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Biologie

Transfection évolutive de protoplastes mésophylles de maïs

Published: June 23, 2023
doi:
10.3791/64991
, , , ,
1Genome Sciences Department,University of Washington

Summary

Ici, nous présentons un protocole à haut débit pour transfecter transitoirement des millions de protoplastes de maïs afin de tester de grandes banques de plasmides dans des cellules mésophylles de maïs.

Abstract

La transfection des cellules mésophylles du maïs implique souvent la digestion des parois cellulaires végétales pour créer des protoplastes, puis l’insertion d’ADN par électroporation ou polyéthylèneglycol (PEG). Les méthodes précédentes ont été développées pour produire des dizaines de milliers de protoplastes transfectés à la fois. Ici, nous décrivons une méthode simple pour isoler et transfecter des millions de protoplastes mésophylles foliaires dans le maïs (Zea mays L.). Ce processus simplifié supprime certaines étapes courantes de protolasticité, telles que le lavage dans W5. De plus, des étapes telles que la centrifugation, la transfection médiée par PEG et l’incubation ont été modifiées pour fonctionner avec un plus grand nombre de protoplastes. La capacité d’exprimer de grandes bibliothèques de constructions plasmidiques permet des expériences à l’échelle du génome, telles que des tests rapporteurs massivement parallèles dans le maïs.

Introduction

L’expression transitoire des gènes est un outil puissant en biologie végétale. Cependant, les cellules végétales sont difficiles à transfecter car elles sont entourées d’une paroi cellulaire. Cette barrière à l’entrée de l’ADN n’est pas présente dans d’autres types de cellules couramment étudiés tels que les cellules de mammifères ou d’insectes. Des recherches antérieures ont abordé ce défi en utilisant des protoplastes: des cellules végétales dont les parois cellulaires ont été digérées et enlevées. Contrairement aux tissus foliaires non transformés, les protoplastes végétaux sont faciles à travailler en suspension et se prêtent à des techniques de transfection médiées par électroporation ou polyéthylèneglycol (PEG)1. Les cellules végétales conservent une grande partie de leur fonctionnalité même après l’ablation de la paroi cellulaire. Ainsi, les protoplastes sont utilisés dans une variété de plantes pour étudier la fonction des gènes et des protéines2,3, pour comprendre la transduction du signal4 et pour identifier les cibles possibles pour la sélection végétale5. Les protoplastes sont également un véhicule pratique pour le criblage de constructions d’édition du génome chez diverses espèces cultivées, y compris le blé et la pomme de terre 6,7. En bref, les essais transitoires dans les protoplastes sont indispensables pour la biotechnologie agricole.

Le maïs (Zea mays L.) est la première culture céréalière mondiale en termes de tonnage; En tant que tel, il s’agit d’un axe majeur de la recherche fondamentale et appliquée en phytologie8. Cependant, contrairement aux plantes modèles telles que Nicotiana tabacum9, l’expression transgénique transitoire dans les feuilles de maïs intactes n’est pas systématiquement effectuée. Protoplasting a été utilisé pour obtenir et transfecter des cellules mésophylles de feuilles de maïs10,11. Les méthodes précédentes ont atteint des rendements de transfection allant jusqu’à 75% en utilisant l’électroporation et ont produit des protoplastes transfectés à l’échelle de dizaines de milliers10,15.

Ce protocole détaille comment protoplaster des millions de cellules mésophylles de maïs et les transfecter avec une efficacité comparable aux méthodes précédentes. Les principales étapes sont la culture de plants de maïs étiolés, la récolte du tissu foliaire, la digestion de la paroi cellulaire de la plante et l’administration de l’ADN plasmidique dans les cellules à l’aide de PEG. La principale contribution de ce protocole est la capacité d’étendre la transfection des protoplastes tout en maintenant la viabilité cellulaire requise pour les tests fonctionnels. Cela permet l’utilisation d’expériences à l’échelle du génome, telles que des tests rapporteurs massivement parallèles, qui peuvent tester la fonction de centaines de milliers de régions dans le génome du maïs. Cette méthode a récemment été utilisée pour étudier de grandes bibliothèques d’éléments d’ADN cis-régulateurs, y compris des amplificateurs et des promoteurs12,13,14.

