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Biologie

Étalonnage et utilisation des performances de microcoil MRM démontrés sur les racines de la truncatule Medicago à 22 T

Published: January 16, 2021
doi:
10.3791/61266
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1Solid-state NMR, Leiden Institute of Chemistry, Faculty of Science,Leiden University, 2Laboratory of Biophysics,Wageningen University & Research, 3Laboratory of BioNanoTechnology,Wageningen University & Research, 4MAGNEtic resonance Facility,Wageningen University & Research, 5C.J. Gorter Center for High Field MRI, Radiology department, Leiden University Medical Centre,Leiden University, 6Institute for Medical Physics and Biophysics,Leipzig University

Summary

Un protocole d’étude des tissus biologiques à haute résolution spatiale à l’aide d’une microscopie par résonance magnétique à champ ultra-élevé (MRM) à l’aide de microcoils est présenté. Des instructions étape par étape sont fournies pour caractériser les microcoils. Enfin, l’optimisation de l’imagerie est démontrée sur les racines des plantes.

Abstract

Ce protocole décrit un étalonnage du rapport signal-bruit (SNR) et une méthode de préparation de l’échantillon pour les microcoils solénoïdes combinés à des échantillons biologiques, conçus pour l’imagerie par résonance magnétique à haute résolution (IRM), également appelée microscopie MR (MRM). Il peut être employé aux spectromètres précliniques de MRI, démontrés sur des échantillons de racine de truncatula de Medicago. Les microcoils augmentent la sensibilité en faisant correspondre la taille du résonateur RF à la taille de l’échantillon d’intérêt, permettant ainsi des résolutions d’image plus élevées dans un délai d’acquisition de données donné. En raison de la conception relativement simple, microcoils solénoïdes sont simples et bon marché à construire et peuvent être facilement adaptés aux exigences de l’échantillon. Systématiquement, nous expliquons comment calibrer les microcoils neufs ou construits à la maison, à l’aide d’une solution de référence. Les étapes d’étalonnage incluent : détermination de puissance d’impulsion utilisant une courbe de nutation ; l’estimation de l’homogénéité du champ RF; et le calcul d’un rapport signal-bruit normalisé en volume (SNR) à l’aide de séquences d’impulsions standard. Des étapes importantes dans la préparation de l’échantillon pour de petits échantillons biologiques sont discutées, ainsi que des facteurs atténuants possibles tels que les différences de susceptibilité magnétique. Les applications d’une bobine solénoïde optimisée sont démontrées par l’imagerie 3D haute résolution (13 x 13 x 13 μm3, 2,2 pL) d’un échantillon 3D.

Introduction

L’imagerie par résonance magnétique est un outil polyvalent pour imager non invasivement une grande variété de spécimens biologiques, allant de l’homme aux cellulesindividuelles 1,2,3. Alors que les IRM-scanners pour les applications d’imagerie médicale utilisent généralement des aimants avec une force de champ de 1,5 T à 3 T, les applications unicell cellules sont photographiées à des forces beaucoup plusélevées sur le terrain 1,3,4. L’étude des spécimens à des résolutions inférieures à une centaine de micromètres est appelée microscopie par résonance magnétique (MRM)5. Toutefois, mrm souffre d’un faible rapport signal-bruit (SNR) par rapport à d’autres techniques de microscopie ou d’imagerie disponibles (par exemple, microscopie optique ou CT). Plusieurs approches peuvent être poursuivies pour optimiser SNR6. Une approche consiste à utiliser une force de champ magnétique plus élevée, tandis qu’une approche complémentaire consiste à optimiser le détecteur de signal pour les échantillons individuels. Pour ce dernier, les dimensions du détecteur doivent être ajustées en fonction des dimensions de l’échantillon d’intérêt. Pour les petits échantillons de ≈0,5-2 mm de diamètre (p. ex., tissus racinaires), les microcoils sont utiles car le SNR est inversement proportionnel au diamètre de labobine 6,7. Des résolutions aussi élevées que 7,8 x 7,8 x 15 μm3 ont été obtenues sur des cellules animales à l’aide de microcoilsdédiés 8. Il existe une variété de types de microcoils, avec des bobines planaires et solénoïdes les plus couramment utilisées selon l’application et la géométrie des tissus9. Les bobines planaires ont une sensibilité élevée près de leur surface, ce qui est utile pour les applications sur les fines tranches. Par exemple, une méthode conçue spécifiquement pour l’imagerie des tissus perfusés a été décrite pour les microcoils planaires10. Toutefois, les bobines planaires ont une forte baisse de sensibilité et aucune puissance d’impulsion de référence bien définie. Les bobines de solénoïde, étant cylindriques, ont une zone d’application plus large et sont plus favorisées pour des échantillons plus épais. Ici, nous décrivons les caractéristiques de la bobine solénoïde, un protocole pour préparer des échantillons pour l’IRM microcoil, ainsi que l’étalonnage d’un microcoil solénoïde (Figure 1A).

La bobine de solenoïde se compose d’un fil conducteur en bobines, comme un tire-bouchon, autour d’un capillaire tenant l’échantillon (Figure 1B). Les assemblages de microcoil peuvent être construits à l’aide uniquement de fils de cuivre écrémés, d’un assortiment de condensateurs et d’une base appropriée pour la soudure des composants (figure 1B). Les principaux avantages sont la simplicité et le faible coût, combinés avec de bonnes caractéristiques de performance en termes de SNR par unité de volume et d’homogénéitédu champ B1. La facilité de construction permet une itération rapide des conceptions et des géométries des bobines. Les exigences spécifiques de la conception des microcoils solenoïdes et de la caractérisation des sondes (c.-à-d.la théorie de l’électronique, des mesures des établis et des mesures des spectromètres pour une variété de géométries de bobines) ont étédécrites en détail ailleurs 7,11,12,13,14.

