Reproduktionstechniken für Diekarianüberwachung und -kontrolle bei Amphibien

Morphometrie und Reproduktion Die Visualisierung des weiblichen Fortpflanzungsstatus bei Amphibien variiert je nach Art. Die effektivste Methode ist Ultraschall; einige Arten können jedoch unterschiedliche Transparenzen ihrer Haut aufweisen (Abbildung 13A,B,C). Die visuelle Inspektion kann oft die Unterschiede zwischen einem gravid und nicht gravid Weibchen deutlich veranschaulichen, wenn die Haut halbtransluzent ist, wie in N. alabamensis und N. maculosus beobachtet (Abbildung 13A,B); oder transluzent, wie durch den Glasfrosch illustriert (Abbildung 13C). Die dunkel gefleckte Hautfärbung am Bauch von N. beyeri verbietet diese Beurteilung. In R. muscosaist die Haut nicht lichtdurchlässig, aber spürbare Unterschiede können zwischen Weibchen festgestellt werden, die gravid sind, verglichen mit denen, die vor kurzem oviposited haben, weil die Haut schlaff ist, und das Tier sieht dünner (gelbe Linie) im Vergleich zu einer weiblich, das gravid ist (blaue Linie) (Abbildung 13D). Mit Erfahrung kann sich der Handler mit dem Unterschied zwischen einem großen Weibchen und einem gravid vertraut machen, aber die Bestätigung des Gravid-Stadiums erfordert Ultraschall. Körpermassenindizes in Amphibien können mit einer Reihe von Formeln berechnet werden, aber ihre Anwendung als Prädiktor für die Reproduktion ist fraglich. Im Fall von R. muscosableibt die Korrelation zwischen Fultons Index, Gesundheit und Fortpflanzungsstatus unklar. Fortpflanzungsverhalten und Ultraschall Unsere Ergebnisse zeigen, wie man reproduktives Verhalten in R. muscosa für die Vorhersage der Oviposition charakterisiert (Abbildung 4). Mehrere Stadien von ein paar Stunden bis mehrere Wochen dauern gehören, umzuwerben, wo ein Männchen aktiv jagt ein Weibchen (Abbildung 4A), die männlichen Reittiere und fest auf dem Rücken des Weibchens, als Amplexus bezeichnet (Abbildung 4B). Einmal amplexed, kann das Paar in Amplexus für 1 – 5 Wochen bleiben und das Paar wird andere Verhaltensweisen zusätzlich zu Amplexus zeigen. Amplexus ist ein sehr aktives Verhalten, das das männliche Drücken des Weibchens in einer weichen Pump-Manier umfasst (Abbildung 4C); das Weibchen, das sich bewegt und beginnt, zeitweise Handstandverhalten anzuzeigen (Abbildung 4D,E); und näher an der Zeit der Eileiter, wird das Weibchen, in einem Hand-Stand, an Oberflächen lehnen, die sie Eier aufkleben kann, während das Männchen ihren Bauch kräftig pumpt (in diesem Fall ist es auch möglich, das Weibchen zu beobachten, wie sie ihren Bauch von unten nach unten reiben. Ihr Arm rast in Richtung der Kloake. Dies kann ein mechanischer Weg sein, mit dem Eier die Eileiter nach unten drücken) (Abbildung 4F,G). Diese Studie zeigt, wie Ultraschall Informationen liefern kann, mit denen der Fortpflanzungsstatus bei weiblichen R. Muscosa und Necturus festgestellt werden kann. Vier Entwicklungsstufen sind in R. muscosa (Abbildung 5C, D,E,F) dargestellt und in Necturus4 (Abbildung6A,B,C ) ähnlich charakterisiert. Darüber hinaus können Resteier nicht ausgewiesen werden, was zur Eibindung führt (Abbildung 5G, Abbildung 15A,B). Stufe 1 zeigt einen Eierstock direkt nach der Eileiter, wo Follikel schwer zu visualisieren sind (Abbildung 5C). Stufe 2 wird durch das Auftreten von echogenen Punkten (weiße Flecken) dargestellt, die über den Eierstock verteilt sind (Abbildung 5D). Stufe 2 und 3 werden durch größere, abgerundete echogene Punkte mit dunklen Zentren dargestellt, die gejochte mittlere bis große Follikel darstellen (Abbildung 5E,F). Von 2013 bis 2017 wurden die gefangenen Weibchen Necturus monatlich mit Ultraschall untersucht. Während jeder Prüfung wurde den Personen eine Notennote nach den für die Gattung festgelegten Reproduktionskriterien zugewiesen (Tabelle 2). Der Anteil der Weibchen, die jedes Jahr neue Eier entwickeln, betrug durchschnittlich 88,2 bis 3,01 % (Tabelle5). Während die Eientwicklung hoch war, war die Oviposition nicht gewährleistet (Abbildung16). Die Mehrheit der Weibchen, die Oviposition unterzogen ablagerungen die volle Ergänzung der Eier, während einige Personen nur einen Bruchteil der Eier, die entwickelt. Die R. muscosa und Necturus Weibchen mit zurückgehaltenen Eiern gleichzeitig mit Flüssigkeitsgewinn in der Körperhöhle wurden nach außen optisch mit roten Flecken auf der Haut entsprechend geplatzten Blutgefäßen vergrößert (Abbildung14A,B ) . Der Grad der Flüssigkeitsretention konnte weiter mittels Ultraschall beurteilt werden (Abbildung 15B). Bei beiden Arten wurden zurückgehaltene Eier atresien oder erhielten ein echogenes aussehendes Aussehen (Abbildung14C, D, Abbildung 15A). Hormon-Administration Je nach Tiefe der Injektionsart variieren Winkel und Tiefe der Nadel. Für die meisten Injektionen muss die Tiefe der Nadel bei der Arbeit mit Arten wie R. muscosa nicht mehr als 1 -2 mm tief sein, sondern variiert im Eindringwinkel. Prostaglandin-Injektionen erforderten eine intramuskuläre (im) Nadeleinfügung um 90°, in das Hinterbein von R. muscosa, während intraperitoneale (ip) Injektionen mit einer ähnlichen Tiefe wie intramuskuläre Injektionen im Bereich der koelomische Kavität bei 45° (Abbildung 10). Die Verabreichung von Amphiplex hatte keine signifikante Auswirkung auf die Erhöhung der Anzahl der von hormonbehandelten Weibchen abgelagerten Eier im Vergleich zu Kontrollen (P = 0,547), noch gab es Unterschiede in der Anzahl der Embryonen, die spalteten (P = 0,673) oder überlebten kauern (P = 0.629) (Tabelle 4). Im Allgemeinen ging der Anteil der weiblichen Ovipositing von 80 % im Jahr 2011 auf 28 % im Jahr 2014 zurück. Die Zahl der weiblichen Ovipositing im Jahr 2015 war deutlich höher als 2013 (P = 0,0002), 2013 (P = 0,0001) und 2014 (P = 0,0026), aber nicht 2011 (P = 0,0885), was die Idee bestätigt, dass Weibchen dieser Art nicht jährlich brüten dürfen und dass hormonelle Protokolle refi nement. Bei R. Muscosa-Weibchen mit Anzeichen einer Eiretention hatten intramuskuläre Injektionen von PGF2 eine Erfolgsrate von 60 % bei der Induktion der Vertreibung von degenerierenden Eiern. Bei einem der 5 injizierten Weibchen reichte PGF2 jedoch nicht aus, um eine vollständige Ausweisung zu verursachen, und einige Eier blieben bis zur folgenden Brutzeit im Weibchen. Siebzehn Necturus-Weibchen erhielten LHRH/(GnRH) und 13 erhielten eine Scheininjektion von sterilem Wasser, um als Kontrolle dienen zu können (Tabelle 5). Insgesamt wurden sieben weibliche Necturus (n = 4 Alabamensis, n = 2 beyeri, n = 