CD光谱学研究DNA-蛋白质相互作用

圆二色性（CD）是一种光谱技术，它依赖于生物大分子的固有手性，导致右旋和左旋圆偏振光的差异吸收。这种差分吸收被称为圆二色性。因此，该技术可用于描绘生物大分子的构象，例如蛋白质和DNA，它们都包含手性中心^1，2。

电磁波包含电元件和磁元件。电场和磁场都垂直于波的传播方向振荡。在非偏振光的情况下，这些场在许多方向上振荡。当光被圆偏振时，两个电磁场以90°的相位差相互获得。手性分子表现出圆旋（双折射），使得它们将吸收右旋圆偏振光和左旋圆偏振光到不同程度³。产生的电场将被跟踪为椭圆，椭圆是波长的函数。因此，CD光谱被记录为椭圆度（q），数据被表示为平均残差椭圆度作为波长的函数。

在蛋白质的情况下，氨基酸（甘氨酸除外）的Cα是手性的，CD光谱利用这一点来确定该大分子的二级结构⁴。蛋白质分子的CD光谱通常记录在远紫外范围内。α螺旋蛋白在222 nm和208 nm处有两个负带，在193 ^nm4处有一个正峰。具有抗平行β片二级结构的蛋白质在218 nm处显示出负峰，在195 ^nm4处显示出正峰。具有无序结构的蛋白质在210nm附近显示出低椭圆度，在195nm4处显示出负峰。因此，不同二级结构的明确定义的峰/条带使CD成为阐明变性以及配体结合期间蛋白质二级结构中发生的构象变化的便捷工具。

核酸有三种手性来源：糖分子、二级结构的螺旋度以及DNA在环境中的长程三级排序^5，6。核酸的CD光谱通常记录在190至300nm范围内^5，6。DNA的每种构象，就像蛋白质一样，都给出了一个特征谱，尽管由于溶剂条件和DNA序列的差异，峰/条带可能会有所不同⁷。B-DNA是最常见的形式，其特征在于260-280nm左右的正峰和245nm6左右的负峰。B型DNA的峰/条通常很小，因为碱基对垂直于双螺旋，使分子具有弱手性。A-DNA在260nm处给出显性阳性峰，在210nm6附近给出阴性峰。左手螺旋Z-DNA在290nm处给出负带，在260nm6左右给出正峰。该DNA在205 ^nm6处也给出了极负的峰。

除了这些构象外，DNA还可以形成三层，四链体和发夹，所有这些都可以通过CD光谱来区分。平行的G-四链体在260nm处给出一个显性的正能带，而反平行的G-四链体在260nm处给出一个负条带，在290nm处给出一个正峰，这使得很容易区分两种形式的四链体结构⁶。三层不给出特征光谱⁸。例如，在Na ⁺ 存在下，具有可能形成含有G.G.C和T.A.T碱基对的分子内三螺旋的36核苷酸长DNA的光谱在240nm处显示出强烈的阴带和宽阔的正峰。宽正峰在266、273和286 nm处显示出贡献。在Na ⁺ 和Zn ⁺ 存在下相同的寡核苷酸显示出四个阴性条带（213，238，266和282 nm）和258 nm处的正峰。因此，三重DNA的光谱可能因盐条件而异⁸。

除了这些构象之外，CD光谱还能够鉴定另一种形式的DNA，称为X-DNA。当DNA序列含有交替腺嘌呤和胸腺嘧啶残基时，形成X-DNA。X-DNA的CD光谱在250和280nm处包含两个负峰。关于X-DNA的信息很少，尽管据推测它可作为阳性超螺旋的汇^6，9。CD光谱的变化也可以揭示配体 – 蛋白质相互作用的细节，因此已被添加到检测药物 – 蛋白质相互作用的分子方法库^{中10，11，12，13，14}。CD光谱也用于监测蛋白质在折叠过程中二级结构的变化¹⁵。同样，CD光谱也可用于探测配体-DNA相互作用^16，17。

因此，CD光谱是一种简单，廉价的方法来区分不同形式的DNA构象，只要可以使用不那么便宜的设备和软件。该方法非常灵敏和快速。它只需要少量的DNA，使其比核磁共振（NMR）光谱的替代技术更具优势。使用配体和底物进行滴定也很容易进行。主要限制是DNA应该是高度纯净的。建议使用聚丙烯酰胺凝胶电泳（PAGE）纯化的DNA。

