Administración de terapias cardioactivas en un modelo de infarto de miocardio porcino

Todos los experimentos se realizaron siguiendo el “código australiano para el cuidado y uso de animales con fines científicos” y fueron aprobados por el Comité de Ética Animal del Distrito de Salud Local de Western Sydney. Para el presente estudio se utilizaron primerizas blancas x autóctonas prepúberes, con un peso de 18-20 kg. 1. Ganadería Aloje a los animales de acuerdo con las regulaciones del comité local de ética animal.NOTA: Los animales incluidos en este protocolo se alojan individualmente para evitar peleas y lesiones y garantizar que no haya competencia por la comida. Sin embargo, todos los animales podían ver, oír y oler a sus congéneres. Sus corrales tienen pisos de concreto para facilitar la limpieza y tienen una parte protegida tanto en el interior como en el exterior. A los cerdos se les proporciona ropa de cama de paja en la parte interior y “juguetes” de enriquecimiento en la parte exterior. 2. Sedación y anestesia general SedaciónAsegúrese de que el animal haya estado en ayunas durante al menos 12 horas antes de comenzar cualquier sedación fuerte o anestesia general. Si el animal aún no tiene acceso vascular en forma de vía central, utilice un protocolo de sedación intramuscular. La sedación intramuscular consiste en 8 mg/kg de ketamina, 0,3 mg/kg de midazolam, 0,2 mg/kg de metadona y 10 μg/kg de medetomidina (ver Tabla de materiales). Administrar esta mezcla en la musculatura epaxial del animal con una aguja de 21 G. En promedio, los animales tardan entre 5 y 10 minutos en estar muy sedados.NOTA: Un cerdo estresado es más resistente a la sedación; Asegúrese de que un cuidador tranquilo y confiado seda al animal y que el animal no esté excesivamente estresado. Si el animal se estresa, lo mejor es dejarlo solo durante 5-10 minutos y volver a intentarlo. Realizar sedación intravenosa si se coloca una vía central y es permeable. La sedación intravenosa consiste en 2 mg/kg de ketamina, 0,2 mg/kg de midazolam, 0,2 mg/kg de metadona y 2 μg/kg de medetomidina. Enjuague primero la vía intravenosa con cloruro de sodio al 0,9% para asegurar la permeabilidad. Luego, empuje lentamente la mitad de la jeringa mezclada a través de la línea y enjuague con cloruro de sodio al 0,9%. Observe al animal, que debe estar fuertemente sedado dentro de los 20-30 s. Si el animal aún no está sedado, enjuague la mitad restante de la jeringa, como se describe en el paso 2.1.5. Acceso vascularUna vez que esté adecuadamente sedado, transporte al cerdo al quirófano. Preoxigenar al cerdo con una mascarilla y un caudal de oxígeno de 5 L/min. Conecte un oxímetro de pulso a la cola, las orejas o la lengua del cerdo para monitorear al animal en todo momento. Con una cánula de 22 o 24 G, acceda a las venas marginales del oído izquierdo y derecho y asegúrelas con cinta adhesiva. Anestesia generalColoque al cerdo en decúbito esternal. Administrar 1-3 mg/kg de propofol (ver Tabla de Materiales) por vía intravenosa como un empuje lento ajustado al efecto. Pídele a un asistente que mantenga la boca del animal abierta (la mandíbula debe estar floja en esta etapa) y extienda el cuello. Use un laringoscopio (ver Tabla de materiales) para presionar la base de la lengua y la epiglotis para exponer los cartílagos aritenoides de la laringe. Pase un tubo endotraqueal lubricado (tamaño 5.5 o 6.0; ver Tabla de materiales) con un estilete a través de los cartílagos aritenoides y dentro de la tráquea. Ocasionalmente, se puede sentir resistencia al pasar a través de la laringe; Esto se puede contrarrestar con una rotación suave del tubo endotraqueal. Si el animal se resiste a la intubación, administre más propofol por vía intravenosa. Retire el estilete del tubo endotraqueal. Infle el manguito del tubo endotraqueal hasta que esté satisfecho de que no haya fugas de aire alrededor del tubo. Generalmente, se requieren 4-6 mL de aire, aunque el volumen puede variar según el tamaño del tubo y el animal. Asegure el tubo endotraqueal detrás de las orejas del animal. Conecte al animal a un circuito de anestesia de reinhalación con función de ventilación con control de volumen. Cuando el animal esté conectado, haga que el ventilador esté apagado.NOTA: Asegúrese de que, en todo momento, la válvula limitadora de presión ajustable (APL) o “válvula de