Une bobine solénoïde peut être construite en gardant à l’esprit les règles de conception pour les dimensions souhaitées selon les lignesdirectrices décrites ailleurs 15,16. Dans ce cas précis, une bobine a été employée avec un diamètre intérieur de 1.5 millimètres, faite du fil émaulé de cuivre, 0.4 millimètres de diamètre, en boucle autour d’un capillaire de diamètre extérieur de 1.5 millimètre. Ce solénoïde est maintenu sur une plaque de base sur laquelle un circuit est fait, composé d’un condensateur de réglage (2,5 pF), d’un condensateur correspondant variable (1,5-6 pF) ainsi que de fils de raccordement en cuivre(figure 1A, 1C). Le condensateur de réglage est choisi pour atteindre la fréquence de résonance désirée de 950 MHz, tandis que le condensateur correspondant est choisi pour atteindre la transmission maximale du signal à une impedance de 50 Ohm. Le condensateur plus grand est variable pour permettre un ajustement plus fin. En fonctionnement régulier, le réglage et l’appariement sont effectués à l’aide de condensateurs dans la base de la sonde. Le microcoil assemblé doit être monté sur une sonde afin qu’il puisse être inséré dans l’aimant. Un support supplémentaire peut être nécessaire, selon le système. Ici, nous utilisons une combinaison d’aimants de 22,3 T avec une console Bruker Avance III HD en combinaison avec une sonde Micro5. Dans ce cas, nous avons utilisé un insert de support modifié équipé des connexions nécessaires pour se connecter au canal 1H de la sonde (Figure 1A).

La conception assortie de susceptibilité de la bobine comprend un réservoir avec du liquide perfluoré pour réduire les inadéquations de susceptibilité, résultant de la bobine de cuivre étant à proximité del’échantillon 17. Un réservoir a été fabriqué à partir d’une seringue en plastique pour enfermer la bobine et rempli de fombline. Comme le liquide perfluoré doit enfermer la bobine, le diamètre disponible pour un échantillon est réduit à un diamètre externe de 1 mm. Pour faciliter le changement d’échantillon, l’échantillon a été préparé dans un capillaire d’un diamètre extérieur de 1 mm et d’un diamètre intérieur de 700 μm. Les outils nécessaires à la préparation de l’échantillon sont indiqués à la figure 2A.

Les paramètres mr expérimentaux de base dépendent fortement du matériel du système utilisé, y compris le système de gradient, la force du champ et la console. Plusieurs paramètres peuvent être utilisés pour décrire les performances du système, dont la longueur et la puissance des impulsions à 90°, b1-homogénéité et SNR par unité de volume (SNR/mm3),sont les plus pertinentes. SNR/mm3 est utile pour comparer les performances des différentes bobines sur le même système18. Bien qu’il puisse exister des différences matérielles entre les systèmes, l’application uniforme d’un protocole d’analyse comparative facilite également la comparaison des performances du système.

Ce protocole met l’accent sur l’étalonnage et la préparation des échantillons. La caractérisation stepwise de la performance des microcoils solénoïdes est montrée : étalonnage de la longueur ou de la puissance d’impulsion de 90°; évaluer l’homogénéité du champ RF; et le calcul du SNR par volume unitaire (SNR/mm3). Une mesure standardisée de spin-echo à l’aide d’un fantôme est décrite pour faciliter une comparaison des conceptions de bobines, ce qui permet l’optimisation d’applications distinctes. Des préparations d’échantillons fantômes et biologiques, spécifiques aux microcoils, sont décrites. Le protocole peut être mis en œuvre sur n’importe quel aimant vertical à alésage étroit (≤60 mm) approprié équipé d’un système de microimagerie disponible dans le commerce. Pour d’autres systèmes, il peut servir de ligne directrice et peut être utilisé avec quelques ajustements.

La préparation biologique des échantillons pour les mesures d’IRM n’est généralement pas très étendue puisque l’échantillon est photographié aussi intact que possible. Cependant, les espaces d’air dans le tissu biologique peuvent causer des artefacts d’image dus aux différences dans la susceptibilitémagnétique 19. L’effet augmente avec l’augmentation de la force duchamp magnétique 20. Ainsi, les espaces d’air devraient être évités à des forces élevées sur le terrain, ce qui pourrait nécessiter l’immersion de l’échantillon dans un fluide pour éviter l’air autour du tissu et l’élimination des espaces d’air dans les structures tissulaires. Plus précisément, lorsque des microcoils sont utilisés, l’excision du tissu échantillonné désiré peut être nécessaire, suivie de l’insubmerssion dans un fluide approprié. Ceci est suivi par l’insertion de l’échantillon dans un capillaire pré-coupé, et enfin sceller le capillaire avec de la cire capillaire. L’utilisation de la cire comme scellant au lieu de colle, d’étanchéité à la flamme ou d’alternatives signifie que l’échantillon peut être facilement extrait. Cette procédure est démontrée sur la racine de la truncatula Medicago, une petite plante légumineux. Un avantage de ce protocole est le potentiel de co-enregistrement ultérieur des données d’IRM avec la microscopie optique, puisque l’échantillon n’est pas détruit pendant la mesure d’IRM.

Le protocole présenté convient aux mesures in situ à haute résolution spatiale, et des conceptions plus élaborées pourraient permettre l’imagerie d’échantillons in vivo, où les défis liés aux systèmes de soutien de la vie devraient être abordés.