Protocol

1. Croissance du matériel végétal Rincer deux fois les grains de maïs avec de l’eau du robinet. Faire tremper les grains dans l’eau du robinet pendant la nuit à température ambiante. Le lendemain, remplissez un bac de démarrage de 72 cellules avec de la vermiculite:tourbe mouillée 1:1. Rincez les grains une fois et plantez-les bout du capuchon, un noyau par cellule. Cultiver dans des conditions de longue journée (16 h de lumière, 8 h d’obscurité) à 25 °C pendant 3 jours. Transférer dans l’obscurité constante à 25 ° C et croître pendant 9-11 jours. 2. Isolement plasmidique Transformer la bactérie E. coli commerciale compétente en matière chimique avec le ou les plasmides d’intérêt conformément aux instructions du fabricant. Cultiver E. coli transformé dans 50 mL de milieu LB liquide avec les antibiotiques appropriés pendant la nuit à 37 °C en agitant. Enduire E. coli par centrifugation pendant 10 min à 3 000 x g à température ambiante. Extraire les plasmides à l’aide d’un kit d’isolation de l’ADN plasmidimidique disponible dans le commerce. Estimer la concentration d’ADN plasmidique à l’aide d’un spectrophotomètre de microvolume.NOTA : Le matériel convenant à la transfection doit avoir une concentration de ≥ 800 ng/μL et une concentration A260/A280 de ≥1,8. 3. Isolation du protoplaste Préparer 20 mL de solution enzymatique.Ajouter 2,18 g de mannitol, 0,30 g de cellulase R-10 et 0,06 g de macérozyme R-10 dans un tube à centrifuger de 50 mL. Retourner pour mélanger les poudres. AjouterH2Odésionisé à 15 mL. Ajouter 200 μL de 1 M MES, pH 5,7. Vortex à mélanger. Chauffer la solution à 55 °C pendant 10 min. Laisser refroidir à température ambiante pendant 10 min. Ajouter 20 μL de 1 M CaCl2,0,02 g d’albumine sérique bovine et 100 μL de 1 M β-mercaptoéthanol. Remplir à 20 ml de H2O désionisé. Verser dans un bécher de 250 ml enveloppé de papier d’aluminium. Sortez les plants de maïs de l’obscurité. Coupez-les à quelques centimètres au-dessus du sol à l’aide d’une nouvelle lame de rasoir. Placez les extrémités coupées dans l’eau. Conservez-les dans l’obscurité à température ambiante lorsqu’ils ne sont pas utilisés. Sélectionnez les deuxième et troisième feuilles de chaque plantule, en prenant soin d’exclure les feuilles avec des zones brunes ou endommagées. Sélectionnez 12-16 feuilles. Couper ~1 cm de l’extrémité de chaque feuille et jeter. Ensuite, coupez une section de 10 cm de chaque feuille.REMARQUE : Si vous avez besoin de plus de tissu, utilisez un volume supplémentaire de 20 mL de solution enzymatique dans un bécher supplémentaire de 250 mL. Trop de matière foliaire dans une quantité donnée de solution enzymatique peut diminuer la viabilité. Empilez les sections de feuilles les unes sur les autres avec les extrémités basales ensemble. Serrez le faisceau ensemble à l’extrémité basale à l’aide d’un clip de liant. Placez le paquet de feuilles sur un morceau de papier blanc. Saisissez les feuilles ~1 cm de l’extrémité distale. À l’aide d’une nouvelle lame de rasoir, couper les feuilles de l’extrémité distale perpendiculairement aux nervures en fines tranches (0,5-1 mm). Évitez de couper droit, mais faites plutôt de courtes tranches vers l’avant à travers le tissu.Remplacez les lames de rasoir chaque fois que des résidus visibles commencent à se déposer sur le papier. Un résidu visible indique un écrasement du tissu dû à une lame émoussée ou à une mauvaise technique. Après avoir coupé ~ 2 cm de la longueur du faisceau de feuilles, transférer rapidement les tranches dans le bécher de la solution enzymatique. Ne laissez pas le matériau