Summary

자궁내막 탈락 연구를 위한 난소 절제술을 이용한 마우스 인공 탈락 모델의 생성

Published: July 27, 2022
doi:

Summary

여기서는 자궁내막 탈락 연구 분야의 대표적인 자궁내막 탈락 실험인 난소 절제된 마우스를 이용하여 인공 탈락 모델을 생성하는 방법을 설명합니다.

Abstract

자궁 내막 탈락은 월경 및 임신과 밀접한 관련이있는 자궁 내막의 독특한 분화 과정입니다. 탈락 장애는 불임, 재발성 유산 및 조산과 같은 다양한 자궁내막 장애를 유발합니다. 생식 연구에서 자궁내막 탈락 모델의 개발 및 사용은 오랫동안 생식 연구자들에게 하이라이트였습니다. 마우스는 번식 및 탈락을 연구하는 데 광범위하게 사용되었습니다. 탈락화와 관련하여 잘 정립된 세 가지 마우스 모델, 즉 자연 임신 탈락(NPD), 인공 탈락화(AD) 및 시험관 내 탈락화(IVD)가 있습니다. 그 중 AD는 구현하기 쉽고 NPD에 가까운 마우스 탈락화에 대한 신뢰할 수 있는 모델로 간주됩니다. 이 논문은 난소 효과를 피하기 위해 난소 절제술을 통한 마우스 인공 탈락 모델의 생성 및 적용 과정의 수정된 방법에 초점을 맞추고 있으며, 이는 그룹 내 작은 분산으로 재현성이 높은 결과를 얻을 수 있습니다. 이 방법은 자궁내막 탈락 연구를 위한 훌륭하고 신뢰할 수 있는 동물 모델을 제공합니다.

Introduction

인간 보조 생식 기술의 발달로 현재 체외 수정-배아 이식(IVF-ET)의 임상 임신율은 자연 임신에 도달하거나 심지어 초과했습니다. 그럼에도 불구하고 보조 생식 임상 실습에 있는 많은 환자들은 여전히 여러 번의 배아 이식을 받지만 원하는 대로 임신을 달성하지 못합니다. 그러나 그 구체적인 분자 메커니즘은 여전히 불분명하므로 임상 개입은 효과가 없으며 이는 생식 의학이 직면한 중요한 과제 중 하나입니다 1,2.

자궁내막 인자는 IVF 실패 원인의 약 2/3를 차지한다3. 인간 배아 착상은 위치 지정, 접착 및 침습의 세 단계로 나뉩니다 4,5,6. 산모 자궁 내막은 배아의 도착을 충족시키기 위해 일련의 변화를 겪습니다. 착상 “창 기간”을 형성하는 것은 배아 이식에 유리한 조건을 제공한다 7,8.

대부분의 포유류에서 배반포가 자궁의 내강 상피에 부착 된 후 배반포를 둘러싼 간질 세포가 빠르게 증식하고 분화하기 시작하고 중간엽의 빠른 리모델링으로 모양과 기능이 바뀌어 배아 이식이 이루어진다 5,9,10. 부위의 부피와 무게가 급격히 증가하면 배반포가 자궁 기질에 박히게 되는데, 이 과정을 탈락화(decidualization)라고 한다 11. 자궁내막 기질은 임신을 준비하기 위해 분화하고 개조하는 반면, 기질 세포의 전이는 탈락 세포가 기능을 수행할 수 있는 공간과 새로운 신호 연결을 제공합니다12,13. 기질 세포는 탈락 세포로 변형되어 프로락틴(PRL), 인슐린 유사 성장 인자 결합 단백질 1(Igfbp1) 등과 같은 많은 상징적 인자를 분비합니다. 연구에 따르면 비정상적인 탈락이 배아 이식 실패의 주요 원인 중 하나이지만 비정상적인 탈락의 원인은 여전히 불분명하며 더 많은 설명이 필요합니다 1,14.

마우스 인공 탈락 모델은 탈락의 기초가 되는 생리학적 과정과 분자 메커니즘을 연구하는 데 필수적입니다. 인공 탈락 (AD)은 주로 임신 또는 생리주기를 시뮬레이션하기 위해 인공적인 방법으로 확립 된 자궁 내막 탈락 과정을 말합니다. 형태학적인 측면에서, 임신 탈락과 인공 탈락 사이에는 전반적인 차이가 거의 없다15,16. 자궁 땀샘은 탈락 형성 전에 자궁 내막에 존재하며 탈락 후 사라집니다. 유전자 발현과 관련하여 자연 임신 탈락(NPD)과 AD15 사이에는 약간의 차이만 확인됩니다. 결과적으로, 생쥐의 인공 탈락 모델은 인간 생식 질환의 알려지지 않은 병인과 새로운 치료법을 탐구하기 위해 임신 탈락을 시뮬레이션할 수 있습니다.