salida” esté abierta. Si no se deja la válvula abierta, el animal puede sufrir un barotrauma mortal. Reducir el caudal de oxígeno del circuito anestésico a 2 L/min. Ponga el ventilador de presión positiva en el modo de “control de volumen”. Ajuste el volumen corriente a 10 ml/kg y la frecuencia respiratoria a 20 respiraciones/min. Asegúrese de que la relación inspiratorio:espiratorio esté establecida en 1:2. A lo largo del procedimiento, manipule la frecuencia respiratoria para asegurarse de que el dióxido de carbono al final de la espiración se encuentre entre 35 y 50 mmHg.NOTA: La presión inspiratoria no debe exceder los 20 cmH2O. Los aumentos en la presión inspiratoria impulsan la investigación de torceduras u obstrucciones en los tubos. Para aliviar el aumento de las presiones que no están asociadas con los tubos, la relación inspiratorio:espiratorio se puede reducir a 1:1,5 y el volumen corriente se puede reducir. Si el animal está hemodinámicamente estable, manténgalo con anestesia inhalante. Si el animal no está hemodinámicamente estable, manténgalo con anestesia intravenosa total, como se describe en el paso 2.3.14.Si al animal se le va a administrar anestesia inhalante, se debe comenzar con isoflurano al 2,5% desde el momento en que se conecta por primera vez el circuito anestésico. A lo largo de los siguientes 30 min, destetar progresivamente al animal a isoflurano inhalado al 1,5%. Mantener al animal con isoflurano al 1,5% hasta el final del procedimiento. Evalúe la profundidad anestésica cada 10 minutos comprobando los reflejos palpebrales y el tono de la mandíbula. Ajuste el isoflurano según sea necesario para mantener la profundidad anestésica. Si el animal es hemodinámicamente inestable, mantenerlo con anestesia intravenosa total, lo que permite un mayor control de la profundidad anestésica sin las complicaciones cardiovasculares asociadas a los agentes anestésicos inhalantes.Prepare bombas de jeringa o bombas de fluido estándar con propofol, fentanilo y midazolam. Conéctelos al animal a través de una línea común.NOTA: El propofol puede funcionar a 0,1-0,6 mg/kg/min, el fentanilo puede funcionar a 1-5 μg/kg/h y el midazolam puede funcionar a 0,05-0,2 mg/kg/h. Al igual que con la anestesia inhalante, se deben ajustar estos fármacos para que surtan efecto durante toda la anestesia y mantengan la profundidad anestésica adecuada. Proporcionar soporte de líquidos intravenosos con cloruro de sodio al 0,9% o solución de Hartmann (ver Tabla de Materiales) a una tasa de 5 mL/kg/h. Monitorizar al animal con mediciones de presión arterial, capnografía, monitorización de gases anestésicos, temperatura, oximetría de pulso y electrocardiografía. A lo largo de cualquier procedimiento, proporcione analgesia adicional en forma de 0,2 mg/kg de metadona por vía intravenosa cada 4 h después de la premedicación.NOTA: La analgesia puede administrarse a intervalos más cortos si el animal muestra signos de dolor mientras está bajo anestesia (taquicardia, disminución de la profundidad anestésica sin cambios en los fármacos de mantenimiento). 3. Colocación de la vía central Coloque al cerdo en decúbito dorsal con las extremidades traseras extendidas, la extremidad anterior izquierda extendida y la extremidad anterior derecha flexionada y asegurada con un lazo. Prepara asépticamente el cuello del cerdo y cúbrelo con una cortina. Utilice una sonda de ultrasonido lineal (ver Tabla de materiales) con una cubierta estéril para localizar la vena yugular derecha. Esto se logra mejor con la sonda orientada perpendicularmente a la tráquea y moviéndola lentamente lateralmente desde la laringe. Habilite el modo Doppler color para ayudar a identificar la vena yugular. La vena yugular se puede distinguir de la arteria carótida demostrando colapsabilidad y flujo continuo y no pulsátil. Utilice una aguja de cocción de 18 g (consulte la tabla de materiales) para acceder a la vena bajo la guía de una ecografía. Una vez que se logra el acceso, pase un alambre de punta en J de 0.035 pulgadas (consulte la Tabla de materiales) a través de la aguja y enrósquelo en el recipiente. Retire la aguja sobre el alambre. Pase una línea central previamente lavada sobre el alambre y empújela hacia la vena. Asegúrese de que el cable esté visible saliendo del extremo distal de la línea en todo momento.NOTA: Se utilizó un catéter venoso central de dos lúmenes de 5 Fr (ver Tabla de materiales) para los sujetos que requirieron acceso intravenoso durante un período de 1 a 4 semanas. Si hay dificultad para hacer avanzar la vía a través de la piel, utilice un bisturí n.