Benchtop Immobilized Metal Affinity Chromatography, Reconstitution and Assay of a Polyhistidine Tagged Metalloenzyme for the Undergraduate Laboratory

Keri L Colabroy; Katlyn Mayer

doi:10.3791/58012

JoVE Journal > Biochemistry

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

Biochimie

Benchtop immobilizzati di cromatografia di affinità del metallo, la ricostituzione e l'analisi di un Polyhistidine contrassegnati metalloenzimi per il laboratorio dello studente non laureato

Published: August 23, 2018

doi:

10.3791/58012

Keri L Colabroy¹, Katlyn Mayer¹

¹Department of Chemistry,Muhlenberg College

Summary

Qui presentiamo un protocollo per la purificazione di cromatografia di affinità metallo benchtop immobilizzato e successiva ricostituzione di un polyhistidine taggati, ferro non-eme associazione diossigenasi adatto per il laboratorio di insegnamento universitario.

Abstract

Benchtop immobilizzato la cromatografia di affinità del metallo (IMAC), di polyhistidine etichettate proteine facilmente è masterizzata da studenti universitari ed è diventato il metodo di purificazione della proteina più ampiamente usato nella letteratura moderna. Ma, l’applicazione della cromatografia di affinità per proteine leganti metallici, soprattutto quelli con metalli sensibili redox come il ferro, è spesso limitata ai laboratori con accesso a un vano portaoggetti – attrezzature che non sono normalmente disponibile nella laurea laboratorio. In questo articolo, dimostriamo il nostro metodi di benchtop per isolamento, purificazione e ioni metallici la ricostituzione di una poli-istidina etichettata IMAC, associazione di ferro non-eme redox-attivo extradiol diossigenasi e il dosaggio di dioxygenase con substrato varia concentrazioni e saturazione dell’ossigeno. Questi metodi sono eseguiti da studenti universitari e implementati nel laboratorio di insegnamento e di ricerca dello studente non laureato con strumentazione che è accessibile e conveniente principalmente istituti universitari.

Introduction

I primi rapporti della purificazione di una proteina di polyhistidine contrassegnati dagli estratti di un organismo ospite tramite chelazione del tag istidina da un metallo immobilizzato entrò la letteratura nel 1988¹^,². Da quel momento, l’aggiunta di tag di polyhistidine da proteine ricombinanti e loro purificazione dalla cromatografia di affinità immobilizzata di metallo (IMAC) sono diventati praticamente onnipresenti in letteratura biochimica³^,⁴^, ⁵. Metodi di purificazione di IMAC possono essere implementati sul banco, mediante cromatografia automatizzato e in formati di spin-colonna. Mentre metodi di purificazione di affinità, soprattutto IMAC, sono ampiamente utilizzati nei laboratori di ricerca, sono meno comuni nel laboratorio di insegnamento universitario. I libri di testo di laboratorio più ampiamente usato per il laboratorio di biochimica non ordinariamente insegnare questi metodi, optando invece per scambio ionico più tradizionale o tintura-associazione cromatografia⁶^,⁷^,⁸ ^, ⁹. ad esempio, la purificazione del lattato deidrogenasi di Anderson¹⁰ utilizza affinità colorante-legandosi e la purificazione di latte bovino α-lattalbumina⁷^,¹¹ da Boyer utilizza un nichel-nitriloacetic matrice di acido, ma nessun tag ricombinante poli-istidina, affidandosi invece all’intrinseca affinità della proteina per la resina. Alcune pubblicazioni e libri di testo moderno laboratorio dello studente non laureato implementare cromatografia di affinità del metallo immobilizzati su bersagli proteici poli-istidina taggato come verde o rosso fluorescente proteine¹²^,¹³^, ¹⁴^,¹⁵, anticorpi¹⁶ed enzimi selezionati¹⁷^,¹⁸^,¹⁹^,²⁰, anche alcuni di funzione sconosciuta²¹. Senza dubbio, la purificazione di un enzima è preferibile nel laboratorio di insegnamento, perché la destinazione possa essere analizzata per attività nelle sessioni successive, arricchendo l’esperienza di “vera scienza” da parte dello studente; Infatti, questi tipi di esperienze di laboratorio sono stati pubblicati e risultati utili su apprendimento degli studenti segnalati¹⁷^,¹⁸^,²⁰^,²¹. E ancora, le applicazioni di IMAC alla purificazione degli enzimi nella biochimica insegnamento laboratorio rimangono sparse, e i metodi pubblicati possono presumere anche accesso alla strumentazione di cromatografia che non è in genere disponibile per utilizzare nel laboratorio di aula ²⁰. ci sono anche limitazioni nell’applicazione di IMAC di metalloproteine, specialmente quelli che legano i metalli bivalenti redox-sensibili che sono essenziali per attività²². Spesso, lo ione metallico è perso o ossidato durante purificazione producendo un enzima inattivo mal si adatta al laboratorio dello studente non laureato.