sécher, car cela réduirait le nombre de protoplastes obtenus. Remuez doucement la solution enzymatique pour mouiller le matériau.Placez un couvercle en aluminium sur le bécher pour bloquer la lumière. Répétez le processus de tranchage et de transfert jusqu’à ce que tout le paquet soit coupé près du clip de liant. Transférer le bécher de solution enzymatique dans un clocher. Infiltration sous vide entre −50,8 kPa et −67,7 kPa par rapport à la pression ambiante pendant 3 min à température ambiante. Transférer le bécher dans un shaker de table. Agiter à 40 tr/min pendant 2,5 h à température ambiante. Faites tourner doucement le bécher à la main. Lorsqu’elle est complètement digérée, la solution enzymatique apparaîtra légèrement laiteuse. Si la solution est toujours claire, continuez à agiter à 40 tr/min pendant une heure supplémentaire. Ne pas dépasser 3,5 h. Pendant la digestion, préparer une solution de mannitol + MES + MgCl2 (MMG), une solution de polyéthylène glycol (PEG) et une solution d’incubation.MMG : Ajouter 5,47 g de mannitol, 200 μL de 1 M MES, pH 5,7 et 750 μL de 1 M MgCl2 dans un tube à centrifuger de 50 mL. Remplir à 50 mL avec le VortexH2O. distillé à dissoudre. Placer sur la glace. Solution d’incubation : Ajouter 5,47 g de mannitol, 200 μL de 1 M MES à pH 5,7 et 200 μL de 1 M KCl dans un tube à centrifuger de 50 mL. Remplir à 50 mL avec le VortexH2O. distillé à dissoudre. Placer sur la glace. Solution de PEG : Ajouter 0,44 g de mannitol, 1,0 g de PEG et 400 μL de CaCl21 M à un tube à centrifuger de 15 mL. Remplir à 4 mL avec le VortexH2O. distillé à mélanger. Incuber à 37 °C en agitant pendant 30 min jusqu’à dissolution complète. Conserver à température ambiante. Agiter la solution enzymatique à 80 RPM pendant 10 min à température ambiante. Placez le bécher avec la solution enzymatique sur de la glace. Ne retirez pas le revêtement en aluminium. Ajouter 20 mL de MMG glacé à la solution enzymatique. Filtrer à travers une crépine cellulaire de 40 μm dans un tube à centrifuger de 50 mL.REMARQUE: Conservez toutes les solutions sur la glace pour les étapes suivantes jusqu’à l’ajout du PEG. Gardez les protoplastes recouverts de papier d’aluminium pour minimiser l’exposition à la lumière. Diviser le filtrat en volumes égaux de 10 mL chacun. Verser chaque volume dans un tube à centrifuger en verre à fond rond et faire tourner vers le bas pendant 4 min à 100 x g à température ambiante. Jeter le surnageant et ajouter 1 mL de MMG glacé dans chaque tube. Remettez les granulés en remuant doucement et en tapotant les tubes. Combinez les échantillons dans un seul tube à centrifuger en verre à fond rond. Ajouter MMG à un volume total de 5 mL. Faire tourner vers le bas pendant 3 min à 100 x g à température ambiante. Laver avec 5 mL de MMG et faire tourner vers le bas pendant 3 minutes à 100 x g à température ambiante. Répéter le lavage avec 5 ml de MMG et faire tourner vers le bas pendant 3 minutes à 100 x g à température ambiante. Après avoir fait tourner le deuxième lavage, observez si le surnageant est clair. S’il reste nuageux, effectuez un troisième lavage. Remettez les protoplastes en suspension dans 1 mL de MMG. Couvrir lâchement avec du papier d’aluminium et garder sur la glace. Déterminez le rendement en protoplastes et vérifiez la viabilité.Dans un tube microcentrifuge de 1,5 mL, additionner 4 μL de protoplastes et 72 μL de MMG. Dans un tube microcentrifuge de 1,5 mL, ajouter 1 μL de solution mère de diacétate de fluorescéine (FDA) à 0,5 % à 49 μL de MMG pour obtenir une solution de travail 20x. Ajouter 4 μL de solution de travail FDA dans