JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Résultats
Discussion
Divulgations
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neurosciences

הזרקה ישירה של וקטור Lentiviral מדגיש מספר מסלולים מוטוריים בחוט השדרה עכברוש

Published: March 15, 2019
doi:
10.3791/59160
, , , ,
1Shriner’s Pediatric Research Center,Temple University

Summary

פרוטוקול זה מדגים הזרקה של וקטור ויראלי יביל retrogradely לתוך רקמות חוט השדרה חולדה. וקטור שצולמו הסינפסה, מועברים לגוף התא של נוירונים היעד. מודל זה מתאים רטרוגרדית העקיבה של מסלולים בעמוד השדרה חשוב או תאים מיקוד ליישומים טיפול גנטי.

Abstract

היכרות עם חלבונים עניין לתוך תאים במערכת העצבים הוא מאתגר עקב המונעים ביולוגית מולדת להגביל את הגישה רוב המולקולות. הזרקה ישירות לתוך חוט השדרה רקמות עוקף מחסומים אלה, והיא מספקת גישה אל גוף התא או synapses איפה ניתן לשלב מולקולות. שילוב טכנולוגיה וקטור ויראלי בשיטה זו מאפשר החדרת גנים היעד לתוך רקמות עצבים לצורך ריפוי גנטי או מערכת עקיבה. כאן וירוס מהונדס להעברה רטרוגרדית יעילים ביותר (HiRet) הוא הציג את הסינפסות של propriospinal interneurons (מערכת העצבים ההיקפית) כדי לעודד תחבורה ספציפית את הנוירונים בחוט השדרה, גזע המוח גרעינים. פילוח מערכת העצבים ההיקפית מנצל הקשרים רבים שהמוענק להם מסלולים מוטוריים נרחבים של rubrospinal ו- reticulospinal, כמו הקישוריות שלהם אחד עם השני לאורך חוט השדרה מקטעים. נציג מעקב באמצעות וקטור HiRet בפרטים צורונים פעילים חלבון פלואורסצנטי ירוק (GFP) מראה דיוק גבוה של תא גופות, אקסונים ו דנדריטים ובשבילים מערכת העצבים ההיקפית בית החזה, reticulospinal נוירונים ב רשתית pontine. HiRet משלבת גם לתוך משעולים גזע המוח, מערכת העצבים ההיקפית, אבל מראה והשתלבות נוירונים בדרכי corticospinal תלוי גיל. לסיכום, הזרקת חוט השדרה באמצעות וקטורים ויראלי הוא שיטה מתאימה על ההקדמה של חלבונים עניין לתוך הנוירונים של יישוב שטחים.

Introduction

וקטורים ויראלי הם כלים ביולוגי חשוב יכול להציג חומר גנטי לתוך התאים על מנת לפצות על גנים פגומים, upregulate צמיחה חשוב חלבונים או מייצרים חלבונים סמן המדגישות את המבנה ואת קשרים סינפטיים של המטרות שלהם. מאמר זה מתמקד הזרקה ישירה של וקטור lentiviral retrogradely הניתנים להעברה יעילה במיוחד לתוך חוט השדרה חולדה כדי לסמן מסלולים מוטוריים הגדולות עם עקיבה פלורסנט.  שיטה זו גם מאוד מתאים ללימודי רגנרציה ומחזור לצמיחה מחודשת עצב להציג חלבונים עניין לתוך אוכלוסיות מגוונות של נוירונים, נעשה שימוש כדי להשתיק את הנוירונים עבור מיפוי פונקציונלי מחקרים1,2.

חלק מהפרטים האנטומי של מסלולים מוטוריים בעמוד השדרה היו מבואר דרך הזרקה ישירה מחקרים עם המשדרים קלאסית כגון BDA ופטור-זהב3,4,5,6,7 , 8. המשדרים הללו נחשבים תקן הזהב, אבל אולי יש חסרונות מסוימים כגון ספיגת מאת אקסונים פגומים או אקסונים בקטע של החומר הלבן שמסביב זריקה באתר9,10,11 . זה יכול להוביל פירושים שגויים של מסלול קישוריות, יכול להיות חיסרון במחקרים התחדשות איפה לצבוע הקליטה על-ידי אקסונים פגומים או קטוע אפשר לטעות, ולשם רגנרציה סיבי במהלך ניתוח מאוחר יותר12.

