Chirurgie et traitement des échantillons pour l’imagerie corrélative de la valve pulmonaire murine
Summary
Ici, nous décrivons un flux de travail corrélatif pour l’excision, la pressurisation, la fixation et l’imagerie de la valve pulmonaire murine afin de déterminer la conformation grossière et les structures de la matrice extracellulaire locale.
Abstract
Les causes sous-jacentes de la maladie liée aux valves cardiaques (HVD) sont insaisissables. Les modèles animaux murins fournissent un excellent outil pour étudier le HVD, mais l’expertise chirurgicale et instrumentale requise pour quantifier avec précision la structure et l’organisation sur plusieurs échelles de longueur a retardé son avancement. Ce travail fournit une description détaillée de la dissection murine, de la coloration en bloc, du traitement des échantillons et des procédures d’imagerie corrélative pour représenter la valve cardiaque à différentes échelles de longueur. La pression transvalvulaire hydrostatique a été utilisée pour contrôler l’hétérogénéité temporelle en fixant chimiquement la conformation de la valve cardiaque. La micro-tomodensitométrie (μCT) a été utilisée pour confirmer la géométrie de la valve cardiaque et fournir une référence pour le traitement des échantillons en aval nécessaire à la microscopie électronique à balayage de face de bloc série (SBF-SEM). Des images SEM en série haute résolution de la matrice extracellulaire (ECM) ont été prises et reconstruites pour fournir une représentation 3D locale de son organisation. Les méthodes d’imagerie μCT et SBF-SEM ont ensuite été corrélées pour surmonter la variation spatiale à travers la valve pulmonaire. Bien que les travaux présentés soient exclusivement sur la valve pulmonaire, cette méthodologie pourrait être adoptée pour décrire l’organisation hiérarchique dans les systèmes biologiques et est essentielle pour la caractérisation structurelle sur plusieurs échelles de longueur.
Introduction
La valve pulmonaire (PV) sert à assurer le flux sanguin unidirectionnel entre le ventricule droit et l’artère pulmonaire. Les malformations valvulaires pulmonaires sont associées à plusieurs formes de cardiopathie congénitale. Le traitement actuel de la cardiopathie congénitale (HVD) est la réparation valvulaire ou le remplacement valvulaire, qui peut nécessiter de multiples chirurgies invasives tout au long de la vie d’un patient1. Il a été largement admis que la fonction de la valve cardiaque est dérivée de sa structure, souvent appelée corrélat structure-fonction. Plus précisément, les propriétés géométriques et biomécaniques du cœur dictent sa fonction. Les propriétés mécaniques, à leur tour, sont déterminées par la composition et l’organisation de l’ECM. En développant une méthode pour déterminer les propriétés biomécaniques des valves cardiaques murines, des modèles animaux transgéniques peuvent être utilisés pour interroger le rôle de l’ECM sur la fonction et le dysfonctionnement des valvescardiaques 2,3,4,5.
Le modèle animal murin a longtemps été considéré comme la norme pour les études moléculaires parce que les modèles transgéniques sont plus facilement disponibles chez la souris que chez d’autres espèces. Les modèles transgéniques murins fournissent une plate-forme polyvalente pour la recherche sur les maladies liées aux valves cardiaques6. Cependant, l’expertise chirurgicale et les exigences en matière d’instrumentation pour caractériser à la fois la géométrie et l’organisation ecm ont été un obstacle majeur à l’avancement de la recherche HVD. Les données hstologiques dans la littérature fournissent une image du contenu de la matrice extracellulaire de la valve cardiaque murine, mais uniquement sous la forme d’images 2D, et sont incapables de décrire son architecture 3D7,8. De plus, la valve cardiaque est à la fois spatialement et temporellement hétérogène, ce qui rend difficile de tirer des conclusions entre les expériences concernant l’organisation de l’ECM si l’échantillonnage et la conformation ne sont pas fixés. Les méthodes conventionnelles de caractérisation 3D, telles que l’IRM ou l’échocardiographie 3D, ne fournissent pas la résolution nécessaire pour résoudre les composants ECM9,10.
Ce travail détaille un flux de travail entièrement corrélatif où l’hétérogénéité temporelle due au cycle cardiaque a été abordée en fixant la conformation du PV murin avec la pression transvalvulaire hydrostatique. L’hétérogénéité spatiale a été contrôlée avec précision en échantillonnant les régions d’intérêt et en enregistrant des ensembles de données provenant de différentes modalités d’imagerie, en particulier la microscopie électronique à balayage μCT et à balayage de bloc série, sur différentes échelles de longueur. Cette méthode de repérage avec μCT pour guider l’échantillonnage en aval a été proposée précédemment, mais comme la valve pulmonaire présente une variation temporelle, un niveau de contrôle supplémentaire était nécessaire au niveau chirurgical11.