le tube avec les protoplastes dilués. Incuber pendant 5 min dans l’obscurité à température ambiante. Charger 11 μL du mélange de protoplastes sur un hémocytomètre. Placer sous un microscope à lumière claire. Confirmer visuellement que les cellules manquent de parois cellulaires. Ensuite, comptez le nombre de protoplastes. Utilisez ce dénombrement pour estimer le nombre total de protoplastes obtenus. Ensuite, comptez le nombre de protoplastes qui deviennent verts fluorescents sous la lumière UV lorsqu’ils sont colorés avec la FDA. Les isolages de protoplastes réussis offrent une viabilité de 70 % à 90 %. 4. Transfection médiée par PEG En commençant par la concentration estimée de protoplastes à partir de l’étape 3.17, ajuster à ~10 000 protoplastes/μL. Si la concentration est faible, centrifuger pendant 3 min à 100 x g et remettre en suspension dans MMG à une concentration de ~10 000 protoplastes/μL. Mélanger ~1 000 000 de protoplastes avec 15 μg d’ADN dans un tube microcentrifuge de 1,5 mL. Compléter le mélange avec MMG à 114,4 μL et incuber sur de la glace pendant 30 minutes. Remettez les protoplastes en suspension en tapotant le côté du tube. Ajouter 105,6 μL de solution de PEG à 25% aux protoplastes pour atteindre un poids/volume final de 12% de PEG. Mélanger doucement en retournant 5-10 fois. Les protoplastes dans la solution PEG sont fragiles; Ne secouez pas le tube. Incuber pendant 10 min dans l’obscurité à température ambiante.REMARQUE : La transfection peut être mise à l’échelle en multiples des volumes indiqués aux étapes 4.2 et 4.3. Par exemple, 10 millions de protoplastes et 150 μg d’ADN peuvent être suspendus dans 1 444 μL de MMG et traités avec une solution de PEG de 1 056 μL dans un tube à centrifuger de 50 mL. Diluer avec 5 volumes de solution d’incubation. Mélanger doucement par inversion. Faire tourner vers le bas pendant 4 min à 100 x g à température ambiante.REMARQUE : En cas de mise à l’échelle, divisez les protoplastes en plusieurs tubes de verre à fond rond ne contenant pas plus de 10 mL chacun pour assurer une granulation complète. Augmentez proportionnellement le volume de la solution d’incubation utilisée pour le lavage. Retirer le surnageant par pipetage. Laver avec 1 à 5 mL de solution d’incubation et faire tourner vers le bas pendant 3 minutes à 100 x g à température ambiante. Resuspendre les protoplastes dans la solution d’incubation à une concentration de 500 à 1 000 cellules/μL. Incuber les protoplastes dans l’obscurité pendant une nuit (~16 h) à température ambiante. 5. Récupération Protoplast et vérification de l’expression Faire tourner les protoplastes pendant 4 min à 100 x g à température ambiante. REMARQUE : En cas de mise à l’échelle, divisez les protoplastes en plusieurs tubes de verre à fond rond ne contenant pas plus de 10 mL chacun. Laver avec 1 à 5 mL de solution d’incubation et faire tourner vers le bas pendant 3 minutes à 100 x g à température ambiante. Resuspendre et combiner dans 1 à 5 mL de solution d’incubation. Si les protoplastes sont transfectés avec un gène rapporteur fluorescent (p. ex., GFP), prendre une partie aliquote pour vérifier l’efficacité de la transfection. À l’aide d’un hémocytomètre, comptez d’abord le nombre total de protoplastes à l’aide de la microscopie à fond clair. Ensuite, comptez la fraction de protoplastes fluorescents sous lumière UV. Centrifuger les protoplastes pendant 3 min à 100 x g à température ambiante.NOTE: Les protoplastes sont maintenant prêts pour des applications en aval telles que l’extraction d’ARN avec du phénol et de l’isothiocyanate de guanidine.