Protocol

REMARQUE : Ce protocole décrit les procédures d’utilisation et d’évaluation des caractéristiques de bobine d’une bobine solénoïde de 1,5 mm de diamètre intérieur (ID) (Figure 1). La bobine utilisée pour démontrer le protocole est logée dans un réservoir assorti à la susceptibilité, mais le protocole est également applicable aux bobines inégalées. Le protocole peut être adapté à d’autres tailles et configurations de spectromètres différents. 1. Préparation de l’échantillon de référence Pour préparer 100 mL de la solution de référence de sensibilité, dissoudre 156,4 mg de CuSO4 ◊ 5 H2O dans 80 mL de D2O contenus dans un flacon GL45 de 100 mL. Le sulfate de cuivre réduit le temps derelaxation T1 et T2, permettant des mesures plus rapides, tandis que le D2O empêche l’amortissement des radiations et les effets de saturation. Remuer manuellement jusqu’à ce que les solides soient complètement dissous. Ajuster le volume à 100 mL à l’aide d’eau déionisée pour une concentration finale de 1 g/L CuSO4 (anhydre, 6,3 mM). Cette concentration est suffisante pour raccourcir la relaxation T1 et T2, mais pas trop élevée pour être affectée par les précipitations. Scellez l’échantillon de référence pour éviter de modifier le rapport H2O : D2O. En option, connectez la sonde à un analyseur réseau, pour tester si la bobine résonne à la fréquence de résonance désirée. Effectuer un testde réflectance S 11 pour mesurer la plage de fréquences obtenue par réglage et pour les mesures des facteurs Q décrites en détail par Haase et coll.14. Connectez le microcoil à l’analyseur réseau à l’aide d’un câble co-axial. Utilisez un câble adaptateur BNC si nécessaire. Réglez la fréquence centrale sur l’analyseur réseau à la fréquence de résonance désirée, en fonction de la force prévue du champ magnétique pour laquelle la bobine est conçue. Ensuite, réglez la largeur de balayage à 10 MHz. Réglez le condensateur variable sur l’assemblage du microcoil, s’il est présent, pour affiner la baisse de réflectance à la fréquence désirée. Enregistrez le niveau de réflectance à la fréquence centrale et la fréquence f1 et f2 au niveau -7 dB. Utilisez-les pour calculer le facteur Q au niveau de -7 dB selon Haase et coll.14 2. Préparation de l’échantillon Si vous préparez un échantillon de référence pour l’étalonnage des bobines, transférez 1 mL de solution CuSO4 à un plat en verre de montre sous un stéréomicroscope. Si vous préparez un échantillon biologique, transférez 1 mL de perfluorodecaline (VFI) dans un verre de montre sous un stéréomicroscope, qui sera utilisé pour submerger l’échantillon. PfD est utilisé car il peut remplir les espaces d’air dans le spécimen, sans entrer dans les cellules biologiques. Il n’est pas non plus observable par IRM proton. Couvrez immédiatement le verre de montre avec un couvercle de boîte de Petri pour empêcher la perte d’évaporation, avant que le VFI soit nécessaire.REMARQUE : La VFI est très volatile et un puissant gaz à effet de serre à long terme21. Lorsque ses propriétés de dissolution de l’oxygène et sa faible viscosité ne sont pas nécessaires, il peut être remplacé par Fomblin, un perfluoroéther qui ne donne pas non plus de signal observable 1H, mais qui ne s’évapore pasaussi rapidement 17. Couper les capillaires d’un diamètre extérieur approprié à la taille, pour s’insérer à l’intérieur du diamètre du support de microcoil (18 mm) et permettre le repositionnement (Figure 1C). Utilisez un cutter en céramique pour faire une incision tous les 10-12 mm et casser soigneusement sur le point d’incision. Si vous préparez un échantillon de référence, utilisez une pince à épiler et le stéréomicroscope pour mettre un capillaire précoupé en contact avec la surface de la solution CuSO4 à l’intérieur du verre de montre, permettant une action capillaire pour remplir le capillaire. Si vous préparez un échantillon biologique, utilisez une pince à épiler et un stéréomicroscope, pour mettre un capillaire pré-coupé en contact avec la surface du VFI à l’intérieur du verre de montre, ce qui permet à l’action capillaire de remplir complètement le capillaire. Relâchez le capillaire dans le verre de la montre afin qu’il soit complètement immergé. Extraire soigneusement un système racinaire entier vieux de cinq semaines de son substrat de croissance, comme un remplacement du sol perlite. Nettoyez l’échantillon de racine méticuleusement de rhizosheath. Enlevez les grosses particules de sol à l’aide d’une pince à épiler, et si de plus petites particules sont présentes, retirez-les en lavant le système racinaire avec de l’eau distillée. Photographie si nécessaire pour référence future. Sélectionnez et excisez une petite section de racine fibreuse exempte de rhizosheath à l’aide d’un scalpel. Pour le traitement sous vide, placez l’échantillon dans un tube de 1,5 mL contenant une solution fixative appropriée. Laissez le bouchon du tube éteint, puis scellez le tube avec du parafilm pour sceller l’ouverture du tube. Ensuite, percer des trous dans le film avec un outil pointu pour permettre la ventilation du tube. Placez le tube d’échantillon dans une chambre à vide, scellez la chambre et connectez une pompe à vide membranaire de laboratoire à la chambre. Soumettre l’échantillon à un traitement sous vide jusqu’à 30 minutes, afin de réduire la présence de poches d’air dans les échantillons biologiques. Arrêtez le traitement sous vide lorsqu’aucune bulle d’air n’échappe à l’échantillon. Tout en regardant à travers un stéréomicroscope, utilisez des pinces à épiler pour submerger l’échantillon dans le milieu d’infiltration préparé précédemment. Lavez l’échantillon de débris potentiels. Insérez l’échantillon dans le capillaire à l’aide d’une pince à épiler, tandis que le capillaire et l’échantillon sont complètement immergés pour éviter l’inclusion de bulles d’air. Utilisez une pointe d’aiguille capillaire ou seringue plus petite comme tige poussante (figure 2B). Prenez l’échantillon capillaire du verre de montre moyen, à l’aide d’une pince à épiler. Dans le cas du VFI, couvrir le couvercle de la boîte de Pétri. Façonner le papier de soie en un point fin et l’utiliser pour enlever environ 1 mm de liquide des deux extrémités du capillaire. Faire fondre un petit volume de cire capillaire à l’aide d’un stylo à cire. Appliquer de la cire des deux côtés. La cire deviendra opaque lorsqu’elle se solidifiera. Prenez soin d’exclure les bulles d’air du capillaire (Figure 2C).REMARQUE : Évitez la surchauffe de la cire ou du capillaire, car cela peut