Summary

Mapeo cerebral preciso para realizar imágenes in vivo repetitivas de dinámica neuroinmunitaria en ratones

Published: August 07, 2020
doi:

Summary

Este protocolo describe una técnica crónica de implantación de ventanas craneales que se puede utilizar para imágenes longitudinales de estructuras neuro-glio-vasculares, interacciones y función en condiciones saludables y enfermas. Sirve como una alternativa complementaria al enfoque de imagen transcraneal que, aunque a menudo se prefiere, posee algunas limitaciones críticas.

Abstract

El sistema nervioso central (SNC) está regulado por una compleja interacción de células neuronales, gliales, estromales y vasculares que facilitan su correcta función. Aunque el estudio de estas células en aislamiento in vitro o juntos ex vivo proporciona información fisiológica útil; características destacadas de la fisiología de las células neurales se perderán en tales contextos. Por lo tanto, hay una necesidad de estudiar las células neuronales en su entorno in vivo nativo. El protocolo detallado aquí describe imágenes repetitivas in vivo de dos fotones de células neuronales en la corteza de roedores como una herramienta para visualizar y estudiar células específicas durante largos períodos de tiempo de horas a meses. Describimos en detalle el uso de la vasculatura cerebral groseramente estable como un mapa grueso o dendritas etiquetadas fluorescentemente como un mapa fino de regiones cerebrales seleccionadas de interés. Usando estos mapas como una clave visual, mostramos cómo las células neuronales se pueden reubicar con precisión para obtener imágenes in vivo repetitivas posteriores. Utilizando ejemplos de imágenes in vivo de microglia, neuronas y células NG2+ con etiqueta fluorescente, este protocolo demuestra la capacidad de esta técnica para permitir la visualización repetitiva de la dinámica celular en la misma ubicación cerebral durante largos períodos de tiempo, que puede ayudar aún más a entender las respuestas estructurales y funcionales de estas células en la fisiología normal o seguir insultos patológicos. Cuando sea necesario, este enfoque se puede acoplar a imágenes funcionales de células neuronales, por ejemplo, con imágenes de calcio. Este enfoque es especialmente una técnica poderosa para visualizar la interacción física entre los diferentes tipos celulares del SNC in vivo cuando están disponibles modelos genéticos de ratón o tintes específicos con etiquetas fluorescentes distintas para etiquetar las células de interés.

Introduction

El sistema nervioso central (SNC) se rige por una compleja interacción de interacciones entre varios tipos de células residentes, incluyendo neuronas, glia y células asociadas a vasos. Tradicionalmente, las células neurales se estudiaban en contextos aislados, co-cultivados1,,2,3,4,5 (in vitro) o de tejido cerebral extirpado (ex vivo)6,7,,8,9,10. Sin embargo, es necesario comprender mejor el comportamiento de las células neuronales y las interacciones en el entorno nativo del cerebro in vivo in vivo. En este protocolo, describimos un método para asignar regiones in vivo de interés y volver a escuchar con precisión esas regiones en futuras sesiones de imágenes para realizar un seguimiento de las interacciones complejas entre los distintos tipos de células CNS durante largos períodos de tiempo.

El desarrollo de enfoques de imagen in vivo ha proporcionado ganancias significativas para la comprensión adecuada de la función neuronal11,12,13,14,15. Específicamente, estos enfoques proporcionan varias ventajas sobre los enfoques tradicionales in vitro y ex vivo. En primer lugar, los sistemas de imágenes in vivo tienen componentes celulares y tisulares fisiológicamente relevantes, como la vasculatura, con todo el repertorio de interacciones celulares para proporcionar una comprensión completa de la fisiología de la red neuronal. En segundo lugar, los hallazgos recientes sugieren que cuando se eliminan de su entorno nativo, ciertas células neuronales (como la microglia) pierden características importantes de su identidad y, por lotanto,la fisiología16,17 que se pueden conservar en el entorno in vivo. En tercer lugar, los sistemas de imágenes in vivo proporcionan la oportunidad de realizar investigaciones longitudinales estables de semanas a meses para estudiar las interacciones celulares del SNC. Por último, dada la creciente evidencia de las contribuciones del sistema inmunitario periférico18,19 y el microbioma20,21 en la fisiología del SNC, los sistemas in vivo proporcionan una plataforma para interrogar tales contribuciones y efectos en las células del SNC. Por lo tanto, los enfoques que emplean imágenes in vivo longitudinales para estudiar la fisiología neuroinmune y las interacciones en estados sanos, lesionados y enfermos son una gran adición complementaria a los enfoques tradicionales.

