Summary

في Vivo العدوى مع الأمازون الليشمانيا لتقييم الفش الطفيلي في الفئران

Published: February 20, 2020
doi:

Summary

هنا ، نقدم بروتوكولًا تم تجميعه لتقييم العدوى الجلدية للفئران المصابة بداء الليشمانيا الأمازوني. هذه طريقة موثوقة لدراسة فوعة الطفيليات ، مما يسمح برؤية نظامية لاستجابة المضيف الفقاري للعدوى.

Abstract

الليشمانيا spp. هي الطفيليات الأولية التي تسبب الليشمانيات ، وهي أمراض تمثل مجموعة واسعة من المظاهر السريرية من الآفات الجلدية إلى الآفات الحشوية. وفي الوقت الراهن، يقدر أن 12 مليون شخص مصابون بداء الليشمانيا في جميع أنحاء العالم، وأن أكثر من بليون شخص يعيشون في خطر الإصابة. داء الليشمانيا الأمازوني متوطن في أمريكا الوسطى والجنوبية وعادة ما يؤدي إلى الشكل الجلدي للمرض ، والذي يمكن تصوره مباشرة في نموذج للحيوانات. ولذلك، L. سلالات amazonensis هي نماذج جيدة لدراسات داء الليشمانيات الجلدي لأنها تزرع أيضا بسهولة في المختبر. C57BL/6 الفئران تحاكي L. amazonensisالتي تحركها تطور المرض لوحظ في البشر وتعتبر واحدة من أفضل الفئران سلالات نموذج لداء الليشمانيات الجلدي. في المضيف الفقاري ، تسكن هذه الطفيليات الضامة على الرغم من آليات الدفاع عن هذه الخلايا. العديد من الدراسات استخدام في المختبر الكلية لعدوى المقالات لتقييم العدوى الطفيلي في ظل ظروف مختلفة. ومع ذلك ، يقتصر النهج المختبري على نظام خلية معزولة تتجاهل استجابة الكائن الحي. هنا ، نقوم بتجميع طريقة عدوى المورين في الجسم الحي التي توفر نظرة عامة فسيولوجية جهازية للتفاعل بين المضيف والطفيلي. البروتوكول التفصيلي للعدوى في الجسم الحي من الفئران C57BL/6 مع L. amazonensis يشمل تمايز الطفيليات في amastigotes المعدية، الفئران footpad الجلدية التطعيم، وتطوير الآفات، وتحديد تحميل الطفيليات. نقترح هذه الطريقة الراسخة باعتبارها الطريقة الأكثر ملاءمة للدراسات الفسيولوجية للاستجابات المناعية والأيضية للاستجابة للداء الليشماني الجلدي.

Introduction

الليشمانيات هي الأمراض المعدية الطفيلية المنتشرة في جميع أنحاء العالم التي تمثل تحديات هامة في البلدان النامية، ومعترف بها كواحدة من أهم الأمراض المدارية المهملة من قبل منظمة الصحة العالمية1،2. تتميز الليشمانيات بمظاهر جلدية و/ أو مخاطية و / أو حشوية. وعادة ما يكون سبب داء الليشمانيات الجلدي من قبل L. amazonensis, L. mexicana, L. braziliensis, L. guyanensis, L. major, L. tropica و L. aethiopica3. هذا الشكل من المرض هو في كثير من الأحيان الشفاء الذاتي في البشر بسبب تحريض الاستجابة المناعية الخلوية واقية. ومع ذلك ، قد تفشل الاستجابة المناعية الخلوية ، ويمكن أن يتطور المرض إلى انتشار داء الليشمانيات الجلدي4،5. لا يوجد لقاح متاح بسبب التنوع بين أنواع الليشمانيا والخلفيات الوراثية المضيفة6،7. خيارات العلاج محدودة أيضا لأن معظم الأدوية المتاحة حاليا هي إما مكلفة، سامة، و / أو قد تتطلب العلاج على المدى الطويل8،9. الى جانب ذلك، كانت هناك تقارير عن مقاومة الدواء ضد العلاجات المتاحة10،11.