וקטורים lentiviral פופולריים במחקרים טיפול גנטי, כפי שהם מספקים יציב, לטווח ארוך ביטוי אוכלוסיות עצביים13,14,15,16,17,18 ,19. עם זאת, באופן מסורתי הארוזה וקטורים lentiviral יכול מוגבלת רטרוגרדית תחבורה, עשוי לעורר את התגובה של המערכת החיסונית כאשר נעשה שימוש ב- vivo4,20,21. וקטור תחבורה יעיל רטרוגרדית כינה HiRet הופק על ידי קאטו et al. על-ידי שינוי של מעטפת נגיפית עם גליקופרוטאין וירוס הכלבת ליצירת וקטור היברידית המשפרת תחבורה רטרוגרדית22,23.

עקיבה רטרוגרדית מציג וקטור לתוך מרחב סינפטית של נוירון המטרה, ולאפשר לו להיות נלקח על ידי האקסון של תא זה, מועבר לגוף התא. הובלה מוצלחת של HiRet הוכח הסינפסות עצביים לתוך מוחותיהם של קופים ועכברים23,24 ומן לשריר לתוך מוטורי לגלוקוז22. פרוטוקול זה מדגים הזרקה לתוך חוט השדרה המותני, המכוון את מסופי סינפטית של propriospinal interneurons, גזע המוח נוירונים. מערכת העצבים ההיקפית לקבל חיבורים רבים מסלולים שונים בעמוד השדרה, ובכך יכול להיות מנוצל כדי להתמקד אוכלוסיה מגוונת של הנוירונים בחוט השדרה, גזע המוח. נוירונים שכותרתו במחקר זה מייצגים המעגלים innervating מוטור נוירון בריכות הקשורים בתפקוד המוטורי hindlimb. תיוג חזקים נתפסת חוט השדרה, גזע המוח, כולל פרטים דיוק גבוה של דנדריטים ובשבילים, מסופי האקסון. גם השתמשנו בשיטה זו במחקרים קודמים בתוך חוט השדרה הצווארי לתייג propriospinal, גזע המוח reticulospinal מסלולים25.

פרוטוקול זה מדגים הזרקה של וקטור ויראלי לתוך חוט השדרה המותני של חולדה. כפי שניתן לראות סרט 1, החתך מכוון על ידי זיהוי החוליה L1 הממוקמת הצלע האחרונה. זה משמש כנקודת ציון סימטרית עבור חתך 3-4 ס מ זה חושף את מערכת השרירים מעל חוט השדרה L1-L4. Laminectomies ההיבטים הגבי של החוליות T11-T13 מבוצעים ואת מחט זכוכית משופע מכוונת 0.8 מ מ לרוחב קו האמצע, הוריד 1.5 מ מ עמוק לתוך החומר האפור להחדיר וירוס.

Protocol

כל ההליכים הבאים כירורגית וטיפול בבעלי חיים אושרו על ידי טיפול בעלי חיים ועל שימוש הוועדה של אוניברסיטת טמפל. 1. בפגישת ההכנות הכינו זכוכית משך מחטים להזרקה נגיפית מספר ימים לפני הניתוח באמצעות 3.5 nanoliter זכוכית נימי פיפטות מיועד nanoliter מרססים. משוך כל פיפטה פולר המחט שני ש…

Representative Results

הזרקת מוצלחת ותעבורה של וקטור ויראלי צריכה לגרום התמרה חושית של אוכלוסיה חזקה של נוירונים חד-צדדית בחוט השדרה, גרעינים מסויימים גזע המוח. איור 1 מדגים תיוג סטריאוטיפית של נוירונים, אקסונים בחוט השדרה החזי ואת ב רשתית pontine של גזע המוח-הזרקת שלאחר ארבעה שבועות. ביט?…

Discussion

הנדסה גנטית של נוירונים במוח ובחוט השדרה שימש גולת חושית, מוטוריים, מסלולים אוטונומי באמצעות מעקב פלורסנט, וכן לבחון את פוטנציאל לצמיחה מחודשת של ספינלי עצביים לאחר פציעה27,28, 29 , 30 , 31 , …

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו מומן על ידי מענק מן המכון הלאומי של הפרעות נוירולוגיות ו קו R01 R01NS103481 ומענקים החולים שריינרים למחקר בילדים SHC 84051 ואת SHC 86000 משרד ההגנה (SC140089).