Les études in vivo décrivant la biomécanique des valves cardiaques murines sont rares et, au lieu de cela, s’appuient sur des modèles informatiques pour décrire le comportement de déformation. Il est d’une importance cruciale que les données extracellulaires locales sur l’échelle nanométrique soient liées à la géométrie et à l’emplacement de la valve cardiaque. Ceci, à son tour, fournit des distributions quantifiables et cartographiées spatialement des protéines ECM contribuant mécaniquement, qui peuvent être utilisées pour renforcer les modèles de valves cardiaques biomécaniques existants12,13,14.
Protocol
Representative Results
Discussion
L’enlèvement des ventricules sert à deux fins. Premièrement, exposer le côté ventricule à la pression atmosphérique, n’ayant donc besoin que d’appliquer une pression transvalvulaire du côté artériel de la valve pulmonaire pour se fermer, et deuxièmement, fournir une base stable pour empêcher la torsion du tronc pulmonaire. Pendant la pressurisation, le tronc pulmonaire se distendait radialement et inférieurement, ce qui le rend sujet à la torsion, provoquant l’effondrement du tronc pulmonaire. Le pr…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail est soutenu, en partie, par les subventions R01HL139796 et R01HL128847 à CKB et RO1DE028297 et CBET1608058 pour DWM.
Materials
| 25% glutaraldehyde (aq) | EMS | 16210 | Primary fixative component |
| 0.9% sodium chloride injection | Hospira Inc. | NDC 0409-4888-10 | |
| 1 mL syringe | BD | 309659 | |
| 10 mL syringe | BD | 309604 | |
| 200 proof ethanol | EMS | 15055 | |
| 22G needle | BD | 305156 | |
| 3 mL syringe | BD | 309657 | |
| 3-way stopcock | Smiths Medical ASD, Inc. | MX5311L | |
| 4% osmium tetroxide | EMS | 19150 | Staining component |
| 4% paraformaldehyde (aq) | EMS | 157-4-100 | Primary fixative component |
| Absorbable hemostat | Ethicon | 1961 | |
| Acetone | EMS | 10012 | |
| Black polyamide monofilament suture, 10-0 | AROSurgical instruments Corporation | TI38402 | |
| Black polyamide monofilament suture, 6-0 | AROSurgical instruments Corporation | SN-1956 | |
| C57BL/6 mice | Jackson Laboratories | 664 | Approximately 1 yo |
| Calcium chloride | Sigma-Aldrich | 10043-52-4 | |
| Clamp applying forcep | FST | 00072-14 | |
| Cotton tip applicators | Fisher Scientific | 23-400-118 | |
| DPBS | Gibco | 14190-144 | |
| Dumont #5 forcep | FST | 11251-20 | |
| Dumont #5/45 forceps | FST | 11251-35 | |
| Dumont #7 fine forcep | FST | 11274-20 | |
| Durcupan ACM resin | EMS | 14040 | For embedding |
| Fine scissor | FST | 14028-10 | |
| Heliscan microCT | Thermo Fisher Scientific | Micro-CT | |
| Ketamine hydrochloride injection | Hospira Inc. | NDC 0409-2053 | |
| L-aspartic acid | Sigma-Aldrich | 56-84-8 | Staining component |
| Lead nitrate | EMS | 17900 | Staining component |
| low-vacuum backscatter detector | Thermo Fisher Scientific | VSDBS | SEM backscatter detector |
| Micro-adson forcep | FST | 11018-12 | |
| Millex-GP filter, 0.22 um, PES 33mm, non-sterile | EMD Millipore | SLGP033NS | |
| Non-woven songes | McKesson Corp. | 94442000 | |
| Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate | Sigma-Aldrich | 14459-95-1 | Staining component |
| Potassium hydroxide | Sigma-Aldrich | 1310-58-3 | |
| Pressure monitor line | Smiths Medical ASD, Inc. | MX562 | |
| Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride) | Hospira Inc. | NDC 0409-0138-22 | |
| Size 3 BEEM capsule | EMS | 69910-01 | Embedding container |
| Sodium cacodylate trihydrate | Sigma-Aldrich | 6131-99-3 | Buffer |
| Solibri retractors | FST | 17000-04 | |
| Sputter, carbon and e-beam coater | Leica | EM ACE600 | Gold coater |
| Surgical microscope | Leica | M80 | |
| Thiocarbohydrazide (TCH) | EMS | 21900 | Staining component |
| Tish needle holder/forcep | Micrins | MI1540 | |
| Trimmer | Wahl | 9854-500 | |
| Uranyl acetate | EMS | 22400 | Staining component |
| Volumescope scanning electron microscope | Thermo Fisher Scientific | VOLUMESCOPESEM | Serial Block Face Scanning Electron Microscope |
| Xylazine sterile solution | Akorn Inc. | NADA# 139-236 |
References
- Azari, S., et al. A systematic review of the cost-effectiveness of heart valve replacement with a mechanical versus biological prosthesis in patients with heart valvular disease. Heart Failure Reviews. 25 (3), 495-503 (2020).