Un terzo degli enzimi legano ioni metallici i²³, e nonostante un requisito quasi universale di ferro in tutte le forme di vita²³, Ferro da stiro è senza dubbio tra i più problematici ioni metallici in enzimologia. Non-eme Fe^{2 +} associazione enzimi sono particolarmente inclini a perdita e/o ossidazione del metallo durante IMAC; presumibilmente a causa della mancanza di un legante organico dedicato come heme e la facilità con cui Fe^{2 +} possibile dissociare dall’aminoacido ligandi²⁴. Inoltre, l’ossidazione di ossigeno dipendente di Fe^{2 +} a Fe^{3 +} è spontanea in soluzione acquosa, dovuto la variazione negativa di energia libera e la relativa stabilità del Fe^{3 +}. Spesso, queste sfide sono superate mediante utilizzo di metodi cromatografici di atmosfera e/o non-IMAC anaerobica²². In questo articolo, dimostreremo l’uso di benchtop IMAC per purificare il Fe^{2 +} dipendente metalloenzimi l-dopa diossigenasi utilizzando forniture di cromatografia semplice, poco costoso, seguite dalla ricostituzione del sito attivo Fe^{2 +}, e analisi enzimatica. Questi metodi sono standard nel nostro laboratorio di biochimica dello studente non laureato di gruppi di 6-12 studenti e possono essere utilizzati per ampliare il repertorio delle indagini enzima a livello universitario.

