Tracking von Drosophila Larven Verhalten als Reaktion auf optogenetische Stimulation der olfaktorischen Neuronen
Summary
Dieses Protokoll analysiert Navigations Verhalten von Drosophila Larve in Reaktion auf die gleichzeitige optogenetische Stimulation der olfaktorischen Neuronen. 630 nm Wellenlänge wird verwendet, um einzelne olfaktorischen Neuronen mit dem Ausdruck einer rot-verschoben Kanal Rhodopsin zu aktivieren. Larval Bewegung gleichzeitig verfolgt, digital erfasst und mit individuell geschriebenen Software analysiert.
Abstract
Die Fähigkeit der Insekten zu navigieren in Richtung Geruch Quellen basiert auf die Aktivitäten von ihr erster Ordnung olfaktorischen Rezeptor Neuronen (ORNs). Während eine beträchtliche Menge an Informationen über ORN Antworten auf Geruchsstoffe generiert wurde, bleibt die Rolle der spezifischen ORNs in Fahrt Verhaltensreaktionen schlecht verstanden. Komplikationen bei Verhalten Analysen entstehen durch verschiedene Volatilitäten von Geruchsstoffen, die einzelnen ORNs, mehrere ORNs durch einzelne Riechstoffe und die Schwierigkeit bei der Replikation natürlich beobachteten zeitlicher Variationen in olfaktorische Reize mit aktiviert aktivieren konventionelle Geruch-Liefermethoden im Labor. Hier beschreiben wir eine Protokoll, die Drosophila Larven Verhalten in Reaktion auf die gleichzeitige optogenetische Stimulation von seiner ORNs analysiert. Die hier verwendete optogenetische-Technologie ermöglicht Spezifität der ORN Aktivierung und präzise Steuerung der zeitlichen Muster der ORN Aktivierung. Entsprechenden Larven Bewegung wird nachverfolgt, digital erfasst und mit individuell erstellten Software analysiert. Geruch-Reize durch Lichtreize ersetzen, ermöglicht diese Methode für eine präzisere Steuerung der einzelnen ORN Aktivierung um ihre Auswirkungen auf die Larven Verhalten zu studieren. Unsere Methode konnte weiter ausgebaut werden, um die Auswirkungen von zweiter Ordnung Projektion Neuronen (PNs) sowie lokale Neuronen (LNs) auf Larven Verhalten zu untersuchen. Diese Methode ermöglicht somit eine umfassende Dissektion der olfaktorischen Schaltung Funktion und Ergänzung Studien wie olfaktorischen Neuronen Aktivitäten übersetzen im Verhalten Antworten.
Introduction
Olfaktorische Informationen in eine Drosophila Larve Umgebung ist von nur 21 funktional unterschiedliche ORNs, die Aktivitäten spürte davon letztlich Larven Verhalten1,2,3,4bestimmen. Jedoch ist relativ wenig über die Logik bekannt durch die sensorischer Informationen an den Aktivitäten der diese 21 ORNs codiert ist. Es muss somit die funktionale Beiträge jedes Larven ORN Verhalten experimentell zu messen.
Obwohl das sensorische Reaktionsschema des gesamten Repertoires von Drosophila Larven ORNs in Detail1,4,5, die Beiträge der einzelnen ORNs, die olfaktorische Schaltung und damit untersucht worden Navigations Verhalten bleiben weitgehend unbekannt. Schwierigkeiten im Larvenstadium Verhalten Studien bisher aufgrund der Unfähigkeit, räumlich und zeitlich einzelne ORNs aktivieren. Ein Gremium von Geruchsstoffen, die speziell 19 der 21 Drosophila Larven ORNs aktivieren wurde kürzlich beschriebenen1. Jeder Geruchsstoff im Bereich bei niedrigen Konzentrationen löst eine physiologische Reaktion nur von seinen Verwandten ORN. Jedoch bei höheren Konzentrationen, die normalerweise für konventionelle Verhalten Assays verwendet werden, löst jeder Geruchsstoff physiologische Reaktionen von mehreren ORNs1,5,6. Darüber hinaus haben Geruchsstoffe in diesem Panel Volatilitäten variiert, die Interpretation von Verhalten Studien erschweren, die Bildung von stabilen Geruch Gradienten7,8abhängen. Zu guter Letzt müssen natürlich auftretenden Geruch Reize eine zeitliche Komponente, die schwer unter Laborbedingungen nachzuahmen ist. Es ist daher wichtig, eine Methode zu entwickeln, die Larven Verhalten messen kann, während gleichzeitig individuelle ORNs in einer räumlichen und zeitlichen Weise aktivieren.