- Ng, C. M., et al. TGF-β-dependent pathogenesis of mitral valve prolapse in a mouse model of Marfan syndrome. Journal of Clinical Investigation. 114 (11), 1586-1592 (2004).
- Cheek, J. D., Wirrig, E. E., Alfieri, C. M., James, J. F., Yutzey, K. E. Differential activation of valvulogenic, chondrogenic, and osteogenic pathways in mouse models of myxomatous and calcific aortic valve disease. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 52 (3), 689-700 (2012).
- Jiménez-Altayó, F., et al. Stenosis coexists with compromised α1-adrenergic contractions in the ascending aorta of a mouse model of Williams-Beuren syndrome. Scientific Reports. 10 (1), 889 (2020).
- Thacoor, A. Mitral valve prolapse and Marfan syndrome. Congenital Heart Disease. 12 (4), 430-434 (2017).
- McAnulty, P., Dayan, A., Ganderup, N. -. C., Hastings, K., Dawson, H. A Comparative Assessment of the Pig, Mouse and Human Genomes. The Minipig in Biomedical Research. , (2011).
- Hinton, R. B., Yutzey, K. E. Heart valve structure and function in development and disease. Annual Review of Physiology. 73, 29-46 (2011).
- Hinton, R. B., et al. Extracellular matrix remodeling and organization in developing and diseased aortic valves. Circulation Research. 98 (11), 1431-1438 (2006).
- Sacks, M. S., Merryman, W. D., Schmidt, D. E., David Merryman, D. W., Schmidt, D. E. On the biomechanics of heart valve function. Journal of Biomechanics. 42 (12), 1804-1824 (2009).
- Sacks, M. S., Yoganathan, A. P. Heart valve function: a biomechanical perspective. Philosophical Transactions of the Royal Society B-Biological Sciences. 362 (1484), 1369-1391 (2007).
- Morales, A. G., et al. Micro-CT scouting for transmission electron microscopy of human tissue specimens. Journal of Microscopy. 263 (1), 113-117 (2016).
- Sacks, M. S., Smith, D. B., Hiester, E. D. The aortic valve microstructure: Effects of transvalvular pressure. Journal of Biomedical Materials Research. 41 (1), 131-141 (1998).
- Ayoub, S., et al. Heart valve biomechanics and underlying mechanobiology. Comprehensive Physiology. 6 (4), 1743-1780 (2016).
- Stella, J. A., Liao, J., Sacks, M. S. Time-dependent biaxial mechanical behavior of the aortic heart valve leaflet. Journal of Biomechanics. 40 (14), 3169-3177 (2007).
- Korn, E. D., Weisman, R. A. I. loss of lipids during preparation of amoebae for electron microscopy. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)/Lipids and Lipid Metabolism. 116 (2), 309-316 (1966).
- Tapia, J. C., et al. High-contrast en bloc staining of neuronal tissue for field emission scanning electron microscopy. Nature Protocols. 7 (2), 193-206 (2012).
- Hinton, R. B., et al. Mouse heart valve structure and function: Echocardiographic and morphometric analyses from the fetus through the aged adult. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 294 (6), 2480-2488 (2008).
- Denk, W., Horstmann, H. Serial block-face scanning electron microscopy to reconstruct three-dimensional tissue nanostructure. Plos Biology. 2 (11), 1900-1909 (2004).
- Lincoln, J., Florer, J. B., Deutsch, G. H., Wenstrup, R. J., Yutzey, K. E. ColVa1 and ColXIa1 are required for myocardial morphogenesis and heart valve development. Developmental Dynamics. 235 (12), 3295-3305 (2006).
- Hamatani, Y., et al. Pathological investigation of congenital bicuspid aortic valve stenosis, compared with atherosclerotic tricuspid aortic valve stenosis and congenital bicuspid aortic valve regurgitation. PLoS One. 11 (8), (2016).