provoquer une ébullition explosive ainsi que des poches de cavitation lorsque l’échantillon fini refroidit. Ensuite, racler l’excès de cire de l’extérieur du capillaire à l’aide d’un scalpel et essuyer avec du papier de soie fin. 3. Montage de l’échantillon Placez un microcoil sous le stéréomicroscope et insérez l’échantillon à l’aide d’une pince à épiler tout en gardant le microcoil stable(figure 2D). Utilisez une tige pour centrer l’échantillon dans le microcoil, en glissant le capillaire à l’intérieur de la bobine solénoïde. En option, appliquez du ruban adhésif pour fixer la position du capillaire. Inspecter le capillaire pour s’assurer qu’aucune bulle d’air n’est visible à l’intérieur de la bobine solénoïde, afin d’éviter la destruction du signal MR causée par des différences de susceptibilité. Fixez le microcoil à la prise de la base de la sonde, tout en gardant le microcoil droit(figure 3A,3B). Faites glisser soigneusement les bobines de gradient à triple axe sur le microcoil tout en faisant correspondre les connecteurs de refroidissement à l’eau du gradient à celui de la base de la sonde (Figure 3C). Tournez le fil de vis sur la base de la sonde pour fixer le gradient en place.REMARQUE : Cette étape ne s’applique qu’à une sonde Micro5. Dans le cas d’autres systèmes tels que Micro2.5 ou Biospect, les gradients sont sur une prise séparée que la bobine. 4. Détermination des caractéristiques de bobine Si la bobine est testée pour la première fois, utilisez la solution d’échantillon de référence pour créer un échantillon homogène, ce qui est utile pour l’étalonnage de puissance et lestests d’homogénéité B1. Les problèmes potentiels de susceptibilité dus aux fils de bobine peuvent être testés facilement avec cet échantillon de référence. Insérez la sonde dans l’aimant et connectez les câbles nécessaires : câble de transmission/recevoir RF, lignes de refroidissement de l’eau, câble thermocouple et ligne de refroidissement de l’air. Réglez la température de refroidissement à l’eau désirée (recommandée 298 K) pour l’unité de refroidissement à l’eau. Fixez la température cible (298 K) et le débit de gaz cible (300 L/h). Le débit de gaz peut être différent pour une conception différente de bobine ou volume d’échantillon. Cela ne s’applique qu’aux systèmes avec un système de contrôle de la température.REMARQUE : Les prochaines étapes ne sont nécessaires que lorsque vous testez de nouvelles bobines (construites à la maison). Connectez la sonde à l’aide d’un câble co-axial de 50 Ω à un analyseur réseau d’une largeur de balayage convenablement large (400 MHz), centrée sur la fréquence de résonance prévue. Observez les modes résonnants en ajustant les condensateurs variables correspondants et accordants qui sont présents dans la base de la sonde. Accordez et assortiz le mode résonnant à la fréquence désirée. En option, déterminez le facteur de qualité de bobine (facteur Q) sur l’analyseur réseau. Une méthode pour obtenir le facteur de qualité est d’utiliser un réseau de couplage et de diviser la fréquence centrale (fc) par la largeur de la immersion de réflexion à -7 dB (c.-à-Q = fc /(f1 – f2)14. Réglez fc à la fréquence de fonctionnement de l’aimant, tandis que f1 et f2 sont réglés au point -7 dB à gauche et à droite de fc, respectivement. Certains analyseurs réseau ont intégré la détermination du facteur Q. Lancez un test de réflectance sur le scanner, généralement appelé courbe vacillant, et ajustez le réglage et l’appariement au besoin. Il est recommandé de régler les condensateurs de réglage et d’appariement au point médian de leur gamme pour les nouvelles bobines. Par conséquent, commencez par une largeur de balayage spectral élevée. Dans certains cas, il peut être plus pratique de régler et d’assortir la bobine à l’extérieur de l’aimant sur un analyseur réseau. Sélectionnez un fichier de cale pour la plus grande bobine de volume de la sonde d’imagerie si elle est disponible. Si vous partez d’une bobine qui a été utilisée précédemment, utilisez un fichier de cale disponible. Si les deux options ne sont pas disponibles, commencez par toutes les valeurs de cale définies à 0. Sélectionnez la configuration de bobine correcte pour le microcoil s’il est disponible dans le logiciel d’imagerie (c.-à-d. ParaVision). Sinon, créez une nouvelle configuration de bobine correspondant aux spécifications de la bobine (p. ex., à l’écoute unique ou à double réglage) selon le manuel du système. Les estimations des limites sûres de ce microcoil solénoïde utilisé dans cette recherche avec un diamètre intérieur de 1,5 mm de taille est de 1 ms à 1 W de puissance de pointe et 1 mW de puissance continue.ATTENTION : Les petits condensateurs (généralement de 1 mm de taille) nécessaires aux microcoils sont très sensibles et facilement endommagés par des tensions élevées. La détermination automatisée de la puissance des impulsions peut ne pas fonctionner avec des bobines non standard, et des puissances trop élevées pourraient endommager la bobine ou d’autres parties du spectromètre. Par conséquent, des ajustements manuels sont recommandés. Enregistrez une courbe de écrouation pour qu’une nouvelle bobine obtienne une indication de la puissance RF correcte de la bobine (figure 4). Dans le cas où les limites de sécurité de la bobine sont inconnues, commencez par 10 μs à une faible puissance d’impulsion de 0,6 W et augmentez lentement la longueur des impulsions de 1 μs à la fois jusqu’à ce que le signal apparaisse. À l’aide d’une expérience FID en l’absence d’encodage de gradient, variez systématiquement la longueur de l’impulsion RF tout en maintenant la puissance du pouls constante. La longueur d’impulsion idéale est la longueur d’impulsion, où l’intensité du signal atteint le maximum. Si vous testez une nouvelle bobine, utilisez une impulsion de 10 μs avec une puissance très faible d’abord et commencez à augmenter progressivement la puissance d’impulsion.REMARQUE : Dans le cas où la puissance est beaucoup plus élevée que prévu pour la combinaison des caractéristiques de bobine et du spectromètre, ceci est déjà une indication que le mode de résonance erroné a été choisi. Pour une bobine avec un champ B1 homogène,comme une bobine solénoïde, déterminez l’impulsion à 180° où l’intensité du signal diminue àzéro 22. Réglez la puissance d’impulsion déterminée à 90° dans la carte d’ajustement de l’étude créée. Dans ParaVision, la carte d’ajustement de puissance de référence peut être utilisée pour entrer la puissance d’impulsion dure. Utilisez