NPD, AD 및 시험관 내 탈락화(IVD)는 마우스 탈락을 달성하기 위한 세 가지 방법입니다. NPD 모델은 자연 임신에 의존하며 배아의 영향을 포함하여 산모의 생리적 상태에 가장 가깝습니다. 착상 부위와 비 착상 부위의 차이점을 비교하는 것은 탈락을 연구하는 데 더 생리학적이고 편리한 접근 방식입니다. AD 모델은 배아의 영향을 피하기 위해 정관 수술을 받은 수컷과 교미한 가임신한 암컷 마우스에서 탈락을 유도하기 위해 각성제로 참기름을 자궁 내 주사하여 개발되었습니다. NPD와 AD 모델은 서로 다른 연구 목적에서 필수적인 역할을 하지만 모체 호르몬 대사의 다양한 활동으로 인한 짝짓기 실패와 그룹 내 차이를 피할 수는 없습니다. IVD는 세포 수준에서 에스트로겐과 프로게스테론을 병용하여 치료하는 방법으로보다 엄격한 실험 조건과 작동 능력이 필요합니다. 그러나, 시험관내 모델은 생리학적 조건15 하에서 탈락 반응을 완전히 시뮬레이션할 수 없다. 따라서 우리는 탈락에 대한 내인성 호르몬의 영향을 줄이기 위해 전통적인 AD에서 변형된 간단하고 개선된 유도 방법을 제안합니다. 탈락 유도의 성공을 보장함으로써 생리적 상태에 더 가깝고 배아 인자를 배제해야 하는 실험에 더 적합합니다.

Protocol

설명된 모든 동물 실험은 난징 대학 의과대학 부속 드럼 타워 병원 동물 사용 및 관리 위원회(제20171202호)의 승인을 받았습니다. 모든 작업은 적절한 동물 관리 및 사용 기관 및 국가 지침을 따릅니다. 참고: 마우스는 온도 22°C ± 1°C, 상대 습도 50% ± 1%, 명암 주기 12시간/12시간, 음식과 물에 대한 자유로운 접근이 가능한 특정 병원체가 없는(SPF) 환경에서 자랐습니다. <p class="…

Representative Results

마우스 탈락 모델 지수에는 자궁의 일반적인 형태, 탈락 및 비탈락 자궁의 질량 비율, 자궁내막의 조직학적 형태 및 탈락 마커 분자의 발현 수준이 포함됩니다. 기름에 의해 유도 된 생쥐의 인공 탈락 자궁의 일반적인 형태는 임신 중 자궁의 형태에 더 가깝습니다. 자궁체가 두꺼워지고 자궁강이 비 유도 측보다 작아집니다. 유도된 자궁 뿔의 부피와 무게는 유도되지 않은 쪽의 부피와 무게보다 훨…

Discussion

생쥐의 탈락은 배아의 존재에 따라 자발적인 과정이며, 이는 인간과 다릅니다. 그러나 유리 구슬의 자궁 주입 및 자궁 열상과 같은 인공 자극은 배아 대신 자궁 내막의 탈락을 유도 할 수 있음이 밝혀졌습니다. 또한 연구자들은 스테로이드 호르몬, 프로스타글란딘 및 성장 억제 인자를 자궁강에 주입하는 것과 같은 많은 요인이 탈락을 유도하거나 탈락에 참여할 수 있음을 발견했습니다<sup class="xr…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

저자는 중국 국립 자연 과학 재단(82001629, XQS), 장쑤성 자연 과학 재단 청소년 프로그램(BK20200116, XQS) 및 장쑤성 박사후 연구 기금(2021K277B, XQS)의 지원에 감사드립니다.

Materials

Estrogen Sigma E2758 Hormone supplement
Progesterone Sigma P0130 Hormone supplement
Sesame oil  Sigma S3547 Hormone supplement
Sodium pentobarbital  Dainippon Sumitomo Pharma Co.,Ltd. Anaesthesia
Meloxicam injection Qilu Animal Health Products Co., Ltd Analgesia
Alkaline phophatase stain kit(kaplow's/azo coupling method) Solarbio G1480 Alkaline phophatase stain
Eosin Servicebio G1005-2 HE stain
Hematoxylin Servicebio G1005-1 HE stain
ChamQ Universal SYBR qPCR Master Mix Vazyme Q711-02 qPCR
70% ethanol Lircon ZH1120090 Disinfect
Iodophor Runzekang RZK-DF Disinfect
Erythromycin Eye Ointment Guangzhou Baiyunshan Mice eyeball protect
4-0 suture Ethicon W329 Incision suture
10% formalin Yulu L25010118 Tissue fix
Optimal cutting temperature compound Sakura 4583 Ssection
Trizol reagent Ambion 15596018 qPCR