1 maculosus) elf volle Kupplungen, die sowohl gnRH behandelten (n = 6) als auch Kontrollpersonen (n = 5) zugeschrieben wurden, oviposit. Drei Weibchen (n = 2 beyeri, n = 1 maculosus) oviposited fünf Teilkupplungen (Abbildung 13). Dieses Phänomen schien nicht mit einer exogenen Hormonbehandlung in Verbindung gebracht zu werden, da drei Kontrollweibchen in ähnlicher Weise Teilkupplungen ablagerten (Tabelle 5). Die Oviposition erfolgte über einen Zeitraum von 37 Tagen (3/31-5/7) über einen Zeitraum von fünf Jahren (Tabelle5). Es gab keinen Unterschied (P = 0,194) bei den Ovipositionsraten zwischen den behandelten LHRH/GnRH (41 x 13,08 %, Bereich 17-67%) und Steuerung (66,75 bis 11,79 %, Bereich 50-100%) Frauen. LHRH/GnRH behandelte Weibchen legten Eier durchschnittlich 7,44 bis 1,41 (Bereich 3-13) Tage nach der Injektion ab. Angesichts der vollständig aquatischen Natur der Art und der Unfähigkeit, sich manuell ohne Anästhesie zurückzuhalten, war es notwendig, vor der Durchführung von IP-Hormoninjektionen ein angemessenes Sedierungsniveau zu gewährleisten (siehe Abschnitt 3.2 für Anweisungen zur Anästhesie). Blutentnahme, Anästhesie und Chirurgie Die Blutentnahmetechnik in diesem Artikel wurde von Forzan et al. 201310 genommen und hat sich als eine effektive Möglichkeit erwiesen, Blut von R. muscosa mit minimaler Invasivität und Stress zu sammeln. Mit Mikrohämatokrit-Röhrchen können ca. 35-45 l Plasma oder Serum pro 70 l Vollblut gesammelt werden (Abbildung 7). Das maximale Sammelvolumen in R. muscosa betrug 1 vollständiges Mikrohematokritrohr pro 10 g Frosch, bis zu 4 Tuben pro Frosch für Frösche 40 g und größer. Dies war ein konservatives Sammelvolumen von 0,7 ml pro 100 g, 70% der maximalen Empfehlung von 1,0 ml pro 100 g (angepasst von Allender und Fry, 2008)13. Anästhesie und Chirurgie bei Amphibien werden selten berichtet, aber es ist wichtig zu beachten, dass Dosen und Wirksamkeit in einer artspezifischen Weise variieren. In Bombina orientalis zum Beispiel hat MS222 eine sehr geringe Wirkung, auch bei hohen Dosen (1 g/L), während bei Boreal-Kröten Anaxyrus boreasboreas, 1 g/L schnell (Materie von Minuten) und langlebig (3+ h) (Calatayud, persönliche Beobachtung). In R. muscosa, Anästhesie erfordert Dosen für A. boreas boreas gemeldet und hat ähnliche Wirkung und Erholungszeiten. Fasten von Amphibien vor der Anästhesie ist in der Regel nicht erforderlich, da ihr Kehlkopf auch unter Vollnarkose fest verschlossen bleibt. Wenn dies jedoch für notwendig erachtet wird, insbesondere wenn das Anästhesieverfahren eine celomische Operation umfassen soll, können die Tiere 24 h vor der Anästhesie gefastet werden. Während der Operation ist der Rechtereflex der primäre Indikator dafür, dass das Tier beästhetisiert wurde. Der Rechtereflex ist die Fähigkeit und der Grad der Leichtigkeit, mit der ein Tier in eine aufrechte Position zurückkehren kann, nachdem es auf dem Rücken platziert wurde. Der Verlust des Reflexes deutet auf ein leichtes Stadium der Anästhesie hin. Eine chirurgische Ebene wird durch verlustbaren Entzugsreflex angezeigt, der ein leichtes Ziehen an der Gliedmaße beinhaltet, um es zu begradigen, und das Tier kann es nicht mehr einziehen7. Die Fortpflanzungschirurgie hat keine überwältigenden