العامل المسبب للليشمانيات هو طفيلي الليشمانياالبروتوزواني. يقدم الطفيلي شكلين مورفولوجية متميزين في دورة حياته: البروتماستيوجوت ، الشكل المشوه الموجود في ذبابة الوعيد. وamastigotes، شكل داخل الخلايا وجدت في vacuoles الطفيلية من الضامة المضيف الثدييات12،13. أماستيوجوتس’ القدرة على غزو, البقاء على قيد الحياة, وتكرار على الرغم من آليات الدفاع من الضامة المضيف الفقارية تخضع للعديد من الدراسات14,15,16,17. ونتيجة لذلك، كانت العديد من المجموعات البحثية تصف في المختبر تحليل العدوى الضامة لتقييم تأثير عوامل بيئية محددة، فضلا عن الطفيليات والجينات المضيفة على العدوى الطفيلية. يقدم هذا الطرح العديد من المزايا، مثل القدرة على تكييف الدراسات مع شكل إنتاجية عالية، وفترة زمنية أقصر نسبيا للحصول على النتائج، وانخفاض عدد الحيوانات المختبرية التي ضحتبـ 18. ومع ذلك ، فإن نتائج المقالات المختبرية محدودة لأنها لا تتكرر دائمًا في دراسات الجسم الحي14،19،20،21. في التجارب في الجسم الحي توفر نظرة عامة فيزيولوجية نظامية للتفاعل المضيف الطفيلي ، والتي لا يمكن محاكاة كاملة من خلال المقالات المختبرية. على سبيل المثال ، يمكن إجراء الدراسات المناعية من خلال الاختبارات الكيميائية المناعية من أقسام أنسجة لوحة القدم التي تم جمعها أو حتى من الغدد الليمفاوية البوليتية لتحليل الخلايا المناعية المستردة22.

وغالبا ما تستخدم الحيوانات كنموذج للأمراض البشرية في البحوث البيولوجية والطبية الحيوية لفهم أفضل للآليات الفسيولوجية الكامنة وراء الأمراض23. في حالة داء الليشمانيات ، يؤثر الطريق أو الموقع أو جرعة التطعيم على نتيجة المرض24،25،26،27. وعلاوة على ذلك ، فإن قابلية العدوى في البشر والفئران ومقاومتها تنظمها الخلفيات الوراثية للمضيف والطفيلي4،5،22،28،29،30،31. فئران BALB/c معرضة بشدة للعدوى الجلدية ل. الأمازون، مما يظهر تطور ًا سريعًا للمرض مع انتشار الطفيليات إلى الغدد الليمفاوية والطحال والكبد32. كما قد تقدم المرض إلى الانبثاث الجلدي، يمكن أن تكون العدوى قاتلة. في المقابل ، غالبًا ما تتطور فئران C57BL/6 إلى آفات مزمنة مع أحمال طفيلية مستمرة في الملوثات الضارة بمتلازمة الأمازون L. 33. وبالتالي، L. عدوى الأمازون مع هذا النوع من الفئران خاصة وقد اعتبرت نموذجا ممتازا لدراسة الأشكال المزمنة من داء الليشمانيات الجلدي في البشر، لأنه يحاكي تطور المرض أفضل من التهاب الفئران BALB/c نموذج5،34.

وبالتالي ، نقترح أن المورين في عدوى الجسم الحي هو وسيلة مفيدة للدراسات الفسيولوجية الليشمانية المنطبة المطبقة على الأمراض البشرية ، مما يسمح برؤية جهازية للتفاعل بين المضيف والطفيلي. إعادة النظر في المقالات الراسخة22، نقدم هنا بروتوكولًا مجمعًا خطوة بخطوة من عدوى الجسم الحي لفئران C57BL/6 مع L. amazonensis التي تضم تمايز الطفيليات إلى amastigotes الفأسية ، تلقيح الفئران الجلدية ، تطور الآفات ، وتحديد حمولة الطفيليات. يمكن تكييف هذا البروتوكول مع سلالات الفئران الأخرى وأنواع الليشمانيا التي تسبب الليشمانيات الجلدية. في الختام ، فإن الطريقة المعروضة هنا حاسمة في تحديد أهداف ولقاحات جديدة للأدوية المضادةللليشمانيا ، وكذلك في الدراسات الفسيولوجية للاستجابات المناعية والأيضية المضيفة لعدوى الليشمانيا.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات التجريبية من قبل لجنة رعاية الحيوانات واستخدامها في معهد العلوم البيولوجية بجامعة ساو باولو (CEUA 342/2019)، وأجريت وفقا للتوصيات والسياسات لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية في ولاية ساو باولو (Lei Estadual 11.977، de 25/08/2005) والحكومة البرازيلية (لي الاتحادية 11.794، de 08/10/…