En este protocolo, describimos un enfoque confiable para la imagen de diferentes tipos de células en el cerebro, incluyendo microglia, neuronas y NG2+ células como ejemplos. Se han desarrollado dos enfoques para visualizar las células neuronales in vivo: el enfoque del cráneo adelgazado y el cráneo abierto con un enfoque craneal de la ventana. Aunque los enfoques del cráneo adelgazado están en uso y son preferidos porque superan algunas de las desventajas del enfoque del cráneo abierto, como la activación de células gliales, la dinámica de la columna vertebral más alta que fisiológica y el uso de agentes antiinflamatorios22,,23,,24,,25,los enfoques del cráneo adelgazado también muestran algunos inconvenientes críticos. En primer lugar, el procedimiento de adelgazamiento es un procedimiento muy delicado que muchos investigadores encuentran difícil de perfeccionar, especialmente cuando es necesario volver a adelgazar. Este es el caso porque a menudo es difícil para los experimentadores determinar que han adelgazado el cráneo a una profundidad de 20 m. En segundo lugar, para las comparaciones adecuadas entre ratones, el adelgazamiento tendría que ser idéntico y una variedad de éxito de adelgazamiento entre sesiones de diagnóstico por imágenes o ratones podría complicar la visualización de las estructuras neuronales. En tercer lugar, cuando se emplean para imágenes longitudinales, los animales con cráneos adelgazados sólo se pueden utilizar para un número limitado de sesiones cuando se emplea el re-adelgazamiento del cráneo. En adelante, dado que todavía queda parte del tejido óseo, la claridad en profundidad de las imágenes podría verse comprometida a partir del enfoque del cráneo adelgazado, lo que permite una gran visualización de las regiones más superficiales pero no tan profundas. A la luz de esto, las estructuras cerebrales más profundas, como el hipocampo, no se pueden imaginar con éxito con el enfoque del cráneo adelgazado. Estas consideraciones plantean la necesidad de enfoques alternativos y complementarios que puedan superar estas preocupaciones.

Alternativamente al enfoque del cráneo adelgazado, el enfoque de implantación de la ventana del cráneo abierto utiliza un procedimiento en el que el cráneo se reemplaza con un cubreobjetos de vidrio ópticamente transparente. Esto permite un número casi ilimitado de sesiones de imágenes. Además, dado el reemplazo del cráneo por el cubreobjetos de vidrio, este método permite una ventana de visualización clara de células cerebrales etiquetadas fluorescentemente durante largos períodos de tiempos de horas a meses y, por lo tanto, se puede emplear para estudiar la actividad celular y las interacciones que son relevantes para la fisiología, el envejecimiento y la patología.

En general, detallamos los pasos que se pueden seguir para implantar ventanas craneales crónicas a través de una craneotomía estereotaxica que permite la toma de imágenes in vivo de las regiones cerebrales de interés. También describimos cómo la vasculatura cerebral muy estable o las dendritas etiquetadas fluorescentemente podrían utilizarse para generar un mapa grueso o fino, respectivamente de las regiones cerebrales de interés. Este enfoque se puede utilizar para imágenes repetidas durante varias sesiones. La importancia de esta técnica, por lo tanto, radica en su capacidad para imaginar los cambios a largo plazo o éxtasis en los elementos cerebrales, incluyendo la disposición, morfología, y las interacciones de los diferentes tipos celulares.