Protocol

1. preparazione per la depurazione Preparazione dell’estratto senza cellula grezzo Ottenere un pellet di cellulare ~ 9-10 g di e. coli (BL21) che overexpressed la polyhistidine etichettate metalloproteina25 in una provetta conica da 50 mL. Aggiungere 5 mL per grammo di buffer di lisi temp/bind camera (50 mM fosfato, 300 mM NaCl, imidazolo 10 mM a pH 8) il ~ 9-10 g di pellet cellulare per un volume totale di ~ 45-50 mL. Periodicamente il vortice per favorire la dissoluzione. Se il pellet è stato congelato, scongelare in un bagno di acqua tiepida. Usando il bagno di acqua ghiacciata, chill la sospensione cellulare a ~ 3 ° C in preparazione per lisi cellulare.Nota: A questo punto, la lisi delle cellule mediante sonicazione, fresatura perlina o un altro metodo sono possibile. Fresatura della perla è dimostrato qui perché è rapido, relativamente poco costoso e non necessita di una protezione acustica. Assemblare una perlina di 50ml fresatura camera secondo le istruzioni del produttore. Pimento della camera del mulino di perlina mezzo pieno di refrigerati 0,1 mm perline di vetro che sono stati conservati a-20 ° C. Riempire il resto della camera con la sospensione di cella refrigerata e utilizzare buffer di lisi/bind di 4 ° C per riempire completamente la camera. Utilizzare una piccola spatola per ruotare l’albero del mulino perlina e mescolare la sospensione cellulare con le perline. Rimuovere qualsiasi grandi bolle con una pipetta e poi avvitare il coperchio. Asciugare la camera da eventuali perdite. Aggiungere circa 1 tazza di ghiaccio alla giacca chiara, plastica, invertire la camera riempita 50 mL in pieno di ghiaccio giacca e stringi la vite. Fissare la guaina di ghiaccio camera sul motore. Girare il mulino perlina motore su per 15 secondi a 15.800 giri, poi lasciar per riposare per 45 secondi. Ripetere 8 volte. Quando l’8 cicli sono completi, decantare la sospensione di lisi delle cellule intere in un 50 mL o tubo di diametro maggiore nominale per centrifugazione ad alta velocità (25.000 x g o superiore). Inserire una coppia di tubi equilibrati nella centrifuga e spin a 25.000 x g per 40-45 minuti a 4° C a pellet cellulare detriti e perline in vetro.Nota: Se non sono disponibili 50 mL o più grandi tubi voto per centrifugazione ad alta velocità, rimuovere i branelli di vetro mediante centrifugazione a 1000-2000 x g per 2-3 min in una provetta conica 50 mL per produrre un più piccolo volume di sospensione cellulare (~ 25 mL) che può essere travasato in un più piccolo volum tubo e valutato per centrifugazione ad alta velocità. Al termine della centrifugazione, decantare il chiaro, giallo, senza cellula, gli estratti del grezzo in una provetta conica pulito 50 mL. Fare attenzione a non per trasferire eventuali detriti cellulari. Raccogliere un piccolo campione degli estratti senza cellula grezzi per un’analisi successiva della purificazione da SDS-PAGE26. Preparazione della colonna IMAC Ottenere una colonna di 1,5 x 20 cm dotato di un supporto inferiore del letto a trattenere particelle di resina, un’uscita Luer lock e un tappo superiore che contiene anche un raccordo Luer lock. Entra nella presa di attacco Luer-lock con un rubinetto per controllare il flusso. Lavora presso il benchtop, fissare la colonna su un basamento di anello. Ottenere un impasto di 50% di nichel-associazione nitriloacetic acido resina (Ni-NTA) in etanolo al 20% che sia stata conservata a 4 ° C. Agitare delicatamente il flacone per risospendere uniformemente la resina. Lavorando a temperatura ambiente e sul banco, uso depositato una pipetta graduata per aspirare 2 mL del liquame, che produrrà 1 mL di resina in grado di legare il 50-60 mg di polyhistidine etichettato proteine e trasferire i residui nella colonna. Aprire il rubinetto e lasciare che la soluzione di stoccaggio in eccesso di scarico per gravità dalla resina. Chiudere il rubinetto in modo sicuro Utilizzando una pipetta Pasteur, aggiungere con cautela il buffer di lisi refrigerati/bind (50 mM fosfato, 300 mM NaCl, imidazolo 10 mM a pH 8) e alla colonna di resina – almeno 30 mL. Fare attenzione a non per disturbare la superficie della resina. Eseguire il buffer giù le pareti della colonna per evitare schizzi. Equilibrare la resina consentendo il buffer di lisi/bind lentamente dalla colonna di scarico per gravità in un becher di raccolta. Quando il buffer di lisi/bind per la maggior parte ha drenato, chiudere il rubinetto per fermare il flusso del buffer quando ~ 5 mL di tampone di lisi rimane sopra la resina e lasciare la colonna, montata in posizione eretta, fino al momento di procedere o per fino a 1 settimana. 2. purificazione di Polyhistidine-etichetta Target di IMAC Preparare il tampone di lavaggio (50 mM fosfato, 300 mM NaCl, 20 mM imidazolo pH 8) e tampone di eluizione (50 mM fosfato, 300 mM NaCl, imidazolo 250 mM, pH 10% glicerolo 8). Raffreddare a 4° C. Preparare la colonna Ni-NTA per l’aggiunta degli estratti senza cellula greggi aprendo il rubinetto e consentendo restanti buffer di lisi/associazione di scarico per gravità attraverso la resina Ni-NTA. Quando tutto il buffer è vuoto, e la superficie della resina è esposto, chiudere il rubinetto. Utilizzando una pipetta Pasteur, attentamente dispensare il greggio gratis cellulare estrae sulla resina, facendo attenzione a non per disturbare la superficie. Eseguire gli estratti grezzi lungo le pareti della colonna per evitare schizzi. Il volume degli estratti grezzi applicato è dipenda dal livello di espressione della proteina polyhistidine-etichetta; garantire il volume totale degli estratti grezzi contiene 50-60 mg o meno della proteina per mL di resina Ni-NTA (Vedi punto 1.2.4). Quando tutti gli estratti grezzi sono stati trasferiti alla colonna, è necessario aprire il rubinetto così la colonna può scarico per gravità. Questo flusso attraverso è composto di proteine che non ha fatto associare alla resina – raccogliere 100 μL per un’analisi successiva della purificazione mediante SDS-PAGE. 26 La viscosità degli estratti senza cellula grezzi può rallentare notevolmente il flusso di gravità della colonna. Per aumentare la velocità del flusso, applicare un semplice “pompa a mano”: Prendere una siringa 10 mL Luer-lock e collegarlo al tappo della colonna utilizzando un breve tratto di tubazione di plastica e raccordi Luer lock tra il tappo di colonna e la siringa. Disegnare lo stantuffo della siringa e quindi fissare strettamente il tappo di colonna nella parte superiore della colonna. Comprimere delicatamente lo stantuffo della siringa mentre manualmente valutare il tasso di flusso attraverso la raccolta di eluente in un cilindro graduato; tariffe di 1-2 mL al minuto sono compatibili con la resina e il programma di installazione. Delicatamente aumentare compressione del pistone della siringa in quanto rallenta la velocità di flusso. Per evitare l’introduzione di aria nella resina, togliere il tappo di colonna e collegato la pompa a mano quando il menisco del liquido applicato raggiunge il 5-10 mm sopra il letto di resina e consentire il volume residuo di scarico