Materials

#10 Scalpel Blades Roboz RS-9801-10 For use with the scalpel.
1 mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309659 For anesthetic IP injection, potential anesthetic booster shots, and antibiotic injections.
10mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309604 For injecting saline into the animal, post-surgery.
4.0 Chromic Catgut Suture DemeTECH NN374-16 To re-bind muscle during closing.
48000 Micropipette Beveler World Precision Instruments 32416 Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.
5% Iodine Solution Purdue Products L.P. L01020-08 For use in sterilzation of the surgical site.
70% Ethanol N/A N/A For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation, and surgeon's hands during surgery, as well as all other minor maintainances of sterility.
Anesthetic (Ketamine/Xylazine Solution) Zoetis 240048 For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.
Antibiotic (Cefazolin) West-Ward Pharmaceuticals NPC 0143-9924-90 To be injected subcutaneously to prevent infection post-surgery.
Bead Sterilizer CellPoint 5-1450 To heat sterilize surgical instruments.
Bonewax Fine Science Tools 19009-00 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Cauterizer Fine Science Tools 18010-00 To seal any arteries or veins severed during surgery to prevent excessive blood loss.
Digital Scale Okaus REV.005 For weighing the animal during surgical preparation.
Flexible Needle Attachment World Precision Instruments MF34G-5 For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.
Gelfoam Pfizer H68079 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Glass Capillary Tubes World Precision Instruments 4878 For pulled glass needles – should be designed for nanoliter injectors.
Hair Clippers Oster 111038-060-000 For clearing the surgical site of hair.
Hemostats Roboz RS-7231 For general use in surgery.
Kimwipes Kimtech 34155 For general use in surgery.
Medium Point Curved Forceps Roboz RS-5136 For general use in surgery.
Micromanipulator with a Vernier Scale Kanetec N/A For precise targeting during surgery.
Microscissors Roboz RS-5621 For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.
Microscope with Light and Vernier Scale Ocular Leitz Wetzlar N/A Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.
MicroSyringe Pump Controller World Precision Instruments 62403 To control the rate of injection.
Nanoliter 2000 Pump Head Injector World Precision Instruments 500150 To load and inject virus in a controlled fashion.
Needle Puller Narishige PC-100 To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.
Ophthalamic Ointment Dechra Veterinary Products RAC 0119 To protect the animal's eyes during surgery.
Parafilm Bemis PM-996 To assist with loading virus into the nanoinjector.
PrecisionGlide Needles (25G x 5/8) Becton, Dickinson and Company 305122 For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.
Rat Tooth Forceps Roboz RS-5152 For griping spinous processes.
Red Oil N/A N/A To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.
Retractors Roboz RS-6510 To hold open the surgical wound.
Rimadyl Tablets Bio Serv MP275-050 For pain management post-surgery.
Rongeurs Roboz RS-8300 To remove muscle from the spinal column during surgery.
Scalpel Blade Handle Roboz RS-9843 To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.
Scissors Roboz RS-5980 For general use in surgery.
Stainless Steal Wound Clips CellPoint 201-1000 To bind the skin of the surgical wound during closing.
Staple Removing Forceps Kent Scientific INS750347 To remove the staples, should they be applied incorrectly.
Sterile Cloth Phenix Research Products BP-989 To provide a sterile surface for the operation.
Sterile Cotton-Tipped Applicators Puritan 806-WC To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.
Sterile Gauze Covidien 2146 To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.
Sterile Saline Baxter Healthcare Corporation 281324 For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.
Surgical Gloves N/A N/A For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.
Surgical Heating Pad N/A N/A For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.
Surgical Microscope N/A N/A For enhanced visualization of the surgical wound.
Surgical Stapler Kent Scientific INS750546 To apply the staples.
T/Pump Heat Therapy Water Pump Gaymar TP500C To pump warm water into the water convection warming pad.
Water Convection Warming Pad Baxter Healthcare Corporation L1K018 For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.
Weighted Hooks N/A N/A To hold open the surgical wound.