Hindernisse und Amphibienpatienten heilen überwiegend gut tolerierenden Blutverlust mehr als höhere Wirbeltiere. Die Operation sollte schnell und etwa 15 Minuten von Anfang bis Ende dauern. Die Schritte sollten ungefähr wie folgt getimt werden: <1 Minute für den anfänglichen Schnitt und <2 Minuten für Celiotomie und Retraktoreinfügung, < 2-3 Minuten für die Isolierung pro Eierstock und <1 Minute für Gefäßnaht oder Kauterisierung und Hautnaht < 4 Minuten. Die gesamte Erholungszeit nach der Operation mit MS222-Protokollen beträgt ca. 45 Minuten, kann aber artspezifisch sein. In A. boreas boreas und R. muscosa können die Erholungszeiten länger sein, bis zu 1 – 2 h. Bei der Durchführung der Operation ist darauf zu achten, dass die Lunge, der Magen-Darm-Trakt oder eine verdorrende Blase nicht durchkreuzt werden und nicht die makrokopischen Drüsen, Lymphherzen und Blutgefäße, insbesondere die mittelventrale Vene, beschädigen. Je nach Jahreszeit kann das Vorhandensein großer Fettkörper die Visualisierung anderer Organe erschweren. Einmal sichtbar wach, werden die Reaktionen eines Tieres auf die Gliedmaßenstimulation, wie z. B. Widerstand gegen eine sanfte Dehnung einer Hinterbein oder blinkend, wenn der Bereich um das Auge stimuliert wird (persönliche Beobachtung), als Entzugsreaktionen klassifiziert. Der Richtigereflex zusammen mit anderen Erholungsindikatoren, einschließlich, die Rückzugsreflexe und gular Bewegungen, sind wichtige Indikatoren für die Erholung. verwaltung Allgemeiner Name Spezies hormon verfahren Grundiermasse Priming-Dosis gemeldet Anzahl der Grundierungsdosen Timing (Hhr vor der eikutorischen Dosis) Verbindung(en) zur endgültigen Ovulatorium/Oviposition verabreicht Dosen verweis Puerto Rican Crested Kröte Peltophryne-Lemur GnRH & hCG Ip Hcg 1.5 I.E./g 2 hCG – 48 GnRH; hCG; GnRHa + hCG 0,2 g; 4 I.E.; 0,5 g + 4 I.E. Calatayud et al. unveröffentlicht Berggelbbeinfrosch Rana muscosa Amphiplex Ip GnRHa (des-Gly10, D- Ala6, Pro-NHEt9-GnRH) 0,4 g/g 1 24 GnRH + MET 1 x 0,4 g/g + 10 g/g Calatayud et al., 2018 PGF2 IM PGF2 5 ng/g 1 48 PGF2 5 ng/g Südliche Rocky Mountain boreal Kröte Anaxyrus boreas boreas hCG, GnRH Ip Hcg 3.7 I.E./g 2 96, 24 hCG + GnRHa 13,5 I.E./g + 0,4 g/g Calatayud et al., 2015 Nördlicher Cricketfrosch Acris crepitan Amphiplex Wasser (10 ml) nichts nichts 0 Na GnRH + MET 0,17 g + 0,42 sg / l Snyder et al., 2012 Nördlicher Leopardenfrosch Lithobates pipiens Amphiplex Ip nichts nichts 0 24 GnRH + MET 1 x 0,4 g/g + 10 g/g Trudeau et al., 2010 Argentinischer Hornfrosch Ceratophyrs ornata Amphiplex Ip nichts nichts 0 24 GnRH + MET 1 x 0,4 g/g + 10 g/g Cranwells gehörnter Frosch Ceratophrys cranwelli Amphiplex Ip nichts nichts 0 24 GnRH + MET 1 x 0,4 g/g + 10 g/g Amerikanischer Bodenfrosch Odontophrynus americanus Amphiplex Ip nichts nichts 0 24 GnRH + MET 1 x 0,4 g/g + 10 g/g Dusky Gopher Frosch Rana sevosa hCG, GnRH Ip Hcg 3.7 I.E./g 2 96 , 24 GnRH + hCG 1 x 0,4 g/g + 13,5 I.E./g Graham et al., 2018 Gemeinsame Coqui Eleutherodactylus coqui Fische, Vogelarten, Säugetiere & GnRH (D-Ala, des-Gly, eth LHRH), hCG Sc mLHRH;  aLHR; fLHRH; GnrHa; Hcg nichts 0 Na mLHRH;  aLHR; fLHRH; GnrHa; Hcg 7 g, 33 g; 28 g; 7 g, 20 g; 5, 10, 15, 20 g; 165 I Michael et al 2004 Gunthers Kröte Pseudophryne