Representative Results

توجد طفيليات الليشمانيا البروتوزوان في شكلين نمائيين خلال دورة حياتها في المضيفين اللافقاريين والفقاريات: البروتماستيجوت ، الأشكال التكاثرية الموجودة في تجويف ذبابة الإناث . وamastigotes ، وأشكال التكاثر وجدت في vacuoles الطفيلية من الخلايا المضيفة الثدييات. البروتماستيج…

Discussion

يسمح إجراء تحليل العدوى في الجسم الحي الموصوف في هذا البروتوكول لأي باحث بتقييم داء الليشمانيات الجلدي الجسمي بالنظر إلى التفاعل بين المضيف والطفيلي في سيناريو نظامي. وقد استخدمت هذه المقالات من قبل العديد من المجموعات22،24،27،<sup clas…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نود أن نشكر البروفيسور الدكتور نيلز أولسن سارايفا كامارا من مركز الحيوان التابع لمعهد العلوم الطبية الحيوية بجامعة ساو باولو على الدعم والبروفيسورة الدكتورة سيلفيا ريني أوليانا لتوفيرطاحونة الأنسجة الزجاجية. تم دعم هذا العمل من قبل مؤسسة ساو باولو للأبحاث (FAPESP – منحة MFLS 2017/23933-3).

Materials

96-well plate Greiner bio-ne 655180 A flat-bottom plate for limiting dilution assay
adenine Sigma A8626 Supplement added to M199 cell culture media
caliper Mitutoyo 700-118-20 A caliper to measure the thickness of footpad
cell culture flask Corning 353014 A 25 cm2 volume cell culture flask to cultivate Leishmania parasite
centrifuge Eppendorf 5804R An equipament used for separating samples based on its density
CO2 incubator 34 °C Thermo Scientific 3110 An incubator for amastigotes differentiation
ethanol Merck K50237083820 A disinfectant for general items
fetal bovine serum Gibco 12657-029 Supplement added to M199 cell culture media
glass tissue grinder tube Thomas Scientific 3431 E04 A tube to collect and disrupt infected footpad tissue
glucose Synth G1008.01.AH Supplement added to M199 cell culture media
GraphPad Prism Software GraphPad A software used to plot the data and calculate statistical significance
hemin Sigma H-2250 Supplement added to M199 cell culture media
HEPES Promega H5303 Supplement added to M199 cell culture media
incubator 25 °C Fanem 347CD An incubator for promastigotes cultivation
inverted microscope Nikon TMS An equipament used to visual analyze the promastigote and amastigote cultures
isoflurane An inhalant anesthetics for mice (3-5%)
laminar flow cabinet Veco VLFS-09 A biosafety cabinet used for aseptical work area
M199 cell culture media Gibco 31100-035 A cell culture media for Leishmania cultivation
microcentrifuge tube Axygen MCT150C A microtube used for sample collection, processing and storage
multichanel pipette Labsystems F61978 A multichannel pipette used for limiting dilution assay
NaHCO3 Merck 6329 Supplement added to M199 cell culture media
NaOH Sigma S8045 Supplement added to M199 cell culture media
Neubauer chamber HBG 2266 A hemocytometer to count the parasite suspension
optical microscope Nikon E200 An optical equipament used to count parasite
parafilm Bemis 349 A flexible and resistant plastic to seal the plate
penicillin/streptomycin Gibco 15140122 Supplement added to M199 cell culture media
Petri dishes TPP 93100 A sterile dish to dissect the footpad tissue
pipetman kit Gilson F167360 A micropipette kit containing four pipettors (P2 P20 P200 P1000)
scale Quimis BG2000 An equipament used to weigh collected footpad lesions
scalpel Solidor 10237580026 A scalpel to cut and collect footpad tissue
serological pipette 10 mL Nest 327001 A sterile pipette used for transfering mililiter volumes
tips Axygen A pipette tip used for transfering microliter volumes
Trypan blue Gibco 15250-061 A dye used to count viable parasites
trypticase peptone Merck Supplement added to M199 cell culture media
tuberculin syringe BD 305945 A syringe with 27G needle to inoculate the parasite suspension