º 11 para crear una pequeña incisión de 2-4 mm para facilitar el paso de la vía sobre el alambre. Aplique presión negativa seguida de un lavado a cada línea externa para garantizar la permeabilidad. Sujete cada línea. Fije los anclajes provistos a las líneas externas y asegúrelos en su lugar con suturas no solubles 2-0 o 3-0 (consulte la Tabla de materiales). Coloque suturas adicionales para asegurar las líneas externas dorsalmente para evitar que el animal las muerda. Conecte las líneas de extensión enrojecidas a las líneas externas del catéter y sujételas con una pinza. Coloque al animal una chaqueta de cerdo comercial (consulte la Tabla de materiales) y asegure las líneas en el interior. Si aún no se han realizado otros procedimientos durante la misma anestesia, coloque la chaqueta justo antes de la recuperación del animal. 4. Infarto de miocardio NOTA: Los animales utilizados en este modelo recibieron un infarto de miocardio siguiendo un método previamente publicado7. Realizar el infarto de miocardio 2 semanas antes de los procedimientos de inyección transepicárdica y transendocárdica 8,9,10. El implante de minibomba osmótica se realizó inmediatamente después de la reperfusión coronaria dentro del mismo procedimiento. 5. Administración de fármacos o células Toracotomía e inyección de células epicárdicasAdministrar antibióticos profilácticos intravenosos en forma de 22 mg/kg de cefazolina (ver Tabla de Materiales). Continúe cada 90 minutos durante todo el procedimiento. Coloque al animal en la posición de decúbito lateral derecho. Aplique un parche de fentanilo de 100 μg/h (consulte la Tabla de materiales) en el plano plano detrás de las orejas del cerdo. Cubra con un apósito adhesivo o sutura 2-0.NOTA: Este parche se considera “activo” 12 h después de su colocación, y proporciona analgesia durante 72 h. Configure el cableado y los parches del sistema de mapeo electroanatómico siguiendo las especificaciones del producto (consulte la Tabla de materiales). Marque una línea horizontal de 10 cm entre las costillas 4 y 5 en el animal con un crayón o marcador quirúrgico. Preparar una mezcla de lidocaína (2 mg/kg) y bupivacaína (1 mg/kg) en una sola jeringa con aguja de 25 G. Prepare asépticamente el sitio quirúrgico y cubra al animal. Realice un bloqueo cutáneo de la vía en el sitio de la incisión marcado insertando la aguja en la piel en un ángulo poco profundo, retirando ligeramente el émbolo para asegurarse de que no haya reflujo de sangre en la jeringa e inyectando lentamente la solución a medida que la aguja se retira de la piel. Repita este proceso mientras avanza por la línea.NOTA: Se debe aplicar presión negativa a la jeringa en cada nuevo sitio de inyección para garantizar que la bupivacaína no se administre por vía intravascular. La bupivacaína intravascular puede ser rápidamente mortal. Con un bisturí n.º 22, haga una incisión en la piel de 10 cm a lo largo de la línea marcada. Usando cauterio monopolar (ver Tabla de Materiales), profundice la incisión a través de las capas musculares subyacentes hasta que se hayan alcanzado los músculos intercostales. Preparar una jeringa estéril de 0,5 mg/kg de bupivacaína y 1 mg/kg de lignocaína, y colocar una aguja de 25 G. Inserte la aguja en un ángulo poco profundo en el borde caudal de la cuarta costilla. Aplique presión negativa sobre el émbolo para asegurarse de que la aguja no haya pasado a través de la vena o arteria intercostal. Inyecte lentamente una cuarta parte del volumen de la jeringa mientras mantiene la aguja inmóvil. Repita el paso 5.1.12 en tres lugares más, separados por 3-5 cm a lo largo del borde caudal de la cuarta costilla. Utilice las tijeras Metzenbaum (ver Tabla de materiales) para incidir los músculos intercostales con cuidado, luego incidir la pleura después de la confirmación con el anestesista. A medida que se incide la pleura, apague el ventilador para permitir que los pulmones se separen de la pleura. Una vez realizada la incisión, vuelva a encender el respirador y ajuste la presión positiva al final de la espiración a 4 cmH2O. Coloque retractores de costillas autoretenedores entre las