un balayage localisateur avec 3 tranches, une tranche dans chacune des trois axes primaires, pour localiser la position de la bobine à l’intérieur de l’aimant. Pour ce faire, chargez un scan localisateur à partir de la bibliothèque par défaut du spectromètre. Il est recommandé de commencer par un grand champ de vision sans décalage. Effectuez un réglage automatisé du gain du récepteur et démarrez manuellement la mesure.REMARQUE : Si l’échantillon est exactement au centre du système de gradient, l’analyse du localisateur affichera l’échantillon. Si la bobine ou l’échantillon n’est pas centré dans les tranches d’image ou manquant, l’analyse localiseur doit être ajustée, auquel cas l’étape 4.12 doit être effectuée à nouveau. Alternativement, utilisez un moyen complémentaire de trouver l’impulsion correcte à 90° basée sur l’évaluation de l’image. Une fois qu’une puissance approximative d’impulsion est trouvée utilisant la courbe de nutation, ajustez graduellement les puissances d’impulsion pour vérifier l’image pour l’homogénéité de champ de B1. Pour certaines bobines avec un champ B1 inhomogène, la puissance d’impulsion de 90° déterminée à l’aide de la courbe de nutation peut être surestimée, ce qui conduit à un surtipage dans le point sucré désiré de la bobine. Dans ce cas, réduisez la puissance d’impulsion de référence et vérifiez les nouvelles images par rapport aux images précédentes( Figure 5). Calez manuellement le champ magnétique basé sur le signal FID. Une commande recommandée pour le shimming initial est Z-Z2-Z-X-Y-Z-Z2-Z-XY-XZ-YZ-Z. Dans le cas d’un solenoïde, l’axe de symétrie principal se trouve dans le plan XY. Par conséquent, les cales dans différentes directions peuvent entraîner une correction plus forte de l’homogénéité B0 pour cette configuration de bobine. Les cales d’ordre supérieur ont peu d’effet et peuvent être ignorées. Calculer un SNR normalisé en volume pour permettre de comparer les caractéristiques des microcoils entre les différents systèmes, adaptés du protocole du fabricant18. Pour les microcoils utilisés ici, nous avons utilisé une séquence spin-écho avec les paramètres suivants: champ de vision (FOV) 6 mm x 6 mm, temps de répétition (TR) 1000 ms, temps d’écho (TE) 7 ms, Matrix 256 x 256 et épaisseur de tranche = 0,5 mm. Ajustez l’épaisseur de la tranche jusqu’à ce que le gain du récepteur soit unitaire. Ensuite, ajustez le nombre de tranches de sorte que les tranches s’étendent au-delà de la région de B1-homogénéité du champ. Enregistrez les images sans moyenne de signal, si possible. Déterminer le volume normalisé SNR (SNR/mm3) en deux étapes. Tout d’abord, calculer le volume voxel (Vvoxel)(Eq. 1):(1)NOTE: Les unités pour Dx, D yet Dtranche sont en mm. Ce calcul peut également être effectué pour une série de tranches. Sélectionnez les régions d’intérêt pour déterminer l’intensité du signal(μROI)de l’échantillon, et l’intensité du signal(μbruit)et l’écart type(σbruit)pour une région en dehors de l’échantillon (c.-à-d. le bruit). Le signal moyen est pris à partir du centre de l’image, tandis que le signal sonore est calculé à partir des correctifs d’angle (Figure 6). Le logiciel de contrôle du spectromètre ou le logiciel de traitement d’image polyvalent peuvent être utilisés pour ces calculs. Utilisez une seule répétition si possible, pour maintenir la comparabilité entre les différentes bobines. Utilisez les valeurs pour calculer un volume normalisé SNR (Eq. 2):(2)Pour la bobine utilisée ici en combinaison avec la solution de référence, l’utilisation d’Eq. 2 se traduit par la solution suivante :(3)REMARQUE : Lorsque l’on compare le SNR des bobines à différentes forces de champ magnétique, les propriétés de relaxation du fantôme doivent êtremesurées 23, à moins qu’un temps de répétition très long et un temps d’écho très court ne soient utilisés. Vérifiez s’il y a des problèmes de susceptibilité dus aux inhomogènes du champ magnétique : chargez et exécutez une séquence d’écho de gradient multiple (MGE) (figure 7). Des inhomogènes de champ magnétique dues aux différences de susceptibilité sont visibles dans les images avec des temps d’écho plus longs, car l’écho de gradient ne recentre pas les spins, qui se déphasent en raison des inhomogènes statiques de champ. De cette façon, les inhomogènes dans l’échantillon peuvent être visualisées (en raison des espaces d’air dans l’échantillon), ainsi que les inhomogènes du champ B0 introduites par le matériau de bobine. Utilisez les paramètres suivants, à ajuster en fonction des spécifications du spectromètre et de la bobine utilisés : TR 200 ms, TE 3,5 ms avec 48 échos espacés de 3,5 ms l’un de l’autre, angle de retournement 30 degrés. Taille matricielle 128 x 128.REMARQUE : Si plusieurs modes de résonance (potentiels) ou creux de réflexion ont été observés dans la courbe de résonance (vacillement), répétez les étapes ci-dessus pour chaque mode résonnant afin de déterminer le mode le plus sensible. Selon le microcoil, différentes parties de l’assemblage du microcoil peuvent être sujettes à des modes de résonance involontaires. 5. Imagerie haute résolution Exécutez une expérience FLASH 3D avec les paramètres suivants : TR 70 ms, TE 2,5 ms, taille matricielle de 128 x 64 x 64, FOV 1,6 x 0,8 x 0,8 mm, angle de retournement 30°, et bande passante du récepteur 50 kHz. Tirez les pouvoirs d’impulsion de la puissance d’impulsion de référence déterminée plus tôt; c’est automatique dans la plupart des logiciels d’imagerie. Déterminez le gain du récepteur à l’aide de réglages automatiques. Ajustez le FOV si nécessaire, en couvrant l’ensemble de l’objet dans les deux directions d’encodage de phase pour éviter l’alias. Exécutez une simulation de cycle de service de gradient, si disponible sur le système, pour vérifier que le cycle de service de l’expérience reste dans les spécifications des bobines de gradient.REMARQUE : Ces paramètres sont spécifiques à la bobine utilisée pour la démonstration; il est important d’optimiser les spécificités du système local. 6. Récupération d’échantillons pour une étude plus approfondie ou un stockage Retirer l’échantillon capillaire du microcoil. À l’aide d’une pince à épiler, retirer les bouchons de cire sous un stéréomicroscope. Utilisez une seringue pour laver l’échantillon du capillaire avec une solution de choix. Alternativement, utilisez une tige de pousseur en verre pour éjecter l’échantillon. Pour prévenir la déshydratation de l’échantillon, conserver dans un milieu approprié pour l’entreposage.