Protocol

Todos los pasos están de acuerdo con las pautas establecidas y aprobadas por el Comité Institucional de Cuidado y Uso animal de la Universidad de Virginia. 1. Preparación del ratón para la implantación de ventanas craneales NOTA: Varias líneas transgénicas del ratón con etiquetas florescentes son adecuadas para la toma de imágenes. Utilice ratones CX3CR1GFP/+ 26 para visualizar la microglia in vivo. Por lo genera…

Representative Results

Para visualizar la dinámica microglial in vivo, se utilizaron ratones transgénicos dobles transgénicos CX3CR1GFP/+:Thy1YFP. La línea Thy1-YFP H se utiliza en comparación con la línea Thy1-GFP M para evitar la superposición de florescencia de microglia (GFP) y neuronas (YFP). Los enfoques alternativos podrían utilizar una línea de reportero en la que la microglia se etiqueta con, por ejemplo, tdTomato y luego se puede utilizar la línea Thy1-GFP M. Un inconveniente de la línea H es que YFP …

Discussion

El advenimiento de las imágenes in vivo de dos fotones ha abierto oportunidades para explorar la plétora de interacciones celulares y dinámicas que ocurren en el cerebro sano. Los estudios iniciales se centraron en el uso del enfoque de craneotomía del cráneo abierto para la imagen de las dendritas neuronales por imágenes agudas y crónicas37,,38. Esto también se puede utilizar para dilucidar interacciones neuroinmunes en el cerebro. Este protocolo describ…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a los miembros del laboratorio de Eyo por discutir las ideas presentadas en este manuscrito. Agradecemos al Dr. Justin Rustenhoven del Laboratorio Kipnis de la Universidad de Virginia por el regalo de ratones NG2DsRed 33. Este trabajo es apoyado por la financiación del Instituto Nacional de Trastornos Neurológicos y Accidentes Cerebrovasculares del Instituto Nacional de Salud a la U.B.E (K22 NS104392).

Materials

Coverglass (3mm) Warner Instruments 64-0726
Cyanoacrylate glue (Krazy Glue) Amazon https://www.amazon.com/Krazy-Glue-Original-Purpose-Instant/dp/B07GSF31WZ/ref=sr_1_2?keywords=krazy+glue&qid=1583856837&s=pet-supplies&sr=8-2
Demi Ultra LED Curing Light System Dental Health Products, Inc 910860-1
Dental Drill Osada: www.osadausa.edu EXL-M40
Drill Bit Fine Science Tools #19008-07
Eye Ointment Henry Schien 1338333
iBond Total Etch (Primer glue) Chase Dental Supply (Heraeus Kulzer) 66040094
Rhodamine B Millipore Sigma 81-88-9 (R6626)
Tetris Evoflow glue (Final glue) Top Dent (Ivoclar Vivadent) #595956
Wahl Brav Mini+ Amazon https://www.amazon.com/Wahl-Professional-Animal-BravMini-41590-0438/dp/B00IN24ILE/ref=asc_df_B00IN24ILE/?tag=hyprod-20&linkCode=df0&hvadid=167141013968&hvpos=&hvnetw=g&hvrand=12368793083893626704&hvpone=&hvptwo=&hvqmt=&hvdev=c&hvdvcmdl=&hvlocint=&hvlocphy=9008337&hvtargid=pla-332197544154&psc=1