guentheri GnRH Gnrha 0,4 g/g 1 26 GnRHa mit oder ohne Primzahl 0,4 g/g Silla 2010 Corroboree Frosch Pseudophryne corroboree Lucrin Sc Lucrin 1 g 1 26 Lucrin 5 g Byrne & Silla, 2010 Nördlicher Corroboree-Frosch Pseudophryne pengilleyi GnRHa GnRH (D-Ala, des-Gly, eth LHRH) danke nichts nichts 0 Na Gnrha 0,5 -2,0 g/g Silla et al., 2017 Gulf Coast Waterdog Necturus beyeri [des-Gly10, D- Ala6]-LhRH-RH Ethylamidacetat Salzhydrat Ip nichts nichts 0 Na LHRH 100 g / 500 l Stoops et al., 2014 Südlicher Glockenfrosch / knurrender Grasfrosch Litoria raniformis des-Gly10, D- Ala6-[LHRH] Sc nichts nichts 0 Na des-Gly10, D- Ala6-[LHRH] 50 g Mann et al., 2010 Fowler-Kröte Anaxyrus fowleri GnRH, hCG, P4 Ip Hcg 3.7 I.E./g Browne et al., 2006 Axolotl (Mexikanischesalamander) Ambystoma mexicanum Follikel-stimulierende Hormone IM nichts nichts 0 Na Fsh 400IU Trottier und Armstrong, 1974 Afrikanischer Krallenfrosch Xenopus laevis hCG & P4 zugesetztes Wasser; Ip PMSG, hCG Marcec , 2016 Tigersalamander Ambystoma tigrinum hCG, LH Wyoming Kröte Anaxyrus baxteri hCG, GnRHa, P4 Ip hCG + GnRHa 100 I.E. + 0,8 g 1 72 hCG + GnRHa 100 I.E. + 0,8 g Browne et al., 2006 Nördlicher Leopardenfrosch Lithobates pipiens Pituitary-Extrakt (PE), P4, Testosteron (T), Corticosteron [C], Amphiplex, Domperidon (D) SC, IP nichts nichts 0 Na PE, PE+T, PE+P4, PE+C; Amphiplex, GnRH + D 100 I.E. (LHRH) in 1 ml; PE+0,002 g/l; PE+0,01mg/50ml; PE+0,1mg/50 ml; 0,4 g/g + 10 g/g;  0,4 g/g + D Wright, 1961; Fort, 2000; Trudeau et al., 2013 Gemahlener Frosch Lymnodynastes tasmeniensis Hypophysenextrakte, hCG, GnRHa, PZ Ip Gnrha 0,9-1,2 g/g + PZ 10 g/g 1 20 PE; PE + hCG; GnRH + PZ PE vol; PE vol + 100 I.E. hCG; GnRH (0,9-1,2 g/g) + PZ (10 g/g) Clulow et al., 2018 Grüner und Goldener Glockenfrosch Litoia aurea GnRH Ip Gnrha 10 g 1 72 GnRHa + hCG 20 g + 300 I.E. Clulow et al., 2018 Great Barred Frosch Mixophyes fasciolatus hCG & PMSG Sc PMSG, hCG 50 I.E. & 25 I.E.; 1×100 I.E. 2; 2 PMSG-144 & 96;  hCG-24 Hcg 100IU Clulow et al., 2012 Weitere Hormonprotokolle und Arten finden Sie unter Wright und Whitaker, 2001 Tabelle 1: Amphibienarten und einige der auf ihnen getesteten exogenen Hormone, wie in der Literatur berichtet. Humanes Choriongonadotropin (hCG); Gonadotropin-Releasing-Hormon (GnRH); Lutenizing Hormon-releasing Hormon (LHRH); die Buchstaben m, a und f “Säugetier”, “Vogel” und “Fisch” darstellen; schwangere Stute Serum Gonadotropin (PMSG); Progesteron (P4); Follikel-stimulierendes Hormon FSH); Hypophysenextrakt (PE); Testosteron (T); Corticosteron (C). Dopamin-Antagonisten aufgeführt sind: Domperidon (D); Pimozid (P); Metoclopramid (MET). Amphiplex ist der Name einer Verbindung, die aus GnRH und Metoclopramid27 besteht. Lucrin ist ein kommerziell erhältlicher GnRH-Agonist mit dem Wirkstoff Leuprorelinacetat. 4 , 7 , 17 , 18 , 19 , 20 , 26 , 27 , 38 , 39 , 40 , 41 , 42 , 43 , 44 , 45 grad Reproduktionsstatus beschreibung 0 Nicht gravid Keine Eier sichtbar. 1 Frühe Gravid Eier sichtbar (1-2mm in der Größe) keine deutliche echogene Linie mit Ei verbunden. 2 Mid gravid Eier 2-3mm in der Größe, verschiedene echogene Linie(n) mit jedem Ei verbunden. 