Representative Results

Caractérisation de bobineLors du réglage réussi et de l’appariement d’une bobine, ses performances peuvent être caractérisées par le facteur Q de bobine, l’impulsion de référence de 90° et le SNR/mm3. Pour la bobine solénoïde assortie à la susceptibilité d’identification de 1,5 mm démontrée ici, le facteur Q mesuré (déchargé) était de 244, comparativement à 561 pour une bobine de cage à oiseaux de 5 mm. L’impulsion de référence à 90° était de 12 μs à un niveau de puissance de 0,6 W; cf. 5 μs à 45 W pour une bobine de cage à oiseaux de 5 mm (figure 4 et figure 5). Cela équivaut à une force de champ d’impulsion RF (B1), en utilisant de 0,53 mT pour le microcoil et 1,17 mT pour la bobine de cage à oiseaux14 où y est le rapport gyrommagnétique, tandis que tau est la durée de l’impulsion. Étant donné que les niveaux depuissance des impulsions( P ) diffèrent, les bobines peuvent être comparées en termes d’efficacité de transmission : 0,69 mT/W1/2 et 0,18 mT/W1/2 pour le microcoil et la cage à oiseaux respectivement14. Comparé par une impulsion de 90°, le microcoil s’est révélé être un facteur ≈ 4 fois plus sensible que la bobine de cage à oiseaux. Effet de l’appariement de susceptibilitéÀ des forces de champ ultra-élevées, la susceptibilité à l’échantillon et à la bobine devient un facteur dominant de la qualité de l’image, comme on le voit à la figure 7A,7B. Par rapport à une bobine dépourvue d’un réservoir de liquide correspondant à la susceptibilité, le signal est conservé plus longtemps et plus homogènement dans un échantillon de référence. Toutefois, en raison du réservoir de susceptibilité, les dimensions maximales de l’échantillon diminuent par rapport à la bobine sans réservoir. Imagerie haute résolutionUne haute résolution de 13 x 13 x 13 μm3 d’un spécimen racine de truncatula Medicago a été atteinte en 20 heures et 23 minutes (figure 8). À partir de la surface de la racine, le cortex racinaire est vu, ainsi que de l’eau résiduelle à l’extérieur de la racine. En outre, le xylème est observé comme une bande sombre enfermant le phloème. Certaines poches d’air sont observées comme des taches sombres avec perte de signal complète. Les nodules de racine symbiotique de M. truncatula peuvent également être photographiés à l’aide de ce protocole (Figure 9). À l’aide d’une bobine inégalée légèrement plus grande (longueur vers 3500 μm, diamètre intérieur de 1500 μm), des images d’une résolution allant jusqu’à 16 x 16 x 16 μm3 ont été obtenues en 33 minutes. Figure 1 : Microcoil solénoïde. (A) La conception de bobine solénoïde se compose de fil bouclé hélicoïdalement, généralement enroulé autour d’un capillaire. La géométrie du fil, comme son épaisseur, son diamètre, le nombre d’enrouements et l’espacement des fils, influence les caractéristiques de bobine. (B) Un microcoil solénoïde construit à la maison avec un réservoir pour le fluide correspondant à la susceptibilité (Fomblin). Il se compose d’une plaie en fil de cuivre enduit de 0,4 mm d’épaisseur six fois autour du capillaire avec un diamètre extérieur de 1500 μm et une longueur de bobine de 3500 μm. La bobine est immergée dans un réservoir qui est fabriqué à partir d’une seringue. Des capillaires d’échantillon jusqu’à un diamètre extérieur de 1000 μm peuvent être insérés. Deux condensateurs sont utilisés, un condensateur de 1,5 pF en série avec l’inducteur et un deuxième condensateur variable de 1,5 à 6 pF est placé en parallèle à l’inducteur. Tous les composants sont soudés sur une planche en fibre de verre (jaune). Il est monté sur un support commercial (polymère gris) qui est modifié pour soutenir le réservoir.  (C) Composants de conception de bobine solénoïde : 1. bobine solénoïde, 2. échantillon capillaire, condensateur de réglage de 3. 1,5 pF, condensateur de réglage 4. variable, 5. plaque de base en fibre de verre, 6. fils de cuivre conduits. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 2 : Préparation de l’échantillon sous un stéréomicroscope. (A) Articles nécessaires à la préparation des microcoils. De gauche à droite : 1. CuSO4 solution de référence, 2. perfluorodecalin, 3. microcoil, 4. scalpel, 5. pinces à tension positive, 6. pinces à épiler, 7. diamètre extérieur capillaires = 1000 μm, 8. stylo à cire, 9. cire capillaire, 10. gants nitrile, 11. stéréomicroscope, 12. regarder le verre avec couvercle de boîte de Petri, 13. matériel végétal dans le substrat de croissance. Non montré: seringue de 2 mL avec ø 0,8 x 40 mm aiguille et papier de soie fin. (B) Fermez-vous vers le haut de l’insertion d’échantillon dans un capillaire utilisant des pincettes, alors que les deux sont maintenus submergés. (C) Scellement du capillaire à l’aide de cire fondue. (D) Insertion du capillaire préparé dans le microcoil. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 3 : Composant d’une sonde de micro-imagerie. (A) Base de sonde Micro5, contenant toutes les connexions nécessaires pour le refroidissement de l’eau, le chauffage, les capteurs de température, la puissance de gradient, RF (connecteur co-axial visible) et l’identification optionnienne de sonde (PICS). Sous la base de la sonde se trouvent des boutons qui permettent d’ajuster le réglage variable et les condensateurs correspondants, ainsi que de retenir les vis pour maintenir la sonde en place à l’intérieur du spectromètre. (B) Le microcoil construit à la maison s’adage au sommet de la base de la sonde. Notez les condensateurs variables (céramique blanche) montés sur la base de la sonde qui permettent le réglage et l’appariement. (C) Gradient intégré 3-axial monté sur la base de la sonde avec des récipients de refroidissement à l’eau et des contacts plaqués or pour ancrage du gradient. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 4 : Courbe de nutation. Une courbe de nutation est acquise pour déterminer la puissance d’impulsion de référence. La puissance d’impulsion de référence (impulsion à 90°) est définie comme la combinaison de puissance et de longueur d’impulsion nécessaire pour générer un champ B1 qui renverse toute magnétisation disponible dans la direction z vers le plan transversaux. Une série d’impulsions est enregistrée en l’absence d’encodage de gradient. À chaque impulsion, la longueur des impulsions ou la puissance du pouls est incrémentée. Ici, la puissance d’impulsion est réglée à 0,6 W, tandis que la longueur du pouls est incrémentée de 1 μs à chaque fois. L’intensité maximale du signal indique l’impulsion de 90°, autour de 12 μs. L’impulsion à 180° peut également être déterminée de cette façon en utilisant l’intensité minimale. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 5 : Détermination visuelle de la puissance d’impulsion de 90°. Une fois qu’une puissance approximative d’impulsion de référence a été trouvée à l’aide d’une courbe de nutation, elle peut être vérifiée visuellement en variant la longueur de l’impulsion. Selon la bobine, le champ B1 peut être plus ou moins sensible aux changements. (A) 11 μs longueur d’impulsion. (B) 12 μs de longueur d’impulsion, optimale pour cette bobine. (C) 13 μs de longueur d’impulsion. (D) 20 μs de longueur d’impulsion. Si la puissance de l’impulsion est réglée trop haut, un basculement peut se produire, réduisant ainsi l’intensité de l’image au centre de la bobine (pointe de flèche). L’augmentation duchamp B1 augmente également la portée de la bobine, comme on peut l’observer dans la largeur de l’image. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 6 : Placement dans la région d’intérêt. On peut voir les régions d’intérêt (ROI) pour le calcul normalisé du volume du SNR. L’intensité moyenne de l’échantillon est prélevée à partir d’un retour sur investissement qui relève de l’échantillon de solution de référence. Le bruit moyen et l’écart type sont calculés à partir d’un ou plusieurs retours sur investissement situés dans les coins de l’image. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 7 : Homogénéité RF évaluée par imagerie par écho de gradient. Une séquence d’écho de gradient multiple (MGE) est utilisée pour évaluer l’homogénéité RF(B1 -Field) à l’aide d’une série d’échos de gradient. Les paramètres de base étaient : temps de répétition 200 ms, temps d’écho 3,5 ms avec le nombre d’échos 48, espacement d’écho 3,5 ms, 64 moyennes, temps d’acquisition 27 m 18 s, angle de retournement 30°. Champ de vision était de 5 x 5 mm, matrice 128 x 128, résolution 39 x 39 x 200 μm. (A) Bobine assortie à la susceptibilité. Le fluide correspondant à la susceptibilité (Fomblin) entourant la bobine RF réduit les effets de susceptibilité dus au fil de bobine. Les petites bulles d’air provoquent une perte de signal à mesure que le temps d’écho augmente. (B) Une bobine (non susceptibilité appariée) avec un diamètre de bobine égal. À des moments d’écho plus longs, on observe l’augmentation des artefacts causés par l’inhomogenéité du champ B0. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 8 : Imagerie 3D d’une section racine de truncatula medicago. (En haut) image FLASH. Plusieurs caractéristiques de la section racinaire peuvent être distinguées, y compris l’épiderme (e), le cortex (c), le phloème (ph) et le xylème (xy). Les poches d’air (a) dans la racine causent la perte complète de signal. Les paramètres de base étaient les suivants : temps de répétition 70 ms, temps d’écho 2,5 ms, 256 moyennes, temps d’acquisition 20 h 23 m. Résolution 13 x 13 x 13 μm3. La taille de la matrice était de 128 x 64 x 64 et le champ de vision de 1,6 x 0,8 x 0,8 mm. Bande passante du récepteur 50 kHz. (En bas) Image MSME. Les paramètres de base étaient les suivants : temps de répétition 500 ms, temps d’écho 5,2 ms, 28 moyennes, temps d’acquisition 15 h 55 m. Résolution 13 x 13 x 13 μm3. La taille de la matrice était de 128 x 64 x 64 et le champ de vision de 1,6 x 0,8 x 0,8 mm. Bande passante du récepteur 70 kHz. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre. Figure 9 : Imagerie 3D d’un nodule de racine de truncatula de Medicago. (En haut) Image basse résolution. Les paramètres de base étaient les suivants : temps de répétition 60 ms, temps d’écho 2,3 ms, 4 moyennes, temps d’acquisition 4 m. Résolution 31 x 31 x 31 μm3. La taille de la matrice était de 64 x 32 x 32 et le champ de vision de 2 x 1 x 1 mm. Bande passante du récepteur 50 kHz. (En bas) Image haute résolution. Les paramètres de base étaient les suivants : temps de répétition 60 ms, temps d’écho 2,3 ms, 8 moyennes, temps d’acquisition 33 m. Résolution 16 x 16 x 16 μm3. La taille de la matrice était de 128 x 64 x 64 et le champ de vision de 2 x 1 x 1 mm. Bande passante du récepteur 50 kHz. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Discussion