References

  1. Alvar, J., et al. Leishmaniasis worldwide and global estimates of its incidence. PloS One. 7 (5), e35671 (2012).
  2. Ashford, R. W. The leishmaniases as emerging and reemerging zoonoses. International Journal for Parasitololy. 30 (12-13), 1269-1281 (2000).
  3. Burza, S., Croft, S. L., Boelaert, M. Leishmaniasis. Lancet. 392 (10151), 951-970 (2018).
  4. Scorza, B. M., Carvalho, E. M., Wilson, M. E. Cutaneous Manifestations of Human and Murine Leishmaniasis. International Journal of Molecular Sciences. 18 (6), e1296 (2017).
  5. Afonso, L. C., Scott, P. Immune responses associated with susceptibility of C57BL/10 mice to Leishmania amazonensis. Infection and Immunity. 61 (7), 2952-2959 (1993).
  6. Khamesipour, A., Rafati, S., Davoudi, N., Maboudi, F., Modabber, F. Leishmaniasis vaccine candidates for development: a global overview. Indian Journal of Medical Research. 123 (3), 423-438 (2006).
  7. Kumar, R., Engwerda, C. Vaccines to prevent leishmaniasis. Clinical & Translational Immunology. 3 (3), e13 (2014).
  8. Murray, H. W., Berman, J. D., Davies, C. R., Saravia, N. G. Advances in leishmaniasis. Lancet. 366 (9496), 1561-1577 (2005).
  9. Hotez, P. J., Bottazzi, M. E., Franco-Paredes, C., Ault, S. K., Periago, M. R. The neglected tropical diseases of Latin America and the Caribbean: a review of disease burden and distribution and a roadmap for control and elimination. PLoS Neglected Tropical Diseases. 2 (9), e300 (2008).
  10. Croft, S. L., Sundar, S., Fairlamb, A. H. Drug resistance in leishmaniasis. Clinical Microbiology Reviews. 19 (1), 111-126 (2006).
  11. Ponte-Sucre, A., et al. Drug resistance and treatment failure in leishmaniasis: A 21st century challenge. PLoS Neglected Tropical Diseases. 11 (12), e0006052 (2017).
  12. Teixeira, D. E., et al. The cell biology of Leishmania: how to teach using animations. PLoS Pathogens. 9 (10), e1003594 (2013).
  13. Sunter, J., Gull, K. Shape, form, function and Leishmania pathogenicity: from textbook descriptions to biological understanding. Open Biology Journal. 7 (9), 170165 (2017).
  14. Laranjeira-Silva, M. F., et al. A MFS-like plasma membrane transporter required for Leishmania virulence protects the parasites from iron toxicity. PLoS Pathogens. 14 (6), e1007140 (2018).
  15. Aoki, J. I., et al. L-arginine availability and arginase activity: Characterization of amino acid permease 3 in Leishmania amazonensis. PLoS Neglected Tropical Diseases. 11 (10), e0006025 (2017).
  16. Probst, C. M., et al. A comparison of two distinct murine macrophage gene expression profiles in response to Leishmania amazonensis infection. BMC Microbiology. 12, 22 (2012).
  17. Dillon, L. A., et al. Simultaneous transcriptional profiling of Leishmania major and its murine macrophage host cell reveals insights into host-pathogen interactions. BMC Genomics. 16, 1108 (2015).
  18. Sarkar, A., Khan, Y. A., Laranjeira-Silva, M. F., Andrews, N. W., Mittra, B. Quantification of Intracellular Growth Inside Macrophages is a Fast and Reliable Method for Assessing the Virulence of Leishmania Parasites. Journal of Visualized Experiments. (133), e57486 (2018).
  19. Mittra, B., Laranjeira-Silva, M. F., Miguel, D. C., Perrone Bezerra de Menezes, J., Andrews, N. W. The iron-dependent mitochondrial superoxide dismutase SODA promotes. The Journal of Biological Chemistry. 292 (29), 12324-12338 (2017).
  20. Flannery, A. R., Huynh, C., Mittra, B., Mortara, R. A., Andrews, N. W. LFR1 ferric iron reductase of Leishmania amazonensis is essential for the generation of infective parasite forms. The Journal of Biological Chemistry. 286 (26), 23266-23279 (2011).