per gravità. Quando estratti grezzi libero delle cellule hanno finito drenante e la superficie della resina viene esposto nuovamente, è possibile utilizzare una pipetta Pasteur attentamente aggiungere ~ 30 mL di tampone di lavaggio refrigerato alla colonna – facendo attenzione a non per disturbare la superficie della resina. Eseguire il buffer giù le pareti della colonna per evitare schizzi. Aprire il rubinetto e permettere al tampone di lavaggio di defluire attraverso la colonna. Questo processo è rimozione proteine debolmente limitati dalla resina. Scartare l’eluente. Mentre il tampone di lavaggio è drenante, sedici anni, preparare provette microcentrifuga per la raccolta di frazioni di 1 mL. Quando il tampone di lavaggio è vuoto, e la superficie della resina viene esposto nuovamente, chiudere il rubinetto. Utilizzare una pipetta di Pasteur attentamente aggiungere ~ 30 mL di tampone di eluizione refrigerate alla colonna – facendo attenzione a non per disturbare la superficie della resina. Eseguire il buffer giù le pareti della colonna per evitare schizzi. Aprire lentamente il rubinetto e permettere al tampone di eluizione eluire la proteina di polyhistidine contrassegnati dalla colonna. Raccogliere 1 mL di eluente in ciascuna delle provette microcentrifuga contrassegnato, da 1 a 16. Testare le frazioni per proteina usando un’analisi colorimetrica della proteina come l’analisi di Bradford o spettroscopia UV-visibile secondo i metodi specifici di reagente e/o strumento Produttore27,28. Come illustrato di seguito, il saggio colorimetrico utilizzando blu di Coomassie è ridotta a un volume di 100 μL per sacrificare solo un piccolo volume da ogni frazione. Mix 3 μL di ogni frazione con 100 µ l di una proteina colorimetrica dosaggio reagenti e manualmente osservare la formazione di qualsiasi colore per indicare la presenza di proteina nella frazione; rilevamento con uno spettrometro non è necessario. Se proteina si trova in frazione 16, continuare a eluizione di frazioni di 1 mL e analisi per la proteina periodicamente, fino a quando le frazioni eluite non contengono una notevole quantità di proteine. Combinare le frazioni contenenti proteine in una provetta pulita e prelevare un campione di 100 μL per un’analisi successiva da SDS-PAGE26. Procedere con la ricostituzione del cofattore ione metallico o congelare la proteina in aliquote di mL 3 a-80 ° C. Assicurare quel 10% glicerolo è incluso nell’eluizione buffer è un crioprotettore per stabilizzare la proteina pura durante il congelamento. Quando eluizione della colonna Ni-NTA è completa, vale a dire tutte le proteine sono spento la colonna e raccolti in frazioni, passare un altro 25 mL di tampone di eluizione attraverso la colonna e memorizzare la colonna a 4 ° C in ~ 5 mL di tampone di eluizione per la conservazione a breve termine , o buffer di lisi/bind con etanolo al 20% per l’archiviazione a lungo termine. 3. la ricostituzione della proteina bersaglio con Fe2 + Aggiunta di Fe2 +Nota: Un ferro non-eme (II) associazione degli enzimi, come la l-dopa diossigenasi in questo esempio, richiede un ione Fe2 + per attività; Tuttavia, il ferro (II) si ossida facilmente a ferro (III), che è inattivo, e una frazione della proteina purifica senza qualsiasi ferro a tutti. Per iniziare la ricostituzione del metallo, ottenere 3 mL dell’enzima purificato sospesa in tampone di eluizione. Se congelato, scongelare rapidamente usando un bagno di acqua tiepida e una volta scongelati, mettere la proteina sul ghiaccio. Utilizzando il volume della proteina nel tubo, calcolare la quantità di ascorbato di sodio (198.1 g/mol) necessaria per rendere la concentrazione finale 12,5 mM nel campione. Inoltre, calcolare la quantità di ditiotreitolo (DTT, 154.25 g/mol) necessaria per rendere la concentrazione finale 12,5 mM nel campione. Aggiungere l’ascorbato di sodio solido e DTT e delicatamente, ma a fondo, mescolare per sciogliere completamente. Fare attenzione a non per causare precipitazione della proteina con miscelazione eccessivamente aggressivo. Aggiungere una piccola quantità di ferro (II) solfato eptaidrato (MW 278.01 g/mol) per il campione della proteina. Al fine di ottenere una quantità abbastanza piccola del rubinetto salata, Ferro 1 pochi millimetri granuli di FeSO4•7H2O solido fuori su un pezzo di pesano la carta, piegare la carta sopra il granulo e schiacciano con la parte piatta di una spatola di metallo. Aggiungere un granello di polvere risultante al tubo della proteina. Vortice di mescolare e un colore rosa rosato apparirà nel tubo. Incubare la soluzione rosa della proteina, il limite massimo, per 10-30 minuti sul ghiaccio. Il colore rosa si sbiadirà lentamente nel tempo. Gel filtrazione Utilizzare una colonna di gel filtrazione imballata con 10 mL di gel di poliacrilammide sferico con un limite di esclusione del peso molecolare di circa 6.000 e una gamma di dimensione di particella idratata di 90 – 180 µm in una colonna di 1.5 x 12 cm, che è anche dotata di un serbatoio da 10 mL. Garantire la colonna è dotata di inferiore e letto superiore supporta sottoforma di 30 dischi di Umm in polietilene per mantenere la resina nella colonna e prevenire il letto di resina dal funzionamento a secco. Montare la colonna di gel filtrazione per uno stand di anello. Se si utilizza una colonna di filtrazione gel pre-confezionati, rimuovere il tappo e versare il tampone in eccesso sopra il supporto del letto superiore. Per equilibrare la colonna, iniziare a riempire il serbatoio con tampone compatibile con successiva analisi e archiviazione, ad esempio, 50 mM NaH2PO4, 200 mM NaCl, 10% glicerolo pH 8.0. Se si utilizza una colonna di filtrazione gel pre-confezionati, scattare fuori la punta inferiore della colonna di gel filtrazione per avviare il flusso del buffer ed esporre il raccordo scorrevole Luer. Montare un rubinetto per la fine di slittamento di Luer della colonna, ma lasciarla aperta e consentire la colonna a gocciolare dalla forza di gravità. Quando il buffer è vuoto dalla colonna e il supporto del letto superiore è esposta, chiudere il rubinetto e aggiungere i ~ 3 mL di metalloenzimi il Fe (II) ricostituito nella colonna pipettando la soluzione sul supporto letto superiore esposta. Aprire il rubinetto e lasciare il campione intero 3,0 mL immettere la colonna dalla forza di gravità. Eliminare questi primi 3 mL di eluente. Qualsiasi colore rosa che si forma durante la manipolazione la soluzione sarà intrappolato nella parte superiore della colonna. Quando la colonna ha smesso di gocciolamento e il supporto del letto superiore è esposta, è possibile aggiungere 4 mL di tampone gel-filtrazione (ad es., 50mm NaH2PO4, 200 mM NaCl, 10% glicerolo pH 8.0) alla colonna. Aprire il rubinetto e raccogliere l’eluente in microcentrifuga su otto frazioni di 0,5 mL. Testare le frazioni per proteina usando un’analisi colorimetrica della proteina o UV-Vis27,28 , come descritto in precedenza. Combinare le frazioni contenenti proteine. Prelevare un campione per analisi di SDS-PAGE26. Procedere con l’analisi o la conservazione del campione.