CD光谱获得的信息主要用于推断蛋白质结构特征和识别不同的DNA构象。在这项研究中，CD光谱已被用于整合从 体内 染色质免疫沉淀（ChIP）实验中获得的结果，以描述感兴趣的蛋白质/预测的转录因子是否可以在其效应基因的启动子区域带来构象变化。这种合作通过预测启动子转录起始位点（TSS）上和周围的预测转录因子的转录调节机制，有助于传统CD光谱技术的进步。

染色质重塑是一种明确定义的机制，已知通过使紧密包装的染色质易于各种调节因子（如转录因子，DNA复制成分或损伤修复蛋白）来调节DNA代谢过程。ATP依赖性染色质重塑子，也称为SWI / SNF蛋白家族，是真核细胞中存在的关键重塑蛋白^18，19。系统发育聚类将 SWI/SNF 家族的蛋白质分为 6 个亚组²⁰：Snf2 样、Swr1 样、SSO1653 样、Rad54 样、Rad5/16 样和远端。SMARCAL1是本研究中感兴趣的蛋白质，属于遥远的亚组²⁰。这种蛋白质已被用于研究其使用CD光谱的转录调控模式。

ATP依赖性染色质重塑蛋白的大多数成员已被证明可以重新定位或驱逐核小体，或者以ATP依赖性方式介导组蛋白变体交换^21，22。然而，该家族的一些成员尚未被证明可以重塑核小体，例如SMARCAL1。尽管研究表明SMARCAL1与多烯染色体有关，但缺乏关于其重塑核小体能力的实验证据²³。因此，假设SMARCAL1可以通过改变^DNA24的构象来调节转录。CD光谱学提供了一种简单易用的方法来验证这一假设。

SMARCAL1是一种ATP依赖性染色质重塑蛋白，主要用作退火解旋酶^25，26，27。据推测，它可以通过重塑DNA构象来调节转录²⁴。为了验证这一假设，研究了SMARCAL1在阿霉素诱导的DNA损伤期间调节基因转录中的作用。在这些研究中，SMARCAL1用于 体内 分析，ADAAD用于 体外 测定^28，29。先前的研究表明，ADAAD可以以结构依赖但序列无关的方式识别^DNA30，31。该蛋白质与具有双链至单链过渡区域的DNA分子最佳结合，类似于茎环DNA，并水解ATP ^30，31。

体内实验表明，SMARCAL1通过与启动子区域结合来调节MYC，DROSHA，DGCR8和DICER的表达^28，29。通过ChIP实验确定了相互作用的区域^28，29。ChIP技术用于分析蛋白质与其同源DNA在细胞内的相互作用。其目标是确定特定蛋白质（例如启动子或其他DNA结合位点上的转录因子）是否与特定的基因组区域结合。与DNA结合的蛋白质首先使用甲醛交联。随后分离染色质。通过超声处理或核酸酶消化将分离的染色质剪切成500 bp片段，并且使用特定于该蛋白质的抗体免疫沉淀与DNA结合的蛋白质。交联被逆转，并使用聚合酶链反应（PCR）或定量实时荧光定量PCR分析DNA。

ChIP结果导致了一种假设，即SMARCAL1可能通过诱导这些基因的启动子区域的构象变化来介导转录调控。使用QGRS映射器和Mfold软件来识别这些启动子区域形成二级结构的潜力^28，29。QGRS映射器用于预测G-四链体³²，而^Mfold33 分析序列形成二级结构（如茎环）的能力。

二级结构分析后，使用重组的6X His标记活性DNA依赖性ATP酶A结构域（ADAAD）进行进一步的 体外 实验，这是SMARCAL1的牛同系物，从 大肠杆菌³⁴纯化。使用ADAAD进行ATP酶测定，以确定鉴定的DNA序列可以作为效应子^28，29。最后，进行CD光谱以监测^ADAAD28，29在DNA分子中诱导的构象变化。

为了证明蛋白质的ATP酶活性对于诱导DNA分子的构象变化至关重要，添加了乙二胺四乙酸（EDTA）到螯合Mg ^{+ 2} 或活性DNA依赖性ATP酶A结构域抑制剂新霉素（ADAADiN），SWI / SNF蛋白的特异性抑制剂）^35，36.这种CD光谱技术可以与任何纯化的蛋白质一起使用，这些蛋白质已经通过ChIP或任何其他相关测定证明与启动子的预测基因组区域结合。