  21. Laranjeira-Silva, M. F., Zampieri, R. A., Muxel, S. M., Beverley, S. M., Floeter-Winter, L. M. Leishmania amazonensis arginase compartmentalization in the glycosome is important for parasite infectivity. PloS One. 7 (3), e34022 (2012).
  22. Sacks, D. L., Melby, P. C. Animal models for the analysis of immune responses to leishmaniasis. Current Protocols in Immunology. , (1998).
  23. Andersen, M. L., Winter, L. M. F. Animal models in biological and biomedical research – experimental and ethical concerns. Anais da Academia Brasileira de Ciências. 91, e20170238 (2019).
  24. Ribeiro-Gomes, F. L., et al. Site-dependent recruitment of inflammatory cells determines the effective dose of Leishmania major. Infection and Immunity. 82 (7), 2713-2727 (2014).
  25. Mahmoudzadeh-Niknam, H., Khalili, G., Abrishami, F., Najafy, A., Khaze, V. The route of Leishmania tropica infection determines disease outcome and protection against Leishmania major in BALB/c mice. The Korean Journal of Parasitology. 51 (1), 69-74 (2013).
  26. Oliveira, D. M., et al. Evaluation of parasitological and immunological parameters of Leishmania chagasi infection in BALB/c mice using different doses and routes of inoculation of parasites. Parasitology Research. 110 (3), 1277-1285 (2012).
  27. Côrtes, D. F., et al. Low and high-dose intradermal infection with Leishmania major and Leishmania amazonensis in C57BL/6 mice. Memorias do Instituto Oswaldo Cruz. 105 (6), 736-745 (2010).
  28. Blackwell, J. M., et al. Genetics and visceral leishmaniasis: of mice and man. Parasite Immunology. 31 (5), 254-266 (2009).
  29. Loeuillet, C., Bañuls, A. L., Hide, M. Study of Leishmania pathogenesis in mice: experimental considerations. Parasites & Vectors. 9, 144 (2016).
  30. Alexander, J., Brombacher, F. T Helper1/T Helper2 Cells and Resistance/Susceptibility to Leishmania Infection: Is This Paradigm Still Relevant?. Frontiers in Immunology. 3, 80 (2012).
  31. Sacks, D., Noben-Trauth, N. The immunology of susceptibility and resistance to Leishmania major in mice. Nature Reviews Immunology. 2 (11), 845-858 (2002).
  32. Bogdan, C., et al. Experimental Cutaneous Leishmaniasis: Mouse Models for Resolution of Inflammation Versus Chronicity of Disease. Methods in Molecular Biology. 1971, 315-349 (2019).
  33. Jones, D. E., Ackermann, M. R., Wille, U., Hunter, C. A., Scott, P. Early enhanced Th1 response after Leishmania amazonensis infection of C57BL/6 interleukin-10-deficient mice does not lead to resolution of infection. Infection and Immunity. 70 (4), 2151-2158 (2002).
  34. Velasquez, L. G., et al. Distinct courses of infection with Leishmania (L.) amazonensis are observed in BALB/c, BALB/c nude and C57BL/6 mice. Parasitology. 143 (6), 692-703 (2016).
  35. de Menezes, J. P., et al. Leishmania infection inhibits macrophage motility by altering F-actin dynamics and the expression of adhesion complex proteins. Cellular Microbiology. 19 (3), 1266 (2017).
  36. Mittra, B., et al. A Trypanosomatid Iron Transporter that Regulates Mitochondrial Function Is Required for Leishmania amazonensis Virulence. PLoS Pathogens. 12 (1), e1005340 (2016).
  37. Zilberstein, D., Nitzan Koren, R. Host-Free Systems for Differentiation of Axenic Leishmania. Methods in Molecular Biology. 1971, 1-8 (2019).
  38. Zilberstein, D., Shapira, M. The role of pH and temperature in the development of Leishmania parasites. Annual Review of Microbiology. 48, 449-470 (1994).
  39. Dumetz, F., et al. Modulation of Aneuploidy in Leishmania donovani during adaptation to different in vitro and in vivo environments and its impact on gene expression. MBio. 8 (3), e00599-e00517 (2017).