References

  1. Engle, S. J., Blaha, L., Kleiman, R. J. Best Practices for Translational Disease Modeling Using Human iPSC-Derived Neurons. Neuron. 100 (4), 783-797 (2018).
  2. Osaki, T., Shin, Y., Sivathanu, V., Campisi, M., Kamm, R. D. In Vitro Microfluidic Models for Neurodegenerative Disorders. Advanced Healthcare Materials. 7 (2), (2018).
  3. Croushore, C. A., Sweedler, J. V. Microfluidic systems for studying neurotransmitters and neurotransmission. Lab Chip. 13 (9), 1666-1676 (2013).
  4. Wu, V. W., Schwartz, J. P. Cell culture models for reactive gliosis: new perspectives. J Neuroscience Research. 51 (6), 675-681 (1998).
  5. Abbott, N. J. Astrocyte-endothelial interactions and blood-brain barrier permeability. Journal of Anatomy. 200 (6), 629-638 (2002).
  6. Humpel, C. Organotypic brain slice cultures: A review. Neurosciences. 305, 86-98 (2015).
  7. Pena, F. Organotypic cultures as tool to test long-term effects of chemicals on the nervous system. Current Medicinal Chemistry. 17 (10), 987-1001 (2010).
  8. Humpel, C. Organotypic Brain Slice Cultures. Current Protocols in Immunology. 123 (1), 59 (2018).
  9. Heine, C., Franke, H. Organotypic slice co-culture systems to study axon regeneration in the dopaminergic system ex vivo. Methods in Molecular Biology. 1162, 97-111 (2014).
  10. Croft, C. L., Futch, H. S., Moore, B. D., Golde, T. E. Organotypic brain slice cultures to model neurodegenerative proteinopathies. Molecualar Neurodegeneration. 14 (1), 45 (2019).
  11. Denk, W., Strickler, J. H., Webb, W. W. Two-photon laser scanning fluorescence microscopy. Science. 248 (4951), 73-76 (1990).
  12. Kerr, J. N., Denk, W. Imaging in vivo: watching the brain in action. Nature Review Neurosciences. 9 (3), 195-205 (2008).
  13. Akassoglou, K., et al. In Vivo Imaging of CNS Injury and Disease. Journal of Neuroscience. 37 (45), 10808-10816 (2017).
  14. Tran, C. H., Gordon, G. R. Astrocyte and microvascular imaging in awake animals using two-photon microscopy. Microcirculation. 22 (3), 219-227 (2015).
  15. Tvrdik, P., Kalani, M. Y. S. In Vivo Imaging of Microglial Calcium Signaling in Brain Inflammation and Injury. International Journal of Molecular Sciences. 18 (11), 2366 (2017).
  16. Bennett, F. C., et al. A Combination of Ontogeny and CNS Environment Establishes Microglial Identity. Neuron. 98 (6), 1170-1183 (2018).
  17. Bohlen, C. J., et al. Diverse Requirements for Microglial Survival, Specification, and Function Revealed by Defined-Medium Cultures. Neuron. 94 (4), 759-773 (2017).
  18. Mueller, K. L., Hines, P. J., Travis, J. Neuroimmunology. Science. 353 (6301), 760-761 (2016).
  19. Kipnis, J., Filiano, A. J. Neuroimmunology in 2017: The central nervous system: privileged by immune connections. Nature Reviews Immunology. 18 (2), 83-84 (2018).
  20. Moloney, R. D., Desbonnet, L., Clarke, G., Dinan, T. G., Cryan, J. F. The microbiome: stress, health and disease. Mammalian Genome. 25 (1-2), 49-74 (2014).
  21. Skonieczna-Zydecka, K., Marlicz, W., Misera, A., Koulaouzidis, A., Loniewski, I. Microbiome-The Missing Link in the Gut-Brain Axis: Focus on Its Role in Gastrointestinal and Mental Health. Journal of Clinical Medicine. 7 (12), 521 (2018).
  22. Xu, H. T., Pan, F., Yang, G., Gan, W. B. Choice of cranial window type for in vivo imaging affects dendritic spine turnover in the cortex. Nature Neuroscience. 10 (5), 549-551 (2007).
  23. Pan, F., Gan, W. B. Two-photon imaging of dendritic spine development in the mouse cortex. Developmental Neurobiology. 68 (6), 771-778 (2008).
  24. Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nature Protocols. 5 (2), 201-208 (2010).
  25. Grutzendler, J., Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Gan, W. B. Transcranial two-photon imaging of the living mouse brain. Cold Spring Harbor Protocols. 2011 (9), (2011).