Ce protocole convient le mieux aux échantillons biologiques, car de nombreux matériaux et échantillons géologiques ont des temps de relaxation T2 significativement plus courts, qui ne peuvent pas être photographiés par les séquences utilisées ici. Même certains tissus biologiques, qui présentent une hétérogénéité de susceptibilité magnétique élevée de l’échantillon, peuvent être difficiles à imager à champ ultra-élevé car les effets sont corrélés à la force du champ24. Le protocole est non seulement utile pour les nouvelles bobines, mais peut également aider au dépannage et au diagnostic des problèmes potentiels. Lors de l’essai d’échantillons nouveaux ou inconnus, ce protocole peut être effectué à l’avance sur la solution de référence pour vérifier que la configuration expérimentale fonctionne selon les spécifications. Cela aide au dépannage puisque le spectromètre peut être exclu comme source d’artefacts et de dysfonctionnements. En outre, cela définit le réglage et l’appariement des condensateurs sur la sonde à des valeurs typiques pour le microcoil.

Lorsqu’aucun signal n’est enregistré lors de la première expérience, le champ de vision de l’analyse localisateur peut être agrandi pour vérifier si l’échantillon est visible. Ensuite, revérifiez si la bobine est réglée correctement et essayez un autre balayage localisateur. Il est possible que la bobine présente d’autres modes de résonance involontaires, auquel cas le bon doit être déterminé. Si aucune image ne peut encore être obtenue, retirez l’échantillon pour vérifier sa position dans l’assemblage du microcoil et vérifiez que l’échantillon est intact (c.-à-d. qu’il n’y a pas de bulles d’air ou de fuites dans les joints). Enfin, un échantillon peut être préparé avec de l’eau au lieu du VFI. Dans le cas où l’échantillon donne peu de signal détectable dans le balayage localisateur, l’eau environnante dans le capillaire peut encore être détectée.

Comme les microcoils sont idéalement très près de l’échantillon, les différences de susceptibilité magnétique entre l’air et le fil peuvent causer une perte de signal supplémentaire, comme on le voit dans la figure 7B. Les artefacts potentiels comprennent le maillage spatial et la variation anormale de l’intensité du signal. En particulier, les séquences d’impulsions de type gradient-écho sont affectées par cette perte de signal non uniforme. Pour cette raison, nous avons présenté une bobine susceptibility-assortie, en vantant le fil dans le liquide de fluorinert (Fomblin ou FC-43). La méthoded’estimation B1 incluse dans ce protocole peut aider à déterminer si les différencesde susceptibilité B1 justifient l’inclusion de stratégies d’appariement de susceptibilité dans la conception de l’assemblage de bobines. Une autre approche pour construire une bobine assortie de susceptibilité est d’employer le fil susceptibility-assorti25. En outre, seuls les problèmes de susceptibilité dus à la bobine sont abordés avec cette approche. Les inadéquations de susceptibilité à l’intérieur de l’échantillon (p. ex., en raison des espaces aériens) demeurent difficiles.