Representative Results

Questi risultati rappresentativi sono stati raccolti da studenti universitari come hanno eseguito questo protocollo durante due periodi di laboratorio del corso di BCM 341: biochimica sperimentale presso Muhlenberg College. Nella figura 1 viene illustrato i risultati della purificazione di un 20 kDa poli-istidina tagged metalloenzimi, l-dopa diossigenasi, interpretato da due studenti universitari durante un periodo di 4 ore aula laboratorio e analizzati da SDS-PAGE degli stessi studenti durante un periodo di laboratorio successive. La proteina di poli-istidina etichettata è efficacemente purificato (Figura 1, lane 2). Un immunoblot del gel usando anticorpo contro il tag di poli-istidina indica che una piccola quantità della proteina dell’obiettivo di poli-istidina etichettata è perso in flusso continuo (dati non mostrati), probabilmente perché la maggiore quantità di 100 mg di proteina bersaglio nella lisato ha superato la capacità di legame della resina. Nella figura 2 viene illustrato come attività di studente-raccolti dati sulla reazione enzimatica del target taggati metalloenzimi poli-istidina, l-dopa diossigenasi, dopo ricostituzione con ferro (II) e successive di gel-filtrazione come descritto nel protocollo di nel presente documento. Il secondo cinque inizia tempo morto prima dei dati raccolti è tipico degli studenti l’esecuzione di questa tecnica per la prima volta. La robusta attività dei metalloenzimi è stata rilevata usando un’analisi pubblicata e ha reso i parametri cinetici allo steady-state coerenti con i risultati pubblicati29. Parametri cinetici allo steady-state sono stati determinati mediante raccordo il progresso curve30 mostrato in Figura 2; Tuttavia, minimi quadrati non lineari di tassi iniziali raccolti nel corso di una serie di concentrazioni nel substrato sono ugualmente possibili31. Figura 1. Analisi di26 SDS-PAGE di poli-istidina etichetta proteina prima, durante e dopo la purificazione. Corsie 1 – marcatori di peso molecolare, 2-purificato della proteina (20 kDa) post Ni-NTA, 3-Ni-NTA flusso attraverso, 4 lisi – cellulare gratis gli estratti grezzi prima della purificazione, 5 – detriti cellulari post del pellet. I campioni sono stati preparati utilizzando il buffer di caricamento del campione/5x e separati su gel di poliacrilammide prefabbricato 4-20% utilizzando un sistema di elettroforesi del gel. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura. Nella figura 2. Analisi di stato stazionario di ferro (II) ricostituito metalloenzimi (cioè, l-dopa diossigenasi, 10 µm) con substrato (l-dopa-5 µM (rosso), 25 µM (verde), 50 µM (blu)) nel tampone (fosfato di 50 mM, 200 mM NaCl, pH 8). Tracce raffigurano formazione prodotto presso 414nm. Dati di assorbanza continuamente sono stati acquisiti utilizzando le provette di metacrilato di 1 mL in una split-larghezza scansione UV-visibile spettrometro29. Dati grezzi sono adatti a un modello di Michaelis-Menten approssimazione dello stato stazionario (KM µM 30,8 ± 14.4, kgattoapparente 2.3 s-1 ± 0.05)30. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussion

Mentre l’aggiunta di tag di polyhistidine da proteine ricombinanti e loro purificazione di IMAC è diventato praticamente onnipresente in letteratura biochimica³^,⁴^,⁵, applicazioni di IMAC alla purificazione degli enzimi nella biochimica laboratorio didattico rimangono sparse, e metodi pubblicati non considerano sempre le limitazioni di risorse dell’insegnamento laboratorio²⁰. Inoltre, l’utilizzo di IMAC nel laboratorio didattico è più efficace se utilizzato insieme agli esperimenti che valutare attività e purezza, rendendo la purificazione di IMAC di un enzima un’attività didattico ideale. Al fine di estendere l’applicazione di IMAC per la purificazione degli enzimi, compreso metalloenzymes, presso il laboratorio di insegnamento, sono necessari metodi affidabili ed economici. In questo protocollo, dimostriamo benchtop IMAC utilizzando forniture laboratorio prontamente disponibili e poco costoso, affrontando anche le limitazioni nell’applicazione di IMAC a metalloproteine²², ricostituendo il ferro (II) dipendente metalloenzimi, l-dopa diossigenasi, postare purificazione. Utilizzando i reagenti e i materiali descritti, si stima che il costo dei materiali di consumo per otto gruppi di studenti è tra 500-600 dollari a semestre per eseguire questo protocollo, compresa la procedura di analisi descritta in Figura 1 e Figura 2.

A causa della facilità con cui Fe^{2 +} possibile dissociare dall’aminoacido ligandi²⁴ e la facile ossidazione del Fe^{2 +} di O₂ di Fe^{3 +}, ricostituzione del non-eme, aminoacido chelato ferroso in un metalloenzimi ricombinante è un componente tipico della purificazione enzimatica. Quando viene utilizzata la cromatografia classica, è possibile evitare la perdita totale di ferro in alcuni casi³², ma più spesso, il ferro (II) è aggiunto indietro in presenza di agenti riducenti³³^,³⁴^,³⁵^, ³⁶ spesso sotto un’atmosfera anaerobica³⁷^,³⁸^,³⁹e in alcuni casi il ferro in eccesso non è rimosso³³^,³⁴^,³⁶, che complica qualsiasi analisi successiva. Passaggi consecutivi di cromatografia classica e un’atmosfera anaerobica non sono realistici per il laboratorio dello studente non laureato, che richiede lo sviluppo di questo protocollo.

Mentre la preparazione manuale della colonna Ni-NTA e trattamento dei campioni in gran parte dalla forza di gravità prendere ulteriore tempo e fatica quando rispetto alle colonne pre-confezionate e automatizzato di strumentazione di cromatografia, la procedura manuale consentono hands-on apprendimento dello studente che si traducono in una maggiore comprensione della scienza dietro il processo. L’aggiunta di un sale di ferro (II) nelle condizioni descritte qui è particolarmente sensibile all’eccesso ditiotreitolo. Se uno studente aggiunge erroneamente un eccesso di ditiotreitolo, un evento di precipitazione è probabile. Abbiamo trovato utile richiedono agli studenti di eseguire calcoli delle quantità di reagente prima di arrivare in laboratorio, in modo tempo di laboratorio può essere utilizzato più efficacemente al banco. La purificazione di IMAC benchtop intera – da lisi cellulare per eluizione proteina – può essere realizzata in un periodo di 4 ore di laboratorio, seguita dall’analisi e ricostituzione in un periodo di laboratorio successive.

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questa pubblicazione si basa su lavori sostenuta dalla National Science Foundation Grant No. CHE 1708237.