3 Späte Gravitation Eier 4-5mm groß, echogene Linien noch sichtbar, deutliche Zunahme des anechoischen Aussehens des Eis. 4 Zurückgehaltene Eier Unterschiedliche Grade von echogenem Material in der inneren Eistruktur vorhanden, nehmen amorphe Form an. Einige können sehr echogen werden und mit Flüssigkeitsretention in der Körperhöhle verbunden. Tabelle 2: Benotungssystem zur Bewertung des Fortpflanzungszustands von Rana muscosa durch Ultraschall. medikament Dosierung und Route Kommentare – Referenz Buprenorphin 50 mg/Kg (intracelomisch) Experimentelle Studie in einem östlichen rotfleckigen Newt (Notophthalmus viridescens). Analgesie sollte vor der Operation gegeben werden. (Koeller, 2009) Butorphanol 1 – 10 mg/Kg (IM oder intracelomisch) Es gibt verschiedene spezifische Verantwortliche. Es wird empfohlen, bei 1 mg/kg zu beginnen. Butorphanol 0,5 mg/L (Bad) Experimentelle Studie in einem östlichen rotfleckigen Newt (Notophthalmus viridescens). (Koeller, 2009) Fentanyl 1 mg/kg Analgesia > 4 h, antagonisiert von Naltrexon (Stevens, 1997) Meloxicam 0,1 bis 0,2 mg/kg (IM) (Minter, 2011) Tabelle 3: Protokolle für Analgesie bei Amphibien. Rana muscosa jahr 2014 2015 Nr. ♀ 18 18 Eierentwicklung 61% 94% Kontrolle ♀ 4 6 Amphiplex ♀ 4 7 Durchschnittlicher Tag nach Amphiplex zu oviposit 10,5 10,9 Ovipositionsrate (Amphiplex) 22,20% 33,33% Ovipositionsrate (Steuerung) 22,20% 38,88% Tabelle 4: Vergleich der Reproduktionsparameter zwischen amphiplex behandelten Rana muscosa 2014 und 2015. Necturus sp. jahr 1 2 3 4 5 Nr. ♀ 6* 7 7* 7* 7* Eierentwicklung 83% 100% 86% 86% 86% LHRH ♀ 3 5 3 6 0 Kontrolle ♀ 2 2 3 0 6 Tag nach dem LHRH nach Oviposit 5 7 5.5 (Bereich 3 – 8) 13 k.A. Ovipositionsrate (LHRH) 60% 20% 67% 17% k.A. Ovipositionsrate (Steuerung) 50% 50% 100% k.A. 67% * n=1 ♀ keine Eientwicklung Tabelle 5: Vergleich der Reproduktionsparameter zwischen LHRH (GnRH) -behandelt und kontrolliert (steriles Wasser) gefangenes Weibchen Necturus von drei Arten über einen Zeitraum von 5 Jahren (2012-2017). Abbildung 1: Drei Methoden zum Halten eines Frosches. (A) Verfahren 1. (B) Verfahren 2. (C) Verfahren 3. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 2: Morphometrische Bewertungen. (A, B) SVL/SUL (C, D). in R. muscosa und D. Necturus. (E). Größenmessung mit Bremssätteln. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 3: Sexueller Dimorphismus zeichnet sich durch nuptiale Daumenpolster bei erwachsenen R. Muscosa-Männchen im Vergleich zu Frauen aus. (A) Weiblich (B) Männlich. Das untere Panel zeigt die Länge von männlich gegen weiblich. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 4: Charakterisierung des Fortpflanzungsverhaltens, das zu einer Oviposition in R. muscosa führt (A) Umwerben. (B) Amplexus. (C) Männliche quetschende Hündin, während in Amplexus. (D, E) Amplexierte Hündin in einem Handstand. (F, G) Bauchkontraktionen und Eileiter. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 5: Ultraschall an R. muscosa A-B mit Fortpflanzungsstatus nach Entwicklungsstadium4durchgeführt. (A, B) Ultraschall auf Rana muscosa. (C) Besoldungsgruppe 0. (D) Besoldungsgruppe 1. (E) Besoldungsgruppe 2. (F) Grad 3. (G) Grad 4 (eigepfte und zurückgehaltene Eier) Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 6: Ultraschallbilder von Necturus. (A) Besoldungsgruppe 1. (B) Besoldungsgruppe 2. (C) Eier der Klasse 3. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 7: Blutentnahme in R. muscosa. (A) Blutentnahme durch Punktieren der Vena orbitalis hinter der Gesichtsvene knapp über der Kieferlinie in der Mitte der Umlaufbahn. (B, C) Blut wird auf die Hautoberfläche freigesetzt und mit einem heparinisierten Kapillarrohr gesammelt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 8: Injektionsmethoden bei Amphibien. Je nach Tiefe der Injektionsart variieren Winkel und Tiefe der Nadel. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 9: Hormonelle Injektion in R. muscosa. Induktion der Oviposition durch hormonelle Behandlung bei Rana Muscosa-Weibchen mit Amphiplex intraperitoneal injiziert. Eierstöcke finden Sie in der koelomischen Höhle Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 10: Vorbereitung vor der Operation. (A) Aseptische Vorbereitung des Operationsbereichs mit verdünnter Povidon-Jod-Lösung (1/10), Trachycephalus resinifictrix. (B) Sauberer Skalpellschnitt in einem Xenopus laevis oder ,( C) Laserdiodenhautschnitt, Lithobates catesbeianus. (D) Vermeiden Sie eine Beschädigung der mittelventralen Vene Trachycephalus resinifictrix. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 11: Ovariektomie in Xenopus laevis. (A) Große Fettkörper aussetzen und bewegen, um die Eimasse aufzudecken. (B) Verbrauchen Sie einen Teil der Eimasse, ohne Blutgefäße zu ligieren. (C) Kauterisieren umgebender Blutgefäße durch Elektrokauterie für vollständige Ovariektomie. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 12: Präoperative Präparation und Ovariektomie in A. mexicanum. (A) Sterile Gaze eingeweicht, 0,75% Chlorhexidin-Lösung auf die chirurgische Stelle aufgetragen (B). Eine Linie zwischen schulter- und hinterden Gliedmaßen teilt das Tier in drei gleiche Teile und der blaue Fleck markiert die Stelle beim Einschnitt. (C) Ziehen Sie die koelomischen Einschnitte mit Augenlid-Retraktoren zurück. (D) Für eine vollständige Eialisierung die umgebenden Blutgefäße durch Elektrokauterie kauterisieren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 13: Visuelle Bewertung der Fortpflanzungsstadien. (A, B) Visuelle Beurteilungen des Fortpflanzungsstadiums durch halbtransluzente Haut, Necturus. (C) Transluzente Haut, Hyalinobatrachium (Glasfrosch). (D) Visuelle Bewertung von R. muscosa vor (rechts, blaue Linie) und nach der Oviposition (linke – gelbe Linie). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 14: Eibindung. (A, B) Weibliche Rana Muscosa mit schwerem Fall der Eiretention. (C) Ultraschall zeigt alte degenerierende, Eier (oben) und größere Eier (Mittel- und Bodenplatte), die im Coelom eialiert und gefangen sind. (D) Zurückgehaltene Eier, die durch manuelles Abisolieren abgerufen werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 15: Ultraschallbilder von zurückgehaltenen Eiern in Necturus, die (A) im Aussehen (Kreis) echogen wurden und mit (B) Flüssigkeitsretention in der Körperhöhle (Pfeil) assoziiert waren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen. Abbildung 16: Prozentsatz der in Gefangenschaft gehaltenen weiblichen Necturus, die vollständige oder teilweise Kupplungen (2013-2017) im Vergleich zu denen, die nicht oviposit. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.