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wang, X., et al. Deconstruction of corticospinal circuits for goal-directed motor skills. Cell. 171 (2), 440-455 (2017).
  2. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).
  3. Brichta, A. M., Grant, G. Cytoarchitectural organization of the spinal cord. The rat nervous system. Vol. 2, hindbrain and spinal cord. , (1985).
  4. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. Projections from the brain to the spinal cord in the mouse. Brain Structure & Function. 215 (3-4), 159-186 (2011).
  5. Rexed, B. The cytoarchitectonic organization of the spinal cord in the cat. The Journal of Comparative Neurology. 96 (3), 414-495 (1952).
  6. Schmued, L. C., Fallon, J. H. Fluoro-gold: A new fluorescent retrograde axonal tracer with numerous unique properties. Brain Research. 377 (1), 147-154 (1986).
  7. Veenman, C. L., Reiner, A., Honig, M. G. Biotinylated dextran amine as an anterograde tracer for single- and double-labeling studies. Journal of Neuroscience Methods. 41 (3), 239-254 (1992).
  8. Watson, C., Paxinos, G., Kayalioglu, G., Heise, C. Atlas of the rat spinal cord. The spinal cord. , 238-306 (2009).
  9. Brandt, H. M., Apkarian, A. V. Biotin-dextran: A sensitive anterograde tracer for neuroanatomic studies in rat and monkey. Journal of Neuroscience Methods. 45 (1-2), 35-40 (1992).
  10. Geed, S., van Kan, P. L. E. Grasp-based functional coupling between reach- and grasp-related components of forelimb muscle activity. Journal of Motor Behavior. 49 (3), 312-328 (2017).
  11. Reiner, A., Veenman, C. L., Medina, L., Jiao, Y., Del Mar, N., Honig, M. G. Pathway tracing using biotinylated dextran amines. Journal of Neuroscience Methods. 103 (1), 23-37 (2000).
  12. Steward, O., Zheng, B., Banos, K., Yee, K. M., et al. Response to: Kim et al., "axon regeneration in young adult mice lacking nogo-A/B." neuron 38, 187-199. Neuron. 54 (2), 191-195 (2007).
  13. Brown, B. D., et al. A microRNA-regulated lentiviral vector mediates stable correction of hemophilia B mice. Blood. 110 (13), 4144-4152 (2007).
  14. Lo Bianco, C., et al. Lentiviral vector delivery of parkin prevents dopaminergic degeneration in an alpha-synuclein rat model of parkinson’s disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (50), 17510-17515 (2004).
  15. Malik, P., Arumugam, P. I., Yee, J. K., Puthenveetil, G. Successful correction of the human cooley’s anemia beta-thalassemia major phenotype using a lentiviral vector flanked by the chicken hypersensitive site 4 chromatin insulator. Annals of the New York Academy of Sciences. 1054, 238-249 (2005).
  16. Pawliuk, R., et al. Correction of sickle cell disease in transgenic mouse models by gene therapy. Science. 294 (5550), 2368-2371 (2001).
  17. Wang, G., et al. Feline immunodeficiency virus vectors persistently transduce nondividing airway epithelia and correct the cystic fibrosis defect. The Journal of Clinical Investigation. 104 (11), R55-R62 (1999).
  18. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. The red nucleus and the rubrospinal projection in the mouse. Brain Structure & Function. 217 (2), 221-232 (2012).
  19. Abdellatif, A. A., et al. delivery to the spinal cord: comparison between lentiviral, adenoviral, and retroviral vector delivery systems. Journal of Neuroscience Research. 84 (3), 553-567 (2010).
  20. DePolo, N. J., et al. VSV-G pseudotyped lentiviral vector particles produced in human cells are inactivated by human serum. Molecular Therapy. 2 (3), 218-222 (2000).
  21. Higashikawa, F., Chang, L. Kinetic analyses of stability of simple and complex retroviral vectors. Virology. 280 (1), 124-131 (2001).
  22. Hirano, M., Kato, S., Kobayashi, K., Okada, T., Yaginuma, H., Kobayashi, K. Highly efficient retrograde gene transfer into motor neurons by a lentiviral vector pseudotyped with fusion glycoprotein. PLoS One. 8 (9), e75896 (2013).
  23. Kato, S., et al. A lentiviral strategy for highly efficient retrograde gene transfer by pseudotyping with fusion envelope glycoprotein. Human Gene Therapy. 22 (2), 197-206 (2011).
  24. Kato, S., et al. Selective neural pathway targeting reveals key roles of thalamostriatal projection in the control of visual discrimination. The Journal of Neuroscience. 31 (47), 17169-17179 (2011).
  25. Sheikh, I. S., Keefe, K. M., et al. Retrogradely transportable lentivirus tracers for mapping spinal cord locomotor circuits. Frontiers in Neural Circuits. 12, 60 (2018).
  26. Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. NeuroImage. 68, 22-29 (2013).