Representative Results

Le tissu le mieux adapté à l’isolement du protoplaste est constitué des deuxième et troisième feuilles des plantules âgées de 10 à 11 jours (figure 1). Dans ce travail, nous avons obtenu environ 10 millions de protoplastes à partir de 16 sections de feuilles, chacune mesurant 10 cm de long. Le nombre de protoplastes isolés dépend de la masse du matériau foliaire et de la largeur des tranches de feuilles digérées dans la solution enzymatique. Sous un microscope à lumière claire, les protoplastes intacts apparaissent à peu près sphériques, avec des plastes mouchetant la surface (Figure 2A). Avant de procéder à la transfection, la viabilité peut être vérifiée en colorant une petite partie aliquote de protoplastes avec du diacétate de fluorescéine (FDA). Les protoplastes colorés par la FDA qui deviennent fluorescents sous la lumière UV sont considérés comme viables (Figure 2B,C). Tous les protoplastes qui semblent intacts ne sont pas encore viables, et certains protoplastes viables peuvent être en train de mourir par évapocuolation (figure 2C). Dans ces cellules, la vacuole gonfle et finira par être éjectée de la membrane cellulaire. La figure 3 montre des protoplastes transformés avec pJT01, un plasmide d’expression de maïs de 4,3 kb dérivé de CD3-911 (ABRC)15. La transfection entraîne l’expression de sGFP marqué avec un signal de localisation nucléaire C-terminal de c-Myc (Figure 3A). La proportion de protoplastes exprimant le sGFP a été mesurée au cours de plusieurs expériences à l’aide d’un hémocytomètre. L’efficacité médiane de transfection obtenue par cette méthode était de 40 % après une incubation de nuit (n = 9, figure 4, tableau 1), ce qui est comparable aux méthodes publiées précédemment15. Selon l’application expérimentale, si le plasmide ou la bibliothèque plasmidique n’a pas de rapporteur fluorescent, il est recommandé d’inclure un témoin positif pour confirmer la transfection. Figure 1 : Plantules de maïs étiolées représentatives cultivées dans l’obscurité pendant 10 jours après la germination. Les flèches indiquent les deuxième et troisième feuilles, qui conviennent le mieux au protoplasting. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 2 : Microscopie à fluorescence de la viabilité du protoplaste après isolement. (A) Image en fond clair des protoplastes immédiatement après l’isolement. (B) Le signal de fluorescence des protoplastes colorés par la FDA. (C) Chevauchement du fond clair et de la fluorescence montrant les protoplastes viables. La flèche montre un protoplaste en cours d’évacuation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 3 : Microscopie à fluorescence de protoplastes transfectés avec sGFP. (A) Image en fond clair des protoplastes après transfection. (B) Le signal de fluorescence des protoplastes transfectés dans le canal GFP. (C) Chevauchement du fond clair et de la fluorescence montrant les protoplastes transformés. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 4 : Pourcentage de protoplastes présentant une fluorescence GFP après 16 h d’incubation. L’efficacité de la transfection variait d’un essai indépendant à l’autre, l’efficacité la plus faible étant d’environ 20 % et la plus élevée proche de 50 %. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Procès Cellules GFP comptées Nombre total de cellules comptées Pourcentage GFP 1 104 261 39.8 2 148 298 49.5 3 84 258 32.6 4 137 271 50.6 5 127 299 42.5 6 107 235 45.5 7 83 360 23.1 8 134 549 24.4 9 61 201 30.3 Méchant 109 304 36 Écart type 29 102 10 Tableau 1 : Efficacité représentative de la transfection du protoplaste. Données de neuf essais protoplasting récents dans le laboratoire des auteurs. Fichier supplémentaire 1 : fichier texte au format GenBank avec la séquence de pJT01. Un plasmide d’expression sGFP de 4,3 kb sert de témoin positif dans les protoplastes de maïs transfectés. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Comme indiqué précédemment, la qualité du matériel végétal utilisé pour la protoplastivité est essentielle pour obtenir des protoplastes de haute qualité16,17,18. Il est crucial de sélectionner des feuilles saines et sans tache. Ce travail a utilisé le cultivar de maïs de recherche populaire B73. Nous n’avons pas testé d’autres cultivars. Les plants de maïs utilisés pour ce protocole ont été cultivés dans l’obscurité parce que les feuilles étiolées produisent des protoplastes avec une plus grande viabilité 16 h après la transfection par rapport aux protoplastes à partir de feuilles vertes. Pour les applications qui ne nécessitent pas d’incubation de nuit, il serait possible d’utiliser du matériel foliaire vert ou vert.

