-Muñoz, E., et al. Detection of intestinal parasites in stray dogs from a farming and cattle region of Northwestern Wexico. Pathogens. 9 (7), (2020).
  14. Ballweber, L. R., Beugnet, F., Marchiondo, A. A., Payne, P. A. American Association of Veterinary Parasitologists’ review of veterinary fecal flotation methods and factors influencing their accuracy and use–is there really one best technique. Veterinary Parasitology. 204 (1-2), 73-80 (2014).
  15. Nielsen, M. K. What makes a good fecal egg count technique. Veterinary Parasitology. 296, 109509 (2021).
  16. Gordon, H. M., Whitlock, H. V. A new technique for counting nematode eggs in sheep faeces. Journal of the Council for Scientific and Industrial Research. 12 (1), 50-52 (1939).
  17. O’grady, M. R., Slocombe, J. O. D. An investigation of variables in a fecal flotation technique. Canadian Journal of Comparative Medicine. 44 (2), 148 (1980).
  18. ESCCAP. Worm control in dogs and cats. Guideline 01. European Scientific Counsel Companion Animal Parasites. , (2017).
  19. Cringoli, G., et al. Ancylostoma caninum: Calibration and comparison of diagnostic accuracy of flotation in tube, McMaster and FLOTAC in faecal samples of dogs. Experimental Parasitology. 128 (1), 32-37 (2011).
  20. Figueroa, C. J. A. Examen coproparasitoscópico. In: Técnicas para el diagnóstico de parásitos con importancia en salud pública y veterinaria, Consejo Técnico Consultivo Nacional de Sanidad Animal. AMPAVE-CONASA. , 83-105 (2015).
  21. Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts. Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).
  22. Adolph, C., et al. Diagnostic strategies to reveal covert infections with intestinal helminths in dogs. Veterinary Parasitology. 247, 108-112 (2017).
  23. Cringoli, G., Rinaldi, L., Maurelli, M. P., Utzinger, J. FLOTAC: New multivalent techniques for qualitative and quantitative copromicroscopic diagnosis of parasites in animals and humans. Nature Protocols. 5 (3), 503-515 (2010).
  24. Katagiri, S., Oliveira-Sequeira, T. C. Comparison of three concentration methods for the recovery of canine intestinal parasites from stool samples. Experimental Parasitology. 126 (2), 214-216 (2010).
  25. Rehbein, S., Lindner, T., Visser, M., Winter, R. Evaluation of a double centrifugation technique for the detection of Anoplocephala eggs in horse faeces. Journal of Helminthology. 85 (4), 409-414 (2011).
  26. Liccioli, S., et al. Sensitivity of double centrifugation sugar fecal flotation for detecting intestinal helminths in coyotes (Canis latrans). Journal of Wildlife Diseases. 48 (3), 717-723 (2012).
  27. Rishniw, M., Liotta, J., Bellosa, M., Bowman, D., Simpson, K. W. Comparison of 4 Giardia diagnostic tests in diagnosis of naturally acquired canine chronic subclinical giardiasis. Journal of Veterinary Internal Medicine. 24 (2), 293-297 (2010).
  28. Barutzki, D., Schaper, R. Endoparasites in dogs and cats in Germany 1999-2002. Parasitology Research. 90, S148-S150 (2003).
  29. Carlin, E. P., Tyungu, D. L. Toxocara: Protecting pets and improving the lives of people. Advances in Parasitology. 109, 3-16 (2020).
  30. Saari, S., NaReaho, A., Nikander, S. . Canine parasites and parasitic diseases. , (2019).
  31. Bowman, D. D., Montgomery, S. P., Zajac, A. M., Eberhard, M. L., Kazacos, K. R. Hookworms of dogs and cats as agents of cutaneous larva migrans. Trends in Parasitology. 26 (4), 162-167 (2010).
  32. Dryden, M. W., Payne, P. A., Ridley, R., Smith, V. Comparison of common fecal flotation techniques for the recovery of parasite eggs and oocysts. Veterinary Therapeutics. 6 (1), 15-28 (2005).
  33. Barutzki, D., Schaper, R. Results of parasitological examinations of faecal samples from cats and dogs in Germany between 2003 and 2010. Parasitology Research. 109, S45-S60 (2011).
  34. Novobilský, A., Novák, J., Björkman, C., Höglund, J. Impact of meteorological and environmental factors on the spatial distribution of Fasciola hepatica in beef cattle herds in Sweden. BMC Veterinary Research. 11, 128 (2015).
  35. Pickles, R. S., Thornton, D., Feldman, R., Marques, A., Murray, D. L. Predicting shifts in parasite distribution with climate change: A multitrophic level approach. Global Change Biology. 19 (9), 2645-2654 (2013).
  36. Pérez-Rodríguez, A., De La Hera, I., Fernández-González, S., Pérez-Tris, J. Global warming will reshuffle the areas of high prevalence and richness of three genera of avian blood parasites. Global Chaneg Biology. 20 (8), 2406-2416 (2014).
  37. Nava-Castro, K., Hernández-Bello, R., Muñiz-Hernández, S., Camacho-Arroyo, I., Morales-Montor, J. Sex steroids, immune system, and parasitic infections: Facts and hypotheses. Annals Of The New York Academy Of Sciences. 1262, 16-26 (2012).
  38. Morales-Montor, J., Escobedo, G., Vargas-Villavicencio, J. A., Larralde, C. The neuroimmunoendocrine network in the complex host-parasite relationship during murine cysticercosis. Current Topics in Medicinal Chemistry. 8 (5), 400-407 (2008).
  39. Olave-Leyva, J., et al. Prevalencia de helmintos gastrointestinales en perros procedentes del servicio de salud de Tulancingo, Hidalgo. Abanico Veterinario. 9 (1), 1-10 (2019).

Play Video

Citer Cet Article
Segura, J., Alcala-Canto, Y., Figueroa, A., Del Rio, V., Salgado-Maldonado, G. A Simple Fecal Flotation Method for Diagnosing Zoonotic Nematodes Under Field and Laboratory Conditions. J. Vis. Exp. (202), e66110, doi:10.3791/66110 (2023).

View Video