Hier zeigen wir, dass eine Methode, die Vorteile gegenüber den zuvor beschriebenen Larven Tracking hat1,8Proben. Der Tracking-Test in Gershow Et Al. beschrieben verwendet weiterhin ein stabiles Gefälle von Geruch im Verhalten Arena8elektronisch gesteuerte Ventile. Aufgrund der komplexen Technik beteiligt, die Geruch Reiz Einrichtung zu bauen, ist diese Methode jedoch schwierig, in anderen Labors zu replizieren. Weitere, ungelöste Fragen zur Verwendung von Geruchsstoffen, gezielt einzelne ORNs aktivieren. Die Tracking-Assay in Mathew Et Al. beschrieben verwendet ein einfacheres Geruch-Delivery-System, aber die resultierende Geruch Steigung ist abhängig von der Volatilität der Test Geruchsstoff und ist instabil für lange Laufzeiten der Assay-1. So Geruch Impulse durch Lichtreize ersetzen, unsere Methode hat die Vorteile der Spezifität und präzise zeitliche Steuerung der ORN Aktivierung und richtet sich nicht auf die Bildung von Geruch Gradienten in verschiedenen stärken.
Unsere Methode ist einfach einzurichten und eignet sich für Forscher interessiert Aspekte der Drosophila Larven Navigation zu messen. Diese Technik könnte zu Fremdsystemen Modell angepasst werden, vorausgesetzt, dass die Forscher in der Lage, die Expression von CsChrimson in ihre Lieblings-System Neuron(s) Wahl zu fahren ist. CsChrimson ist ein rot-verschoben Version des Kanals Rhodopsin. Die Aktivierung erfolgt bei Wellenlängen, die für die Larve Phototaxis System unsichtbar sind. Wir sind daher in der Lage, die Aktivität der Neuronen mit Genauigkeit, Zuverlässigkeit und Reproduzierbarkeit9zu manipulieren. Durch Ändern der individuell erstellten Software um Größenänderungen der Themen Rechnung zu tragen, könnte diese Methode leicht kriechende Larven von anderen Insektenarten angepasst werden.
Protocol
Representative Results
Discussion
Wir hier eine Methode, die für die Messung von Drosophila Larven Verhalten als Reaktion auf gleichzeitige optogenetische Aktivierung der olfaktorischen Neuronen ermöglicht. Zuvor beschriebenen Larven tracking Methoden1,8 verwenden verschiedene Geruch-Delivery-Technologie um ORNs zu aktivieren. Jedoch können diese Methoden für die Spezifität oder zeitlichen Muster der ORN Aktivierung nicht kontrollieren. Unsere Methode überwindet diese Defizite durc…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Diese Arbeit wurde von Startup-Fonds von der University of Nevada, Reno und NIGMS des National Institute of Health unter Grant-Nummer P20 GM103650 unterstützt.