  27. Tang, X. Q., Heron, P., Mashburn, C., Smith, G. M. Targeting sensory axon regeneration in adult spinal cord. The Journal of Neuroscience. 27 (22), 6068-6078 (2007).
  28. Cameron, A. A., Smith, G. M., Randall, D. C., Brown, D. R., Rabchevsky, A. G. Genetic manipulation of intraspinal plasticity after spinal cord injury alters the severity of autonomic dysreflexia. The Journal of Neuroscience. 26 (11), 2923-2932 (2006).
  29. Liu, Y., Keefe, K., Tang, X., Lin, S., Smith, G. M. Use of self-complementary adeno-associated virus serotype 2 as a tracer for labeling axons: Implications for axon regeneration. PLoS One. 9 (2), e87447 (2014).
  30. Chamberlin, N. L., Du, B., de Lacalle, S., Saper, C. B. Recombinant adeno-associated virus vector: Use for transgene expression and anterograde tract tracing in the CNS. Brain Research. 793 (1-2), 169-175 (1998).
  31. Filli, L., et al. Bridging the gap: A reticulo-propriospinal detour bypassing an incomplete spinal cord injury. The Journal of Neuroscience. 34 (40), 13399-13410 (2014).
  32. Williams, R. R., Pearse, D. D., Tresco, P. A., Bunge, M. B. The assessment of adeno-associated vectors as potential intrinsic treatments for brainstem axon regeneration. The Journal of Gene Medicine. 14 (1), 20-34 (2012).
  33. Smith, G. M., Onifer, S. M. Construction of pathways to promote axon growth within the adult central nervous system. Brain Research Bulletin. 84 (4-5), 300-305 (2011).
  34. Morcuende, S., Delgado-Garcia, J. M., Ugolini, G. Neuronal premotor networks involved in eyelid responses: Retrograde transneuronal tracing with rabies virus from the orbicularis oculi muscle in the rat. The Journal of Neuroscience. 22 (20), 8808-8818 (2002).
  35. Ugolini, G. Specificity of rabies virus as a transneuronal tracer of motor networks: Transfer from hypoglossal motoneurons to connected second-order and higher order central nervous system cell groups. The Journal of Comparative Neurology. 356 (3), 457-480 (1995).
  36. Gelderd, J. B., Chopin, S. F. The vertebral level of origin of spinal nerves in the rat. The Anatomical Record. 188 (1), 45-47 (1977).
  37. Inquimbert, P., Moll, M., Kohno, T., Scholz, J. Stereotaxic injection of a viral vector for conditional gene manipulation in the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. 73, e50313 (2013).
  38. Carbajal, K. S., Weinger, J. G., Whitman, L. M., Schaumburg, C. S., Lane, T. E. Surgical transplantation of mouse neural stem cells into the spinal cords of mice infected with neurotropic mouse hepatitis virus. Journal of Visualized Experiments. 53, e2834 (2011).
  39. Snyder, B. R., et al. Comparison of adeno-associated viral vector serotypes for spinal cord and motor neuron gene delivery. Human Gene Therapy. 22 (9), 1129-1135 (2011).
  40. Cronin, J., Zhang, X. Y., Reiser, J. Altering the tropism of lentiviral vectors through pseudotyping. Current Gene Therapy. 5 (4), 387-398 (2005).
  41. Reed, W. R., Shum-Siu, A., Onifer, S. M., Magnuson, D. S. Inter-enlargement pathways in the ventrolateral funiculus of the adult rat spinal cord. Neurosciences. 142 (4), 1195-1207 (2006).
  42. Mao, X., Schwend, T., Conrad, G. W. Expression and localization of neural cell adhesion molecule and polysialic acid during chick corneal development. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (3), 1234-1243 (2012).
  43. Charles, P., et al. Negative regulation of central nervous system myelination by polysialylated-neural cell adhesion molecule. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (13), 7585-7590 (2000).
  44. Tervo, D. G., et al. A designer AAV variant permits efficient retrograde access to projection neurons. Neuron. 92 (2), 372-382 (2016).
  45. Tohyama, T., et al. Contribution of propriospinal neurons to recovery of hand dexterity after corticospinal tract lesions in monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (3), 604-609 (2017).
  46. Liu, Y., et al. A sensitized IGF1 treatment restores corticospinal axon-dependent functions. Neuron. 95 (4), 817-833 (2017).
  47. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).

Tags

Lentiviral VectorSpinal CordMotor PathwaysViral VectorGenetic MaterialNeural CircuitsDirect InjectionL1 To L4 Spinal LevelsMicromanipulatorAnesthetized RatSkin IncisionSpinous ProcessesRat Tooth Forceps

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citer Cet Article
Keefe, K. M., Junker, I. P., Sheikh, I. S., Campion, T. J., Smith, G. M. Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord. J. Vis. Exp. (145), e59160, doi:10.3791/59160 (2019).
Télécharger la Citation
Réimpressions et Autorisations

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image