costillas y ábralos lentamente para exponer el corazón. Con unas pinzas de tejido, agarre suavemente el pericardio e incida con unas tijeras Metzenbaum para exteriorizar el corazón.NOTA: Durante este paso y los siguientes, las arritmias son comunes. El ECG debe ser monitoreado de cerca, y cualquier manipulación cardíaca debe detenerse temporalmente si el animal se vuelve hemodinámicamente inestable (presión arterial media por debajo de 55 mmHg). Los bolos intravenosos de metaraminol (0,25 mg) deben administrarse según sea necesario para mejorar la presión arterial. Coloque suturas temporales de 2-0 en ambos extremos y lados de la incisión pericárdica para fijarla a la pared torácica y crear un pozo pericárdico. Asegúrese de que los lados del pericardio estén apoyados para que el pozo pericárdico sea lo más superficial posible. Use hisopos humedecidos o esponjas de laparotomía para empacar la región que rodea el corazón. Esto ayudará a mantener el corazón estable y evitará la sequedad de los tejidos expuestos. Extraiga el vértice del corazón desde el interior de la cavidad pericárdica con un dedo índice detrás del ventrículo izquierdo. Tenga cuidado de minimizar la compresión del ventrículo izquierdo.NOTA: Un corazón sano puede latir cómodamente con el vértice apuntando verticalmente, sentado sobre su base con un apoyo suave pero sin compresión. Hay una disminución inicial de la presión arterial asociada a la manipulación, pero esta debe recuperarse a un nivel aceptable en ausencia de compresión ventricular externa.Si la recuperación es nula o muy lenta en 15 s, regrese el corazón inmediatamente a la cavidad pericárdica y tome las medidas necesarias para mejorar los parámetros hemodinámicos antes de una nueva luxación.NOTA: Si el ventrículo se puede dislocar, se puede mantener la posición del ápice fuera del pericardio colocando compresas de gasa del tamaño adecuado dentro del pericardio para sostener el ventrículo. Del mismo modo, se puede colocar un hisopo alargado y humedecido debajo de la base del corazón, donde actúa como un “cabestrillo” que guía el ápice cardíaco hacia arriba, hacia la incisión (Figura 1A). Cree un mapa de voltaje electroanatómico de la superficie epicárdica del ventrículo izquierdo utilizando un catéter de mapeo electrofisiológico (Figura 1B). Identifique las cicatrices, los bordes y las zonas remotas mediante cortes de voltaje estándar.NOTA: La cicatriz y la zona remota se definieron con puntos de corte bipolares de 1,5 mV, y puntos de corte unipolares de 8,3 mV, respectivamente11,12. Doble la aguja de la jeringa de administración terapéutica de 27 G en un ángulo aproximado de 80-90°. Haga avanzar la aguja en el tejido objetivo en un ángulo poco profundo y aplique presión al émbolo de la jeringa para descargar de 1/4 a 1/3 del volumen total. Se debe observar el blanqueamiento del tejido (Figura 1C). Utilice el catéter de mapeo electrofisiológico para anotar la ubicación del lugar de la inyección en el mapa de voltaje epicárdico generado (Figura 1D).NOTA: Se utilizaron inyecciones de vehículos consistentes en el medio de cultivo celular (RPMI 1640) con fines de demostración en el protocolo de vídeo. Retire parcialmente la aguja y rediríjala dentro del miocardio. Descargue otro 1/4 a 1/3 del volumen de la jeringa. Continúe hasta que la jeringa esté vacía. Repita los pasos 5.1.20 a 5.1.24 hasta que se haya administrado la dosis deseada. Retire los hisopos que envuelven el corazón y retire suavemente el “cabestrillo” debajo del corazón, para que vuelva a la posición neutral. Las arritmias son comunes durante este paso, y se debe tener precaución como se describe en el paso 5.1.17. Retire las suturas de estancia 2-0 del pericardio. Afloje el retractor y retírelo del tórax. Use suturas de polidioxanona (PDS) de tamaño 1 con una aguja redonda de punta roma para cerrar el tórax pasándola a través de los espacios entre las costillas 3 y 4, y las costillas 5 y 6.NOTA: Las suturas estrechas en forma de ocho proporcionan un efecto de polea para aproximar las costillas. Se deben emplear dos o tres suturas de este tipo, dependiendo del tamaño del animal. Antes de apretar y atar las suturas que se aproximan a las costillas, inserte un trozo corto de tubo de silicona en el borde ventral de la incisión. Coloque el extremo libre del tubo en un recipiente con solución salina estéril