Materials
| Video camera to capture larval movement | |||
| CCD Camera | Edmund Optics | 106215 | |
| M52 to M55 Filter Thread Adapter | Edmund Optics | 59-446 | |
| 2" Square Threaded Filter Holder for Imaging Lenses | Edmund Optics | 59-445 | |
| RG-715, 2" Sq. Longpass Filter | Edmund Optics | 46-066 | |
| Electronics for optogenetic setup | |||
| Raspberry Pi 2B | RASPBERRY-PI.org | RPI2-MODB-V1.2 | |
| 3 Channel programmable power supply | newegg.com | 9SIA3C62037092 | |
| 8 Channel optocoupler relay | amazon.com | 6454319 | |
| 630nm Quad-row LED strip lights | environmentallights.com | red3528-450-reel | |
| 850nm LED strips | environmentallights.com | wp-4000K-CC5050-60×2-kit | |
| Software | |||
| Matlab | Mathworks Inc. | ||
| Ubuntu MATE v16.04 | Nubuntu | https://github.com/yslo/nubuntu | |
| Other items | |||
| Plexiglass black acrylic | Home Depot | MC1184848bl | |
| Fly food and other reagents | |||
| Nutrifly fly food | Genesee Scientific | 66-112 | |
| Agarose powder | Genesee Scientific | 20-102 | |
| 22cm X 22cm square petri-dish | VWR Inc. | 25382-327 | |
| DMSO | Sigma-Aldrich | D2650 | |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | 84097 | |
| All trans-retinal | Sigma-Aldrich | R2500 | |
| Flies | |||
| UAS-IVS-CsChrimson | Bloomington Drosophila Stock Center | 55134 | |
| Orco-Gal4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 26818 | |
| Or42a-Gal4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 9970 | |
| Or7a-Gal4 | Bloomington Drosophila Stock Center | 23907 |
References
- Mathew, D., et al. Functional diversity among sensory receptors in a Drosophila olfactory circuit. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 2134-2143 (2013).
- Ramaekers, A., et al. Glomerular maps without cellular redundancy at successive levels of the Drosophila larval olfactory circuit. Current biology : CB. 15, 982-992 (2005).
- Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. Molecular, anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system. Current biology : CB. 15, 1535-1547 (2005).
- Kreher, S. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular basis of odor coding in the Drosophila larva. Neuron. 46, 445-456 (2005).
- Kreher, S. A., Mathew, D., Kim, J., Carlson, J. R. Translation of sensory input into behavioral output via an olfactory system. Neuron. 59, 110-124 (2008).
- Hallem, E. A., Carlson, J. R. Coding of odors by a receptor repertoire. Cell. 125, 143-160 (2006).
- Monte, P., et al. Characterization of the larval olfactory response in Drosophila and its genetic basis. Behav Genet. 19, 267-283 (1989).
- Gershow, M., et al. Controlling airborne cues to study small animal navigation. Nature methods. 9, 290-296 (2012).
- Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature methods. 11, 338-346 (2014).
- Hernandez-Nunez, L., et al. Reverse-correlation analysis of navigation dynamics in Drosophila larva using optogenetics. eLife. 4, (2015).
- Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
- Kabra, M., Robie, A. A., Rivera-Alba, M., Branson, S., Branson, K. JAABA: interactive machine learning for automatic annotation of animal behavior. Nature methods. 10, 64-67 (2013).
- Newquist, G., Novenschi, A., Kohler, D., Mathew, D. Differential contributions of Olfactory Receptor Neurons in a Drosophila olfactory circuit. eNeuro. 3, (2016).
- Schulze, A., et al. Dynamical feature extraction at the sensory periphery guides chemotaxis. eLife. 4, (2015).
- Tastekin, I., et al. Role of the Subesophageal Zone in Sensorimotor Control of Orientation in Drosophila Larva. Current Biology. 25, 1448-1460 (2015).
- Famiglietti, E. V., Kolb, H. Structural basis for ON-and OFF-center responses in retinal ganglion cells. Science. 194, 193-195 (1976).
- Luo, L., et al. Bidirectional thermotaxis in Caenorhabditis elegans is mediated by distinct sensorimotor strategies driven by the AFD thermosensory neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111, 2776-2781 (2014).
- Berck, M. E., et al. The wiring diagram of a glomerular olfactory system. eLife. 5, (2016).
