在这篇文章中, 我们展示了建立的克隆文化的单细胞共轭藻类物种收集从一个自然的现场。
必须建立微藻的克隆文化, 用于研究各种主题, 如生理学、遗传学、分类学和微生物学。因此, 建立克隆文化的技术极为重要。本文展示了共轭藻无性系培养的建立。从田间采集水样。随后, 细胞被隔离使用玻璃毛细管吸管, 放置在媒体, 并生长在条件适合生成克隆文化。
共轭藻类 (顺序 Zygnematales), 也被称为 conjugatophytes, 占据关键的系统发育地位, 作为最接近的生活亲属的直接祖先的土地植物1,2。在过去的几年里, 建立了藻类的克隆文化, 导致了各种各样的分类学、生理和遗传学研究。微生物的分离技术从一个自然领域有一个长的传统3,4。近年来, 采用流式细胞仪的自动隔离技术也建立了5。最常用的方法, 以获得一个单一的细胞建立克隆文化是单细胞隔离使用玻璃毛细管吸管6。这种传统的方法需要技巧和精确的实验协议。
在本文中, 我们展示了从田间样品中藻类的取样和建立单细胞共轭藻类的克隆文化, 如新月物种, 使用玻璃毛细管吸管。一个含有营养细胞的水样本是从一个田野遗址 (如湖泊、池塘或稻田) 收集的。细胞与水样分离, 使用玻璃毛细管吸管, 然后清洗。细胞是培养在一个试管中含有氮补充培养基 (CA 培养基) 在24摄氏度下, 在一个16小时 light:8-h 黑暗政权。该方法也适用于分离其他微藻生成无性系培养。
采用现有的方法, 从水样中分离出的15个细胞 (Inba1) 中, 建立了9株新月无性系培养菌株, 成功率达60%。今后将通过形态学观察和 DNA 分析等方法对物种进行鉴定, 如分子系统发育分析8。
在本方法中, 水样的新鲜度对成功率有重要意义。在野外采集后, 最好尽快将细胞从水样中分离出来。虽然新月物种的细胞 (例如, ehrenbergii, peracerosum-strigosum 护胸复合物) 可以保存在水样品约 7 d, 通过储存在 4-8 摄氏度, 细胞的隔离是可取的在收集的当天或第二天。除去目标细胞以外的任何污染物也很重要, 因此增加洗涤重复次数 (即> 3x) 可以防止土壤和细胞中的微生物对培养物造成污染。
这种技术的一个局限性是, 本协议中使用的培养基 (ca 或条件 ca 培养基) 并不总是适合所有的共轭藻类。在某些情况下, 可能需要考虑使用另一种介质, 以及不同的光和温度条件。此外, 由于很难证明某种文化是否从一个细胞中生长出来, 所以在将细胞转移到试管时, 必须准确地提取出1个细胞。因此, 每次都要用新的玻璃毛细管吸管进行转移。
用这种吸管洗涤法建立克隆文化是一种经典/标准方法, 是用来分离所需细胞进行研究的最可靠的方法。采用本方法建立了多项研究8、9、10、11共轭藻类的无性系培养。没有克隆文化, 很难分析共轭藻类。此外, 近年来,从头开始的整个基因组序列变得容易获得 (例如, 通过使用奴才纳米排序器), 并建立克隆文化将进一步促进新的排序。换言之, 这种方法是今后研究这些藻类的第一步, 以更好地了解它们的生物多样性。
为了建立稳定的文化张力, 必须在协议中准确地执行某些关键步骤。最重要的步骤是制备一个具有最佳孔径的玻璃毛细管吸管, 仅允许单个细胞通过。玻璃毛细管吸管的孔径必须略大于所感兴趣细胞的小轴长度。最佳的玻璃毛细管吸管可以通过毛细管作用吸入单个细胞。然而, 如果孔径的直径太大, 毛细管也将绘制非生物污染材料, 甚至 (a) 其他有机体, 除了目标细胞。
要获得最佳孔径的玻璃毛细管吸管, 必须注意以下几点。首先, 在加热玻璃毛细管时, 火焰的柱必须是狭窄的。其次, 当拔出巴斯德吸管时, 必须从火焰中除去它;否则, 巴斯德吸管的光圈就会崩溃。
本协议中显示的设备和容器是基本的, 可以修改。例如, 通过使用多孔板而不是用一个井观察眼镜, 可以使细胞洗涤更有效率。此外, 集装箱可以替代其他类似的。在最后一步, 通过将单个细胞转移到培养基上, 可以建立克隆培养。
准备一个灭菌容器和工作在一个罩将建立无菌 (无污染) 菌株。为了防止污染, 有必要重复清洗步骤与新鲜整除数超过3x。有时, 细菌也通过添加抗生素15消毒。
该方法侧重于 desmid (Zygnematales) 隔离, 但通过改变玻璃毛细管孔径的大小, 可以将其应用于不同大小的浮游生物的分离。
我们感谢 Hisayoshi 野崎 (东京大学)、隆 Nakada (京庆大学)、原田 Marukawa 桥本 (日本女子大学) 和博行 Sekimoto (日本女子大学)。我们要感谢评价员的意见。这项研究得到了日本科学促进协会 (26440223 号和 15H04413) 资助的资助, 并得到了来自新科技发展基金会的赠款, Tsuchikane。
Sampling | |||
Plankton net | RIGO, Japan | N-NO380T | Mesh size: 32 µm |
Portable microscope (e.g., Nature Scope FABRE) | Nikon, Japan | JAN: 4960759 206725 | Magnification: 20× |
Loupe (e.g., Peak 1985 Steinheil System Magnifier) | Tohkai Sangyo Co. Ltd., Japan | 1985-20 | Magnification: 20× |
Spuit | EIKEN CHEMICAL CO. LTD. Japan | Sterile spuit No.4 | |
50 mL Tube (50 mL centrifuge tubes with screw caps) | Labcon, USA | 3181-345-008 | |
Bottle (100 mL Polycarbonate bottle) | AS ONE Corporation, Japan | 1-7403-01 | |
60 mm dish | Asahi glass Co. Ltd., Japan | 1010-060 | For observation of algae. 60 mm/non-treated dish |
Preparation of a micropipette | |||
Pasteur pipettes (cotton plugged 9” Pasteur Pipettes) | Fisher Scientific, USA | 13-678-8B | 7 × 225 mm |
Rubber bulb (SPOID SILICONE, 1 cc) | AS ONE Corporation, Japan | 5-5669-01 | 10 × 40 mm |
Stainless forceps | AS ONE Corporation, Japan | PT-09 | 110 mm |
Single-cell isolation | |||
Watch glass (Blood reaction board) | Sekiya Rika Co., Ltd, Japan | F14-155-030 | to rinse cells during isolation. 22 mm diameter and 1 mm depth |
Threaded test tubes | Fujimotorika, Co., Ltd, Japan | XX142 | 18 Ø × 170 mm |
Inverted light microscope | Olympus, Tokyo, Japan | CKX41N | for isolation of algae. |
Plastic dish | Asahi glass Co. Ltd., Japan | SH90-15E | 90 × 15 mm |