  40. Sinha, R., et al. Genome Plasticity in Cultured Leishmania donovani: Comparison of Early and Late Passages. Frontiers in Microbiology. 9, 1279 (2018).
  41. Magalhães, R. D., et al. Identification of differentially expressed proteins from Leishmania amazonensis associated with the loss of virulence of the parasites. PLoS Neglected Tropical Diseases. 8 (4), e2764 (2014).
  42. Lei, S. M., Romine, N. M., Beetham, J. K. Population changes in Leishmania chagasi promastigote developmental stages due to serial passage. Journal of Parasitology. 96 (6), 1134-1138 (2010).
  43. Ali, K. S., Rees, R. C., Terrell-Nield, C., Ali, S. A. Virulence loss and amastigote transformation failure determine host cell responses to Leishmania mexicana. Parasite Immunology. 35 (12), 441-456 (2013).
  44. Rebello, K. M., et al. Leishmania (Viannia) braziliensis: influence of successive in vitro cultivation on the expression of promastigote proteinases. Experimental Parasitology. 126 (4), 570-576 (2010).
  45. Titus, R. G., Marchand, M., Boon, T., Louis, J. A. A limiting dilution assay for quantifying Leishmania major in tissues of infected mice. Parasite Immunology. 7 (5), 545-555 (1985).
  46. Lima, H. C., Bleyenberg, J. A., Titus, R. G. A simple method for quantifying Leishmania in tissues of infected animals. Parasitology Today. 13 (2), 80-82 (1997).
  47. Strober, W. Trypan Blue Exclusion Test of Cell Viability. Current Protocols in Immunology. , (1997).
  48. Sacks, D., Kamhawi, S. Molecular aspects of parasite-vector and vector-host interactions in leishmaniasis. Annual Review of Microbiology. 55, 453-483 (2001).
  49. Reimão, J. Q., et al. Parasite burden in Leishmania (Leishmania) amazonensis-infected mice: validation of luciferase as a quantitative tool. Journal of Microbiological Methods. 93 (2), 95-101 (2013).
  50. Buckley, S. M., et al. In vivo bioimaging with tissue-specific transcription factor activated luciferase reporters. Scientific Reports. 5, 11842 (2015).
  51. Thalhofer, C. J., et al. In vivo imaging of transgenic Leishmania parasites in a live host. Journal of Visualized Experiments. (41), e1980 (2010).
  52. Roberts, S. C., et al. Arginase plays a pivotal role in polyamine precursor metabolism in Leishmania. Characterization of gene deletion mutants. The Journal of Biological Chemistry. 279 (22), 23668-23678 (2004).
  53. Boitz, J. M., et al. Arginase Is Essential for Survival of Leishmania donovani Promastigotes but Not Intracellular Amastigotes. Infection and Immunity. 85 (1), e00554 (2017).
  54. Rosas, L. E., et al. Genetic background influences immune responses and disease outcome of cutaneous L. mexicana infection in mice. International Immunology. 17 (10), 1347-1357 (2005).
  55. Belkaid, Y., et al. Development of a natural model of cutaneous leishmaniasis: powerful effects of vector saliva and saliva preexposure on the long-term outcome of Leishmania major infection in the mouse ear dermis. Journal of Experimental Medicine. 188 (10), 1941-1953 (1998).
  56. Titus, R. G., Ribeiro, J. M. Salivary gland lysates from the sand fly Lutzomyia longipalpis enhance Leishmania infectivity. Science. 239 (4845), 1306-1308 (1988).
  57. Lima, H. C., Titus, R. G. Effects of sand fly vector saliva on development of cutaneous lesions and the immune response to Leishmania braziliensis in BALB/c mice. Infection and Immunity. 64 (12), 5442-5445 (1996).
  58. Theodos, C. M., Ribeiro, J. M., Titus, R. G. Analysis of enhancing effect of sand fly saliva on Leishmania infection in mice. Infection and Immunity. 59 (5), 1592-1598 (1991).
  59. Kaur, S., et al. Effect of dose and route of inoculation on the generation of CD4+ Th1/Th2 type of immune response in murine visceral leishmaniasis. Parasitology Research. 103 (6), 1413-1419 (2008).