Une étape critique consiste à couper correctement le matériau foliaire en fines tranches avant la digestion enzymatique. Ce processus augmente la surface d’exposition des cellules mésophylles à la solution enzymatique, ce qui augmente le nombre de protoplastes récupérés. Les extrémités distales des feuilles sont jetées et les tranches minces (≤1 mm) sont coupées avec de nouvelles lames de rasoir, qui sont immédiatement éteintes lorsqu’elles commencent à ternir. Pour une quantité donnée de tissu, des tranches plus minces donnent plus de protoplastes à condition que la bonne technique soit utilisée pour minimiser l’écrasement des feuilles.

Il est également important de laver correctement les protoplastes, car ils sont assez délicats après avoir subi l’ablation de la paroi cellulaire. Après la digestion, toutes les solutions sont conservées sur la glace et les protoplastes sombres sont protégés de la lumière. L’osmolarité et le pH sont tamponnés en effectuant les lavages en solution MMG. Pour isoler les protoplastes des débris cellulaires moins denses, la centrifugation a lieu à 100 x g. Les protoplastes centrifugés à 200 x g présentent une viabilité similaire après l’isolement, mais une viabilité plus faible le lendemain, et ils se transforment environ la moitié aussi. Nous recommandons de vérifier la viabilité des protoplastes en les colorant avec du diacétate de fluorescéine (FDA) immédiatement après l’isolement; La viabilité normale varie entre 70% et 90%. Les protoplastes dont la viabilité est inférieure à 40 % après isolement produisent peu de transformants.

L’enrobage et le lavage sont plus faciles lorsque vous travaillez avec de nombreux protoplastes car une pastille clairement visible est obtenue après la transfection. Pour cette raison, la transfection est réalisée avec 1 million de protoplastes ou plus. Lors de la mise à l’échelle du protocole, un récipient de taille appropriée doit être choisi pour les étapes d’incubation (tube à centrifuger de 1,5 mL, 15 mL ou 50 mL), et le volume de solution utilisé pour les étapes de lavage doit être mis à l’échelle en conséquence. Dans tous les cas, il est avantageux de centrifuger dans ≤10 mL d’aliquotes pour s’assurer que les protoplastes ne restent pas dans le surnageant. Une innovation de ce protocole est la suppression de l’étape d’incubation et de lavage de 1 h dans la solution W5 qui est répertoriée dans d’autres protocoles14,19, ce qui s’est avéré inutile entre nos mains.

Comme on l’a vu dans d’autres études, la quantité et la qualité de l’ADN sont toutes deux essentielles à la réussite de la transfection19. Pour les plasmides de l’ordre de 4 à 6 kb, 15 μg d’ADN sont utilisés pour 1 million de protoplastes. Des préparations d’ADN de mauvaise qualité peuvent entraîner une viabilité réduite après la transfection, nous vous recommandons donc d’utiliser un kit d’extraction d’ADN commercial lors de l’isolement des plasmides des bactéries. L’incubation des protoplastes pendant la nuit se fait à température ambiante dans l’obscurité pour permettre la transcription du plasmide ou de la bibliothèque plasmidique tout en minimisant le stress. Après une incubation de nuit, environ la moitié du nombre de protoplastes transfectés à l’origine est récupérée. Les protoplastes sont dilués à une concentration de 500 à 1 000 cellules/μL pour une incubation de nuit. Les protoplastes laissés à incuber pendant la nuit à des concentrations supérieures à 1 000 cellules/μL ont des taux de récupération et une viabilité plus faibles. À des concentrations plus élevées, les débris de protoplastes endommagés et morts peuvent contribuer à la mort des protoplastes voisins. Le lavage des protoplastes après une incubation nocturne sert à la fois à éliminer ces débris et à éliminer l’excès de plasmide.

De tels protocoles ont la limitation que toutes les espèces végétales ou tous les types de tissus ne se prêtent pas au protoplasting. De plus, des différences d’expression génique peuvent être induites par le processus de protolasticité.