  26. Jung, S., et al. Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion. Molecular Cell Biology. 20 (11), 4106-4114 (2000).
  27. Liu, Y. U., et al. Neuronal network activity controls microglial process surveillance in awake mice via norepinephrine signaling. Nature Neuroscience. 22 (11), 1771-1781 (2019).
  28. Stowell, R. D., et al. Noradrenergic signaling in the wakeful state inhibits microglial surveillance and synaptic plasticity in the mouse visual cortex. Nature Neuroscience. 22 (11), 1782-1792 (2019).
  29. Sun, W., et al. In vivo Two-Photon Imaging of Anesthesia-Specific Alterations in Microglial Surveillance and Photodamage-Directed Motility in Mouse Cortex. Frontiers in Neuroscience. 13, 421 (2019).
  30. Juczewski, K., Koussa, J., Kesner, A., Lee, J., Lovinger, D. Stress and behavioral correlates in the head-fixed method. bioRxiv. , (2020).
  31. Feng, G., et al. Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP. Neuron. 28 (1), 41-51 (2000).
  32. Eyo, U. B., et al. P2Y12R-Dependent Translocation Mechanisms Gate the Changing Microglial Landscape. Cell Reports. 23 (4), 959-966 (2018).
  33. Nishiyama, A., Komitova, M., Suzuki, R., Zhu, X. Polydendrocytes (NG2 cells): multifunctional cells with lineage plasticity. Nature Review Neurosciences. 10 (1), 9-22 (2009).
  34. Zhu, X., Bergles, D. E., Nishiyama, A. NG2 cells generate both oligodendrocytes and gray matter astrocytes. Development. 135 (1), 145-157 (2008).
  35. Hughes, E. G., Kang, S. H., Fukaya, M., Bergles, D. E. Oligodendrocyte progenitors balance growth with self-repulsion to achieve homeostasis in the adult brain. Nature Neuroscience. 16 (6), 668-676 (2013).
  36. Berthiaume, A. A., et al. Dynamic Remodeling of Pericytes In Vivo Maintains Capillary Coverage in the Adult Mouse Brain. Cell Reports. 22 (1), 8-16 (2018).
  37. Trachtenberg, J. T., et al. Long-term in vivo imaging of experience-dependent synaptic plasticity in adult cortex. Nature. 420 (6917), 788-794 (2002).
  38. Holtmaat, A. J., et al. Transient and persistent dendritic spines in the neocortex in vivo. Neuron. 45 (2), 279-291 (2005).
  39. Wang, C., Mei, L. In utero electroporation in mice. Methods in Molecular Biology. 1018, 151-163 (2013).
  40. Matsui, A., Yoshida, A. C., Kubota, M., Ogawa, M., Shimogori, T. Mouse in utero electroporation: controlled spatiotemporal gene transfection. Journal of Visualized Experiments. (54), e3024 (2011).
  41. Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PLoS One. 8 (6), 67680 (2013).
  42. Guenthner, C. J., Miyamichi, K., Yang, H. H., Heller, H. C., Luo, L. Permanent genetic access to transiently active neurons via TRAP: targeted recombination in active populations. Neuron. 78 (5), 773-784 (2013).
  43. Pilz, G. A., et al. Live imaging of neurogenesis in the adult mouse hippocampus. Science. 359 (6376), 658-662 (2018).
  44. Wu, J., et al. Kilohertz two-photon fluorescence microscopy imaging of neural activity in vivo. Nature Methods. 17 (3), 287-290 (2020).
  45. Yang, W., Yuste, R. In vivo imaging of neural activity. Nature Methods. 14 (4), 349-359 (2017).
  46. Hannan, S., et al. In vivo imaging of deep neural activity from the cortical surface during hippocampal epileptiform events in the rat brain using electrical impedance tomography. Neuroimage. 209, 116525 (2020).
  47. Kulkarni, R. U., et al. In Vivo Two-Photon Voltage Imaging with Sulfonated Rhodamine Dyes. ACS Central Science. 4 (10), 1371-1378 (2018).
  48. Chamberland, S., et al. Fast two-photon imaging of subcellular voltage dynamics in neuronal tissue with genetically encoded indicators. Elife. 6, (2017).

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Citer Cet Article
Bisht, K., Sharma, K., Eyo, U. B. Precise Brain Mapping to Perform Repetitive In Vivo Imaging of Neuro-Immune Dynamics in Mice. J. Vis. Exp. (162), e61454, doi:10.3791/61454 (2020).

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