  60. Rolão, N., Melo, C., Campino, L. Influence of the inoculation route in BALB/c mice infected by Leishmania infantum. Acta Tropica. 90 (1), 123-126 (2004).
  61. Kébaïer, C., Louzir, H., Chenik, M., Ben Salah, A., Dellagi, K. Heterogeneity of wild Leishmania major isolates in experimental murine pathogenicity and specific immune response. Infection and Immunity. 69 (8), 4906-4915 (2001).
  62. Baldwin, T. M., Elso, C., Curtis, J., Buckingham, L., Handman, E. The site of Leishmania major infection determines disease severity and immune responses. Infection and Immunity. 71 (12), 6830-6834 (2003).
  63. Aoki, J. I., et al. RNA-seq transcriptional profiling of Leishmania amazonensis reveals an arginase-dependent gene expression regulation. PLoS Neglected Tropical Diseases. 11 (10), e0006026 (2017).
  64. Pinto-da-Silva, L. H., et al. The 3A1-La monoclonal antibody reveals key features of Leishmania (L) amazonensis metacyclic promastigotes and inhibits procyclics attachment to the sand fly midgut. International Journal for Parasitology. 35 (7), 757-764 (2005).
  65. Spath, G. F., Beverley, S. M. A lipophosphoglycan-independent method for isolation of infective Leishmania metacyclic promastigotes by density gradient centrifugation. Experimental Parasitology. 99 (2), 97-103 (2001).
  66. Aoki, J. I., Laranjeira-Silva, M. F., Muxel, S. M., Floeter-Winter, L. M. The impact of arginase activity on virulence factors of Leishmania amazonensis. Current Opinion in Microbiology. 52, 110-115 (2019).
  67. Jackson, A. P. The evolution of amastin surface glycoproteins in trypanosomatid parasites. Molecular Biology and Evolution. 27 (1), 33-45 (2010).
  68. Rochette, A., et al. Characterization and developmental gene regulation of a large gene family encoding amastin surface proteins in Leishmania spp. Molecular and Biochemical Parasitology. 140 (2), 205-220 (2005).
  69. Rochette, A., Raymond, F., Corbeil, J., Ouellette, M., Papadopoulou, B. Whole-genome comparative RNA expression profiling of axenic and intracellular amastigote forms of Leishmania infantum. Molecular and Biochemical Parasitology. 165 (1), 32-47 (2009).
  70. Schneider, P., Rosat, J. P., Bouvier, J., Louis, J., Bordier, C. Leishmania major: differential regulation of the surface metalloprotease in amastigote and promastigote stages. Experimental Parasitology. 75 (2), 196-206 (1992).
  71. Ji, J., Sun, J., Qi, H., Soong, L. Analysis of T helper cell responses during infection with Leishmania amazonensis. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 66 (4), 338-345 (2002).
  72. Ji, J., Sun, J., Soong, L. Impaired expression of inflammatory cytokines and chemokines at early stages of infection with Leishmania amazonensis. Infection and Immunity. 71 (8), 4278-4288 (2003).
  73. Felizardo, T. C., Toma, L. S., Borges, N. B., Lima, G. M., Abrahamsohn, I. A. Leishmania (Leishmania) amazonensis infection and dissemination in mice inoculated with stationary-phase or with purified metacyclic promastigotes. Parasitology. 134 (12), 1699-1707 (2007).
  74. Laranjeira-Silva, M. F., Zampieri, R. A., Muxel, S. M., Floeter-Winter, L. M., Markus, R. P. Melatonin attenuates Leishmania (L.) amazonensis infection by modulating arginine metabolism. Journal of Pineal Research. 59 (4), 478-487 (2015).

Play Video

Citer Cet Article
Aoki, J. I., Hong, A., Zampieri, R. A., Floeter-Winter, L. M., Laranjeira-Silva, M. F. In Vivo Infection with Leishmania amazonensis to Evaluate Parasite Virulence in Mice. J. Vis. Exp. (156), e60617, doi:10.3791/60617 (2020).

View Video