References

  1. Carson, S. A., Kallen, A. N. Diagnosis and management of infertility: A review. JAMA. 326 (1), 65-76 (2021).
  2. Yatsenko, S. A., Rajkovic, A. Genetics of human female infertility dagger. Biology of Reproduction. 101 (3), 549-566 (2019).
  3. Sang, Y., Li, Y., Xu, L., Li, D., Du, M. Regulatory mechanisms of endometrial decidualization and pregnancy-related diseases. Acta Biochimica et Biophysica Sinica. 52 (2), 105-115 (2020).
  4. Ng, S. W., et al. Endometrial decidualization: The primary driver of pregnancy health. International Journal of Molecular Sciences. 21 (11), 4092 (2020).
  5. Birgit, G., Brosens, J. J. Cyclic decidualization of the human endometrium in reproductive health and failure. Endocrine Reviews. 35 (6), 851-905 (2014).
  6. Owusu-Akyaw, A., Krishnamoorthy, K., Goldsmith, L. T., Morelli, S. S. The role of mesenchymal-epithelial transition in endometrial function. Human Reproduction Update. 25 (1), 114-133 (2019).
  7. Paulson, E. E., Comizzoli, P. Endometrial receptivity and embryo implantation in carnivores-commonalities and differences with other mammalian species. Biology of Reproduction. 104 (4), 771-783 (2021).
  8. Kelleher, A. M., Milano-Foster, J., Behura, S. K., Spencer, T. E. Uterine glands coordinate on-time embryo implantation and impact endometrial decidualization for pregnancy success. Nature Communications. 9 (1), 2435 (2018).
  9. Tian, J., et al. Attenuated monoamine oxidase a impairs endometrial receptivity in women with adenomyosis via downregulation of FOXO1dagger. Biology of Reproduction. 105 (6), 1443-1457 (2021).
  10. Large, M. J., DeMayo, F. J. The regulation of embryo implantation and endometrial decidualization by progesterone receptor signaling. Molecular and Cellular Endocrinology. 358 (2), 155-165 (2012).
  11. Dunn, C. L., Kelly, R. W., Critchley, H. O. Decidualization of the human endometrial stromal cell: an enigmatic transformation. Reproductive BioMedicine Online. 7 (2), 151-161 (2003).
  12. Zhu, H., Hou, C. C., Luo, L. F., Hu, Y. J., Yang, W. X. Endometrial stromal cells and decidualized stromal cells: Origins, transformation and functions. Gene. 551 (1), 1-14 (2014).
  13. Jose, R. M., et al. Endometrial and decidual stromal precursors show a different decidualization capacity. Reproduction. 160 (1), 83-91 (2020).
  14. Pan-Castillo, B., et al. Morphophysical dynamics of human endometrial cells during decidualization. Nanomedicine. 14 (7), 2235-2245 (2018).
  15. Wang, C., et al. Comparative analysis of mouse decidualization models at the molecular level. Genes. 11 (8), 935 (2020).
  16. De Clercq, K., Hennes, A., Vriens, J. Isolation of mouse endometrial epithelial and stromal cells for in vitro decidualization. Journal of Visualized Experiments. (121), e55168 (2017).
  17. Kerger, H., et al. Microvascular oxygen delivery and interstitial oxygenation during sodium pentobarbital anesthesia. Anesthesiology. 86 (2), 372-386 (1997).
  18. Filant, J., Spencer, T. E. Endometrial glands are essential for blastocyst implantation and decidualization in the mouse uterus. Biology of Reproduction. 88 (4), 93 (2013).
  19. Sheng, X., et al. The mitochondrial protease LONP1 maintains oocyte development and survival by suppressing nuclear translocation of AIFM1 in mammals. EBioMedicine. 75, 103790 (2022).
  20. Grogg, E., Pearse, A. G. Coupling azo dye methods for histochemical demonstration of alkaline phosphatase. Nature. 170 (4327), 578-579 (1952).
  21. Labarta, E., et al. Analysis of serum and endometrial progesterone in determining endometrial receptivity. Human Reproduction. 36 (11), 2861-2870 (2021).

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Citer Cet Article
Zhang, Y., Zhang, Z., Kang, N., Sheng, X. Generation of a Mouse Artificial Decidualization Model with Ovariectomy for Endometrial Decidualization Research. J. Vis. Exp. (185), e64278, doi:10.3791/64278 (2022).

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