para el drenaje sellado bajo el agua de la cavidad pleural. Cierre las capas musculares suprayacentes en un patrón continuo simple con suturas absorbibles 2-0. Cierre la piel en un patrón simple continuo o entrelazado de Ford13 con una sutura no absorbible 2-0 o 3-0. A medida que se completa el cierre de la herida, expulse el aire libre del tórax por efecto de la ventilación con presión positiva.Coloque el ventilador en la configuración de ‘respiración libre’. Utilice la bolsa de depósito en el circuito de reinhalación para proporcionar una presión positiva constante a las vías respiratorias (mantener a 20-30 cmH2O). Continúe esta presión hasta que ya no se observe burbujeo en el recipiente salino, lo que indica que no hay aire libre dentro del tórax. Retire el tubo de silicona. Aplique un apósito adhesivo en el sitio quirúrgico y coloque suturas interrumpidas simples dispersas para ayudar a mantener el apósito en su lugar. En el momento de la recuperación, administrar 0,3 mg/kg de metadona por vía subcutánea y 0,2-0,5 mg/kg de ondansetrón (ver Tabla de materiales) por vía intravenosa. Implante de minibomba osmótica de la vena yugularColoque el animal como se describe en el paso 3.1. Prepare y cubra asépticamente el lado derecho del cuello del animal. Con una hoja de bisturí n.º 22, haga una incisión de 8-10 cm que se extienda cranealmente desde un punto 2-3 cm lateral al manubrium sterni. Esta incisión debe volverse un poco más lateral a medida que se mueve cranealmente. Utilice las tijeras de Metzenbaum para diseccionar los músculos cutáneos colli, sternohyoideus y sternocephalicus. Use técnicas de disección roma para profundizar la incisión hasta que la vena yugular externa sea visible. Coloque retractores de retención automática en la incisión y ábralos para mejorar la visibilidad. Con unas pinzas de tejido marrón Adson (ver Tabla de materiales) y unas tijeras Metzenbaum, retire el tejido blando que rodea la vena yugular, tanto por encima como por debajo (Figura 2A). Este es un paso crucial, ya que en etapas posteriores, el tejido blando que recubre el vaso puede obstruir el paso del tubo de la minibomba. Utilice una sutura absorbible 5-0 a través del extremo caudal expuesto de la vena, aproximadamente a 1 cm craneal del borde visible más caudal del vaso. Pase la sutura en “mordidas” de 5 mm de la siguiente manera: de cráneo a caudal en el lado derecho, de derecha a izquierda y de caudal a cráneo en el lado izquierdo. El patrón resultante debe aparecer como ‘tres lados de un cuadrado’. Asegúrese de que las colas de sutura de ambos extremos tengan la misma longitud. Ensamble la minibomba como se describe en el manual de instrucciones del producto (consulte la Tabla de materiales). Lazo de amarre: lazos vasculares elásticos alrededor del vaso tanto en el extremo craneal como en el caudal. Manténgalos sueltos inicialmente. Pídale a un asistente que ejerza tensión en los lazos vasculares para ocluir el vaso. Con una aguja de 14 G, realice una punción en la vena en el centro del “cuadrado de tres lados” creado con material de sutura (paso 5.2.7; Figura 2B). Enrosque el tubo de la minibomba en la punción. Debe pasar fácilmente al recipiente. Si encuentra resistencia, no siga presionando; En su lugar, saque el tubo y vuelva a intentarlo. Avance el tubo hasta que quede 1-2 cm fuera del recipiente. Apriete el material de sutura alrededor del tubo del catéter y átelo con un simple nudo interrumpido. Pídale al asistente que suelte y retire las ataduras vasculares. Envuelva una sutura no absorbible 2-0 alrededor del cuerpo de la mini bomba varias veces y átela para que la sutura quede segura en la bomba. Luego, asegure la bomba al tejido blando cercano con un simple nudo interrumpido (Figura 2C, D). Retire los retractores de la incisión. Cierre la incisión en un cierre continuo simple estándar de tres capas. Administrar 0,2 mg/kg de meloxicam por vía subcutánea durante la recuperación. Inyección transendocárdica percutáneaColoque al animal en decúbito dorsal con las extremidades delanteras y traseras extendidas, y asegúrelo con ataduras. Preparar asépticamente el abdomen caudal y la parte media de los muslos del animal. Cubra al animal con un paño de angiografía femoral fenestrada (ver Tabla de Materiales). Configure el cableado y los parches del sistema de mapeo electroanatómico siguiendo las especificaciones del producto (consulte la Tabla de materiales). Use una sonda de ultrasonido lineal para identificar la arteria femoral. Bajo la guía de ultrasonido, perfore la arteria femoral con una aguja de cocción y enhebre una guía de 0.035 pulgadas en el vaso a través de la aguja. Retire la aguja sobre el alambre. Pase una vaina arterial de 8 Fr y un introductor sobre el alambre arterial y empuje hasta que solo el cubo quede expuesto a la piel. Asegúrese de que el cable esté siempre visible, saliendo del cubo de la funda.NOTA: Como se trata de una vaina más grande, en ocasiones, puede ser necesario un bisturí n.