Les poches d’air ou les bulles posent un défi expérimental qui cause une perte de signal importante, causée par des différences de susceptibilité à l’interface de l’air et du fluideou du spécimen 19 (figure 5A). Un aspect essentiel de la préparation réussie de l’échantillon est la submersion de l’échantillon et du capillaire. Cependant, même de petites bulles peuvent causer des pertes de signal, en particulier pour les séquences de type écho gradient. Les bulles d’air mobiles peuvent migrer à travers le capillaire jusqu’à ce qu’elles soient en contact avec l’échantillon. Certains de ces effets peuvent être atténués en inclinant légèrement le capillaire de sorte qu’une extrémité est plus élevée que l’autre. L’inclinaison permet de tenir en place des bulles d’air potentielles à l’extrémité supérieure, sans perturber l’échantillon. Il est également important de vérifier que la cire capillaire forme un bon joint, car la déshydratation peut provoquer la forme de grosses bulles d’air.

Pour les espaces d’air à l’intérieur de l’échantillon, le VFI a été utilisé pour remplir les espaces d’air intercellulaires tout en ne pénétrant pas dans les membranescellulaires 26. Cependant, même avec cette approche, nous n’avons pas été en mesure d’enlever tous les espaces aériens. En outre, cette approche signifie que nous avons besoin d’un agent supplémentaire, qui n’est généralement pas préféré en raison du désir d’étudier un système aussi non invasive que possible.

La forme cylindrique des capillaires signifie que les configurations de perfusion devraient être viables, en particulier pour les tissus vulnérables à la carie, tels que les biopsies ou l’étude des processus dans le matériel racinaire vivant. Deux étapes pourraient réaliser une configuration de perfusion. Tout d’abord, la connexion d’un tube d’alimentation moyen ainsi que d’un tube de vidange de chaque côté du capillaire serait suffisante pour créer une chimiostat. Deuxièmement, l’ajout d’une indentation dans l’échantillon capillaire pourrait maintenir l’échantillon en place contre la direction du débit. Ceci est analogue à un protocole publié pour les microcoils planaires10.

La nature non invasive de l’imagerie MR, combinée avec le liquide inerte utilisé dans ce protocole (VFI ou Fomblin) signifie qu’après la fin des expériences, des échantillons peuvent être retirés de leurs capillaires pour une étude plus approfondie. Les combinaisons comprennent la microscopie optique ou électronique et d’autres techniques d’imagerie destructrices. Nous avons récemment démontré une combinaison avec la microscopie optique sur les nodules de racine de truncatula de Medicago27.

Nous avons démontré une méthode d’imagerie du matériel végétal à l’aide de microcoils dédiés sur un spectromètre NMR à champ ultra-élevé. Des volumes d’échantillons relativement importants peuvent être étudiés à haute résolution avec une bonne homogénéité RF. En outre, l’imagerie spectroscopique peut être effectuée à des résolutions plus élevées que ce qui est autrement faisable. L’adaptation de la conception des microcoils aux échantillons est facilitée par une méthode efficace pour déterminer les caractéristiques de performance des bobines. L’approche de bobine sénoïde peut également être facilement appliquée à d’autres échantillons que les plantes, y compris les tissus animaux.

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les expériences à l’instrument 950 MHz ont été soutenues par uNMR-NL, une feuille de route nationale à grande échelle des Pays-Bas financée par le NWO (projet 184.032.207). R.S. a été soutenu par le projet du consortium BioSolarCells U2.3. J.R.K. a été soutenu par l’école supérieure de la Magnetic Resonance Research School (NMARRS) des Pays-Bas [022.005.029]. Nous remercions Defeng Shen et Ton Bisseling d’avoir fourni les échantillons de truncatula Medicago. Nous remercions également Klaartje Houben, Marie Renault et Johan van der Zwan pour leur soutien technique à l’usine uNMR-NL. Nous tenons également à remercier Volker Lehmann, Henny Janssen et Pieter de Waard pour leur aide technique. Nous exprimons notre gratitude à Frank Vergeldt, John Philippi et Karthick B. Sai Sankar Gupta pour leurs conseils. Enfin, nous remercions Jessica de Ruiter d’avoir fourni la voix off à la vidéo.

Materials

Reference solution preparation
CuSO4 Sigma-aldrich 469130 Crystalline powder for creating reference solution
D2O Sigma-aldrich 151882 Liquid used to prepare reference sample
Weigh Scale Sartorius PRACTUM513-1S Scale for weighing compounds
Sample preparation
Capillary 1000 μm (Outer diameter) Hilbenberg GmbH 1408410 Sample capillaries
Capillary wax Hampton Research HR4-328 Solid wax used to seal samples
Disposable Scalpel Swann-Morton No. 11 Used to excise samples
Perfluorodecalin Sigma-aldrich P9900 Liquid used for submerging sample
Stereo Microscope Olympus SZ40 Tabletop binocular microscope
Syringe Generic – Used to apply PFD and manipulate the sample
Vacuum Pump Vacuubrand MZ2C Two-stage membrane vacuumpump used for removing air pockets from samples.
Wax pen Hampton Research HR4-342 Handheld wax pen used to melt and apply capillary wax to samples
Imaging Hardware
22.3 T Magnet Bruker GmbH 950 US2 Narrowbore superconducting magnet
Air cooler Bruker GmbH – Used to regulate probe temperature
Console Bruker GmbH Avance III HD Controls operation of the spectrometer
Micro5 gradient coils Bruker GmbH Mic5 Removable gradient coils mount on the Micro5 probe body
Micro5 Probe body Bruker GmbH Mic5 Holds microcoils and gradient coils
RF microcoil Home-built – contains Fomblin
Vector Network Analyzer Copper Mountain Technologies TR1300/1 Used to perform S11 reflectance test, frequency range 300kHz to 1.3 GHz
Water cooler Bruker GmbH BCU-20 Open loop watercooling to dissipate heat from gradient coil operation.
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References

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van Schadewijk, R., Krug, J. R., Webb, A., Van As, H., Velders, A. H., de Groot, H. J. M., Alia, A. MRM Microcoil Performance Calibration and Usage Demonstrated on Medicago truncatula Roots at 22 T. J. Vis. Exp. (167), e61266, doi:10.3791/61266 (2021).
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