En résumé, nous avons détaillé un protocole simple et évolutif pour isoler et transfecter des millions de protoplastes viables de la culture agricole de base Z. mays. Cette méthode peut transfecter beaucoup plus de protoplastes en utilisant le PEG, avec une efficacité de transformation presque aussi élevée que les méthodes basées sur l’électroporation15. Le plus grand nombre net de transformants permet de tester des centaines ou des milliers de constructions dans des expériences à grande échelle telles que des tests rapporteurs massivement parallèles12,13. Les futures expériences à l’échelle du génome sur le maïs permettront aux scientifiques de mieux comprendre l’expression et la régulation des gènes du maïs.

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu par le National Human Genome Research Institute Interdisciplinary Training in Genomic Sciences (T32 training grant no. HG000035 to J.T.) et le National Institute of Health (NIGMS 1R35GM139532 to C.Q.) et par la National Science Foundation (RESEARCH-PGR IOS-1748843 et PlantSynBio 2240888 to CQ). Nous remercions Andrea Gallovatti de l’Université Rutgers pour le don des semences de maïs.

Materials

1.5 mL graduated microcentrifuge tubes VWR 490004-444
15 mL Falcon conical centrifuge tube Corning 05-527-90
250 mL Pyrex glass beaker Fisher 50-121-5005
40 um nylon mesh cell strainer Fisher 22363547
50 mL Falcon tube Corning 14-432-22
72 cell propagation tray T.O. Plastics 725607C
Aluminum foil VWR 89107-732
Bell jar Bel-Art F42022-0000
Benchtop centrifuge Eppendorf 5424-R
Beta-mercaptoethanol Sigma-Aldrich M6250-250ML Dissolve in ultrapure H2O to make a 1M stock solution. Store at room temperature.
Bovine serum albumin Sigma-Aldrich A2153
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O) PhytoTech Labs C135 Dissolve in ultrapure H2O to make a 1M stock solution. Store at room temperature.
Cellulase Onozuka R-10 Duchefa Biochemie C8001.0010
D-Mannitol PhytoTech Labs M562
Dissecting scope Reichert Microstar IV
Fluorescein Diacetate (FDA) Thermofischer Scientific F1303 Dissolve in acetone at 0.5% weight/volume to make a 1000X stock solution. Protect from light and store at -20 °C.
Fluorescence Illumination Systems Prior Lumen200
Fluorescence microscope Leica MDG36
High-capacity centrifuge Eppendorf 5810 R
Macerozyme Duchefa Biochemie M8002.0005
Magnesium chloride (MgCl2) Sigma-Aldrich M292-1KG Dissolve in ultrapure H2O to make a 1M stock solution. Store at room temperature.
Maize seeds B73 USDA-ARS https://npgsweb.ars-grin.gov/gringlobal/accessiondetail?accid=PI+550473
Medium binder clip Uline S-24649
MES Sigma-Aldrich M5287-250G Dissolve in ultrapure H2O to make a 1M stock solution. Adjust pH to 5.7 using KOH. Protect from light and store at room temperature.
Micropipette 20-200 uL Gilson F123601G
Nanodrop microvolume spectrophotometer Thermofischer Scientific ND-1000
NEB 5-alpha competent E. coli New England BioLabs C2987H
Neubauer hemocytometer Daigger Scientific EF16034F
No. 9 Single-edge razor blade Excel 20009
Orbital shaker VWR 89032-104
Poly(ethylene) glycol 4,000 Sigma-Aldrich 81240-1KG
Potassium chloride (KCl) Sigma-Aldrich P9541-1KG Dissolve in ultrapure H2O to make a 1M stock solution. Store at room temperature.
Professional Grade Vermiculite NK Lawn & Garden G208
Round-bottom glass centrifuge tube 30 mL Kimble Chase 45500-30
Rubber adapter for Corex centrifuge tubes Corning CLS8445AO
Sphagnum peat moss Premier Horticulture 0128P
TRIzol Reagent Thermofischer Scientific 15596018
Tygon vacuum tubing VWR 76336-844
Vacuum gauge Wika 4269978
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References

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Citer Cet Article
Tonnies, J., Mueth, N. A., Gorjifard, S., Chu, J., Queitsch, C. Scalable Transfection of Maize Mesophyll Protoplasts. J. Vis. Exp. (196), e64991, doi:10.3791/64991 (2023).
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