Materials

consumables
BeadBeater 0.1mm glass beads	BioSpec Products	11079101	1 pound each
50mL Conical Tubes with Screw Caps, sterile	VWR	21008-178
Sodium chloride	Fisher Bioreagents	BP358-1
Potassium phosphate, monobasic	Acros (Fisher)	AC42420-5000
Sodium Ascorbate	Acros (Fisher)	AC35268-1000
DTT (Dithiothreitol)	Lab Scientific	D-115
Iron(II) sulfate heptahydrate	Sigmaaldrich	310077
HisPur NiNTA Resin	Fisher (pierce)	PI88221
Econo-Column Chromatography Columns – 1.5 x 20cm	Bio-Rad	737-1522	1.5 x 20 cm, 35 ml, 2ea,
Stopcock Valve, one way, female to male luer	Kimble	420163-0000	pack of 50
BD 10mL luer-loc syringe (non-sterile, without needle)	VWR	301029
Fitting for tubing: 1.6 mm Barb to Female Luer	Biorad	7318222
Fitting for tubing: 1.6 mm Barb to Male Luer	Biorad	7318225
Silicon Tubing (1.6 mm ID/0.8 mm wall, for 0.2-5 ml/min on Peristaltic Pump)	Bio-Rad	7318211	Pkg of 1, 1.6 mm ID/0.8 mm wall, 10 m, low-pressure tubing for liquid handling
Glycerol	Fisher (Pierce)	17904
Coomassie Plus (Bradford) Protein Assay	Thermo Scientitic	23236
Microcentrifuge Tubes, snap cap, 1.5mL	VWR	89000-028
Fisherbrand polystyrene disposable serological pipets	Fisher	13-676-10F
Fiserbrand universal pipet pump	Fisher	14-955-110
Fisherbrand Transfer Pipets	Fisher	13-711-9AM
Econo-Pac 10DG desalting columns	Bio-Rad	732-2010	box of 30
ExpressPlus PAGE 5x sample buffer	Genscript	MB01015	5mL (Dilute 1:5 with sample)
ExpressPlus PAGE Gel, 4-20%, 12 wells	Genscript	M42012	20 gels
Fisherbrand Disposable Cuvettes, Methyacrylate	Fisher	14-955-128	case of 500
Cuvette Caps Square Disposable	Fisher	14-385-999
L-DOPA (3,4-dihydroxyphenylalanine)	Acros	D9628-5G
Permanent Equipment:
BeadBeater 50mL chamber	BioSpec Products	110803-50SS	1 chamber
BeadBeater	BioSpec Products	1107900-101	350 ml polycarbonate chamber, rotor assembly, motor base, ice-water cooling jacket and one pound of glass beads.
Centrifuge tubes, High-Speed PPCO, 50mL	Fisher	3119-0050PK
Mini-PROTEAN Tetra Vertical Electrophoresis Cell for Mini Precast Gels, 4-gel	Bio-Rad	1658004	4-gel vertical electrophoresis system, includes electrode assembly, companion running module, tank, lid with power cables, mini cell buffer dam
PowerPac HC Power Supply	Bio-Rad	1645052	100–120/220–240 V, power supply for high-current applications, includes power cord
UV-1800 with UV-Probe Software	Shimadzu	UV-1800
Kintek Global Kinetic Explorer	Kintek Corp	version 6	https://www.kintekexplorer.com/downloads/