º 11 para crear una pequeña incisión en la piel que facilite el paso. Retire el introductor de la funda y el alambre. Administrar heparina intravenosa (100-200 unidades/kg). Introducir el catéter de inyección transendocárdica a través de la vaina y avanzar hasta el ventrículo izquierdo mediante un abordaje aórtico retrógrado. Crear un mapa electroanatómico del ventrículo izquierdo arrastrando suavemente el catéter a través de la superficie endocárdica. Realizar rotación axial y alteraciones suaves de la flexión de la punta para lograr un buen contacto endocárdico. Identifique las cicatrices, los bordes y las zonas remotas mediante cortes de voltaje estándar. Dirija el catéter con guía fluoroscópica y electroanatómica al lugar preferido para la inyección. Realice una rotación axial suave con desviación de la punta distal para enganchar y mantener un contacto endocárdico estable. Confirme la colocación de la punta del catéter con al menos dos proyecciones fluoroscópicas. Avance suavemente el catéter central y, a continuación, extienda la aguja hasta una profundidad intramiocárdica controlada (3,5 mm para la inyección apical, 5 mm para la inyección septal). Enjuague 4-6 mL de contraste yodado (ver Tabla de materiales) a través del catéter de inyección hasta que sea visible en la fluoroscopia. Observe el contraste durante los siguientes 10-30 s para asegurarse de que permanezca en el tejido (Figura 3A). Observe el ECG de cerca durante la extensión de la aguja y la inyección, ya que las corridas de ectopia ventricular son comunes.NOTA: La ectopia ventricular es cuando la punta de la aguja ha entrado en contacto con el miocardio. Si la inyección de contraste es exitosa, haga un seguimiento con una inyección del agente de interés. Enjuague esto con contraste hasta que se observe fluoroscópicamente.NOTA: El agente de interés es específico para el usuario, dependiendo de la terapia que esté probando. Retraiga la aguja. Retire el catéter de inyección de la vaina arterial. Retire la vaina arterial y aplique presión en los sitios durante un máximo de 20 minutos hasta que se logre la hemostasia. 6. Recuperación anestésica general Apague el anestésico inhalante o las bombas de anestesia intravenosa que esté utilizando. Reduzca la frecuencia respiratoria en el ventilador a 8-10 respiraciones/min. Después de 2-5 minutos, cambie el ventilador al modo de “respiración libre” durante no más de 30 segundos a la vez. Observe al animal y al capnógrafo para ver si respira espontáneamente. Si se ha producido una respiración espontánea, deje el respirador apagado. Si el animal está apneico, vuelva a encender el ventilador durante 1-2 minutos más e inténtelo de nuevo hasta que logre la respiración espontánea.NOTA: El tiempo de recuperación es variable según el procedimiento y las características del animal, pero puede oscilar entre 15 min y 1 h. Una vez que el animal esté respirando cómodamente (frecuencia respiratoria de 15-30 respiraciones/min, dióxido de carbono al final de la espiración inferior a 60, SpO2 superior al 95%), desconecte el oxígeno, dejando otro control conectado. Extirpar los sitios temporales de acceso vascular y aplicar presión para prevenir la formación de hematomas. Si el animal permanece estable y continúa oxigenándose bien durante los siguientes 5 min, puede ser transportado a su área de recuperación. Después de tres degluciones espontáneas consecutivas, desinfle el manguito del tubo endotraqueal y retire suavemente el tubo. Vigile al animal durante al menos otros 5 minutos para asegurarse de que continúa oxigenándose adecuadamente y no experimenta ninguna dificultad respiratoria. El oxígeno de flujo se utilizará según sea necesario si un animal se desatura después de la extubación.