References

Hochuli, E., Bannwarth, W., Döbeli, H., Gentz, R., Stüber, D. Genetic Approach to Facilitate Purification of Recombinant Proteins with a Novel Metal Chelate Adsorbent. Nature Biotechnology. 6 (11), 1321 (1988).
Smith, M. C., Furman, T. C., Ingolia, T. D., Pidgeon, C. Chelating peptide-immobilized metal ion affinity chromatography. A new concept in affinity chromatography for recombinant proteins. Journal of Biological Chemistry. 263 (15), 7211-7215 (1988).
Block, H., et al. Chapter 27 Immobilized-Metal Affinity Chromatography (IMAC): A Review. Methods in Enzymology. , 439-473 (2009).
Derewenda, Z. S. The use of recombinant methods and molecular engineering in protein crystallization. Methods. 34 (3), 354-363 (2004).
Gräslund, S., et al. Protein production and purification. Nature Methods. 5 (2), 135-146 (2008).
Switzer, R. L., Garrity, L. F. . Experimental Biochemistry. , (1999).
Boyer, R. . Modern Experimental Biochemistry, 3rd Edition. , (2001).
le Maire, M., Chabaud, R., Hervé, G. . Laboratory Guide to Biochemistry, Enzymology, and Protein Physical Chemistry: A Study of Aspartate Transcarbamylase. , (2012).
Bettelheim, F. A., Landesburg, J. M. . Laboratory Experiments for General, Organic, and Biochemistry. , (2013).
Anderson, A. J. Affinity chromatography of lactate dehydrogenase: An experiment for the undergraduate biochemistry laboratory. Journal of Chemical Education. 65 (10), 901 (1988).
Boyer, R. F. Purification of milk whey α-lactalbumin by immobilized metal-ion affinity chromatography. Journal of Chemical Education. 68 (5), 430 (1991).
Moffet, D. A. From gene mutation to protein characterization. Biochemistry and Molecular Biology Education. 37 (2), 110-115 (2009).
Sommer, C. A., Silva, F. H., Novo, M. T. M. Teaching molecular biology to undergraduate biology students: An illustration of protein expression and purification*. Biochemistry and Molecular Biology Education. 32 (1), 7-10 (2004).
Wu, Y., Zhou, Y., Song, J., Hu, X., Ding, Y., Zhang, Z. Using green and red fluorescent proteins to teach protein expression, purification, and crystallization. Biochemistry and Molecular Biology Education. 36 (1), 43-54 (2008).
Ward, W. W., Swiatek, G. C., Gonzalez, D. G. Green fluorescent protein in biotechnology education. Methods in enzymology. 305, 672-680 (2000).
Kay, B. K., Winter, J., McCafferty, J. . Phage Display of Peptides and Proteins: A Laboratory Manual. , (1996).
Arkus, K. A. J., Jez, J. M. An integrated protein chemistry laboratory. Biochemistry and Molecular Biology Education. 36 (2), 125-128 (2008).
Crowley, T. E. Expression, purification, and characterization of a recombinant flavin reductase from the luminescent marine bacterium Photobacterium leiognathi. Biochemistry and Molecular Biology Education. 38 (3), 151-160 (2010).
Colabroy, K. L. A writing-intensive, methods-based laboratory course for undergraduates. Biochemistry and Molecular Biology Education: A Bimonthly Publication of the International Union of Biochemistry and Molecular Biology. 39 (3), 196-203 (2011).
Kreiling, J. L., Brader, K., Kolar, C., Borgstahl, G. E. A real-time and hands-on research course in protein purification and characterization: Purification and crystal growth of human inosine triphosphate pyrophosphatase. Biochemistry and Molecular Biology Education. 39 (1), 28-37 (2011).
Gray, C., et al. Known structure, unknown function: An inquiry-based undergraduate biochemistry laboratory course. Biochemistry and Molecular Biology Education. 43 (4), 245-262 (2015).
Kocabas, E., Hernick, M. Metalloenzymes: Use of Recombinant Protein Expression and Affinity Tags to Aid Identification of Native Metal Ion Cofactors. Biochemistry & Analytical Biochemistry. 2 (2), 1-3 (2013).
Ellis, W. R. Metalloenzymes. Reviews in Cell Biology and Molecular Medicine. , (2006).
Williams, R. J. P., Begley, T. P. Metallo-Enzymes and Metallo-Proteins, Chemistry of. Wiley Encyclopedia of Chemical Biology. , (2007).
Mierendorf, R. C., Morris, B. B., Hammer, B., Novy, R. E. Expression and Purification of Recombinant Proteins Using the pET System. Molecular Diagnosis of Infectious Diseases. , 257-292 (1998).
He, F. Laemmli-SDS-PAGE. BIO-PROTOCOL. 1 (11), (2011).
He, F. Bradford Protein Assay. BIO-PROTOCOL. 1 (6), (2011).
Johnson, M. Protein Quantitation. Materials and Methods. , (2017).
Colabroy, K. L., Hackett, W. T., Markham, A. J., Rosenberg, J., Cohen, D. E., Jacobson, A. Biochemical characterization of L-DOPA 2,3-dioxygenase, a single-domain type I extradiol dioxygenase from lincomycin biosynthesis. Arch Biochem Biophys. 479 (2), 131-138 (2008).
Johnson, K. A. Fitting enzyme kinetic data with KinTek Global Kinetic Explorer. Methods in Enzymology. , 601-626 (2009).
Kemmer, G., Keller, S. Nonlinear least-squares data fitting in Excel spreadsheets. Nature Protocols. 5 (2), 267-281 (2010).
Wang, Y. Z., Lipscomb, J. D. Cloning, overexpression, and mutagenesis of the gene for homoprotocatechuate 2,3-dioxygenase from Brevibacterium fuscum. Protein Expr Purif. 10 (1), 1-9 (1997).
Amaya, A. A., Brzezinski, K. T., Farrington, N., Moran, G. R. Kinetic analysis of human homogentisate 1,2-dioxygenase. Archives of Biochemistry and Biophysics. 421 (1), 135-142 (2004).
Johnson-Winters, K., Purpero, V. M., Kavana, M., Nelson, T., Moran, G. R. 4-Hydroxyphenyl)pyruvate Dioxygenase from Streptomyces avermitilis: The Basis for Ordered Substrate Addition. Biochimie. 42 (7), 2072-2080 (2003).
Bugg, T. D. H. Overproduction, purification and properties of 2,3-dihydroxyphenylpropionate 1,2-dioxygenase from Escherichiacoli. Biochimica et Biophysica Acta (BBA). Protein Structure and Molecular Enzymology. 1202 (2), 258-264 (1993).
Mendel, S., Arndt, A., Bugg, T. D. H. Acid-Base Catalysis in the Extradiol Catechol Dioxygenase Reaction Mechanism Site-Directed Mutagenesis of His-115 and His-179 in Escherichia coli 2,3-Dihydroxyphenylpropionate 1,2-Dioxygenase (MhpB). Biochimie. 43 (42), 13390-13396 (2004).
Viggiani, A., Siani, L., Notomista, E., Birolo, L., Pucci, P., Di Donato, A. The Role of the Conserved Residues His-246, His-199, and Tyr-255 in the Catalysis of Catechol 2,3-Dioxygenase from Pseudomonas stutzeri OX1. Journal of Biological Chemistry. 279 (47), 48630-48639 (2004).
Uragami, Y., et al. Crystal structures of substrate free and complex forms of reactivated BphC, an extradiol type ring-cleavage dioxygenase. Journal of Inorganic Biochemistry. 83 (4), 269-279 (2001).
Veldhuizen, E. J. A., et al. Steady-state kinetics and inhibition of anaerobically purified human homogentisate 1,2-dioxygenase. Biochemical Journal. 386 (Pt 2), 305-314 (2005).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Citer Cet Article

Colabroy, K. L., Mayer, K. Benchtop Immobilized Metal Affinity Chromatography, Reconstitution and Assay of a Polyhistidine Tagged Metalloenzyme for the Undergraduate Laboratory. J. Vis. Exp. (138), e58012, doi:10.3791/58012 (2018).